Summary
En metode for utvinning av kofaktor F420 fra rene kulturer ble optimalisert for flytende kromatografisk separasjon og analyse av F420 hale lengde i ren kultur og miljøprøver.
Abstract
Cofactor F420 spiller en sentral rolle som hydridbærer i den primære og sekundære metabolismen av mange bakterielle og arkaeale taxa. Kofaktoren er mest kjent for sin rolle i metanogenese, hvor det letter termodynamisk vanskelige reaksjoner. Ettersom den polyglutamat hale varierer i lengde mellom ulike organismer, lengde profil analyser kan være et kraftig verktøy for å skille og karakterisere ulike grupper og veier i ulike habitater. Her beskriver protokollen utvinning og optimalisering av kofaktor F420-deteksjon ved å bruke fastfaseutvinning kombinert med høyytelses væskekromatografianalyse uavhengig av kulturelle eller molekylære biologiske tilnærminger. Metoden ble brukt for å få ytterligere informasjon om uttrykket av cofactor F420 fra mikrobielle samfunn i jord, anaerob slam og rene kulturer og ble evaluert ved spiking eksperimenter. Dermed lyktes studien i å generere forskjellige F420 halelengdeprofiler for hydrogenotrofiske og acetoklastiske metanogener i kontrollerte metanogene rene kulturer, så vel som fra miljøprøver som anaerob fordøyelsesslam og jord.
Introduction
F420 er en utbredt, men ofte forsømt kofaktor, som fungerer som en obligatorisk to-elektronhydridbærer i primære og sekundære metabolske prosesser av både Arkaea og Bakterier1,2. F420 er en 5-deazaflavin og strukturelt lik flavins, hvorved dens kjemiske og biologiske egenskaper er mer sammenlignbare med de av NAD + eller NADP +. På grunn av substitusjon av nitrogen med karbon i posisjon 5 av isoalloksazinen, er det et sterkt reduktant, og viser dermed et lavt standard redokspotensial på -340 mV1,3. F420 består av en 5-deazaflavin ring og en 2-fosfo-L-laktat linker (F420-0). En oligoglutamathale som inneholder n +1 glutamatmonomerer kan festes til molekylet (F420-n+1)4.
I lang tid har cofactor F420 vært utelukkende forbundet med Archaea og Actinobacteria. Dette har i stor grad blitt veltet. Nyere analyser viste at F420 er fordelt på forskjellige anaerobe og aerobe organismer av phyla Proteobacteria, Chloroflexi, og potensielt Firmicutes som bor i et utall habitater som jord, innsjøer og den menneskelige tarmen1,5. I 2019 viste Braga et al.6 at proteobakterien Paraburkholderia rhizoxinica produserer et unikt F420-derivat, som inneholder et 3-fosfoglyserat i stedet for en 2-phospholactate hale, som kan være utbredt i ulike habitater. Innenfor domenet Archaea har F420 blitt funnet i flere avstamninger, inkludert methanogenic7, methanotrophic8,9, og sulfatreduserende ordrer10, og skal produseres i Thaumarchaeota11. F420 er best kjent som et essensielt redoks koenzym i hydrogenotrofisk og metytrofisk metanogenese. Den reduserte formen for F420 (F420H2) fungerer som elektrondonor for reduksjon av metylentrahydromethanopterin (metylen-H4MPT, Mer) og methenyl-H4MPT12,13. Den kan også brukes som elektronbærer i H2-uavhengige elektrontransportveier av metanogener som inneholder cytokromer12,14. Videre har den oksiderte formen av F420 en karakteristisk blågrønn fluorescens ved eksitasjon ved 420 nm, noe som letter påvisning av metanogener mikroskopisk (figur 1). På grunn av sitt lave redokspotensial letter F420 (i) den eksogene reduksjonen av et bredt spekter av ellers tilbakevendende eller giftige organiske forbindelser, (ii) syntese av tetracyklin og lincosamid antibiotika eller fytotoksiner i streptomycetes (phylum Actinobacteria), og (iii) resistens mot oksidativt eller nitrosativt stress eller andre ugunstige forhold i mykobakterier (phylum Actinobacteria)1,5,15, 16,17,18,19,20,21,22. Følgelig er F420-avhengige oksidoreductaser lovende biokakalysatorer for industrielle og farmasøytiske formål, samt for bioremediering av forurensede miljøer1,23. Til tross for disse nylige funnene er de eksakte rollene til kofaktoren F420 fortsatt marginalt kjent i Actinobacteria eller annen bakteriell phyla.
Det er minst tre veier for F420 biosyntese2,6,24. I begynnelsen er biosyntesebanen delt inn i en 5-deazaflavin biosyntese og en 2-phospholactate metabolisme gren. Den reaktive delen av F420-molekylet syntetiseres via FO-syntase ved hjelp av substratene tyrosin og 5-amino-6-ribitylamino-2,4(1H, 3H)-pyrimidindione. Resultatet er riboflavin nivå kromofor FO. Innenfor den nåværende aksepterte laktatmetabolismegrenen er L-laktat fosforylert til 2-fosfo-L-laktat av en L-laktatkinase (CofB); 2-fosfo-L-laktat, i sin tur, er guanylated til L-laktyl-2-difosfo-5'-guanosin med 2-fosfo-L-laktat guanylyltransferase (CofC). I neste trinn er L-laktyl-2-difosfo-5'-guanosin knyttet til FO med en 2-fosfo-L-laktat transferase (CofD) for å danne F420-02. Til slutt ligater enzymet F420-0:ɣ-glutamyl ligase (CofE) glutamatmonomerer til F420-0, og danner den endelige cofactor6 i varierende tall23,25. Ulike organismer viser forskjellige mønstre i antall vedlagte glutamatrester, med kortere haler funnet for metanogener enn i mykobakterier2,25,26. Generelt viser metanogener hale lengder fra to til tre, med opptil fem i acetoklastisk methanogen, Methanosarcina sp., mens hale lengder funnet i Mycobacterium sp. varierte fra fem til syv glutamatrester2,25,26,27. Nyere funn viste imidlertid at langkjedet F420 binder seg til F420-avhengige oksidoreductaser med høyere affinitet enn kortkjedet F420; Videre øker bundet langkjedet F420 substrataffiniteten, men reduserer omsetningshastigheten til respektive enzymer23.
Påvisning av cofactor F420 er ofte basert på fluorescens. Dermed ble dens oligo glutamatavledninger skilt ved hjelp av omvendt fase (RP)-HPLC27,28. Nylig brukte Ney et al. tetrabutylammoniumhydroksid som et ionparerende reagens for den negativt ladede glutamathalen for å forbedre separasjonen på RP-HLPC vellykket5. Her presenterer vi en metode for fremstilling av prøver, etterfølgende lysis, ekstraksjon, rensing, separasjon og kvantifisering av cofactor F420, ikke bare fra rene kulturer, men også fra forskjellige miljøprøver (dvs. jord og fordøyelsesslam).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
MERK: Ekstraksjon og analyse av cofactor F420 er en tre-trinns prosess, inkludert prøvelys, kofaktorforrensing via fastfaseutvinning (SPE), og kofaktordeteksjon via ionparert-RP-HPLC (IP-RP-HPLC) med fluorescensdeteksjon. Før oppstart må materialer og reagenser klargjøres som angitt i tabell 1.
1. Prøve lysis
- Tilsett opptil 5 g prøve på passende rør (f.eks. 50 ml koniske rør).
- Tilsett 5 ml lysisbuffer (2x lagerløsning, tabell 1) i prøvene.
- Ta med til et endelig volum på 10 ml med destillert vann for å nå en endelig konsentrasjon på 0,5 g·ml-1.
- Virvel de fortynnede prøvene i 20 s.
- Autoklav i 30 min ved 121 °C.
- For tørre prøver som skogsjord, ta til et sluttvolum på 20 ml med destillert vann etter autoklavering og virvel den fortynnede prøven.
FORSIKTIG: Temperaturøkning under autoklavering kan føre til at rørene brister.
2. Forrensing av kofaktor F 420 via fastfaseutvinning (SPE)
MERK: Alle trinnene i SPE utføres ved romtemperatur
- Avkjøl prøvene til romtemperatur.
- Sentrifuger de autoklavede prøvene i 5 min ved 11 000 x g.
- Forbered 5 ml SPE-kolonner fylt med 100 mg svak anion blandet modus polymer sorbent.
- Kondisjoner anionveksleren med 3 ml metanol (tilstandsløsning, tabell 1).
- Likevekt anionveksleren med 3 ml destillert vann (likevektsløsning, tabell 1).
- Last opp til 9,0 ml av supernatanten fra sentrifugert lysat på SPE-kolonnen.
- Vask bort urenheter med 5 ml 25 mM ammoniumacetat (SPE-vaskeoppløsning 1, tabell 1).
- Vask bort urenheter med 5 ml metanol (SPE vaskeoppløsning 2, tabell 1).
- Elute cofactor F420 i 1,0 ml elutionbuffer (tabell 1).
MERK: Klargjør fersk elutionbuffer. På grunn av det påførte vakuumet og det høye damptrykket til elutionbufferen, kan elutionvolumene avvike fra prøve til prøve. For å sikre det samme endelige volumet i alle prøvene, anbefales det å veie oppsamlingsfartøyene før og etter elution og beregne det effektive elutionvolumet. Balanser forskjellene ved å legge til elutionbuffer.
3. Påvisning av cofactor F420
- Sett ovnen på 40 °C og fluorescensdetektoren til 420 nm utryddelsesbølgelengde og 470 nm utslippsbølgelengde. Oppnå separasjon via graderingsmodus ved hjelp av mobile faser A og B (tabell 1): 0-3 min: 26% B; 3-24 min: 26%-50% B; 24-25 min: 50% B; 25-27 min: 50%-26% B; 27-35 min: 26% B med en strømningshastighet på 0,75 ml·min-1.
MERK: Garantere likevekt av kolonneforhold før innsetting av prøver ved å skylle kolonnen minst med 3 kolonnevolumer på 74 % mobil fase A og 26 % mobil fase B (tabell 1).- Filtrer de eluterte prøvene fra SPE til HPLC-hetteglassene ved hjelp av et PTFE-filter med en porestørrelse på 0,22 μm.
MERK: PTFE-filtre med en porestørrelse på 0,22 μm anbefales. - Injiser 50 μL av den eluterte prøven på HPLC-systemet for å analysere kofaktor F420-sammensetningen og konsentrasjonen.
MERK: Siden ingen kvantitativ standard brukes i denne protokollen, må prøver og varianter sammenlignes med toppområdet.
- Filtrer de eluterte prøvene fra SPE til HPLC-hetteglassene ved hjelp av et PTFE-filter med en porestørrelse på 0,22 μm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Rene kulturer av Methanosarcina thermophila og Methanoculleus thermophilus, begge termofile methanogene Arkaea, ble dyrket i egnede medier som beskrevet tidligere29,30. For Methanosarcina thermophila ble metanol brukt som energikilde, mens Methanoculleus thermophilus ble dyrket på H2/CO2. Veksten ble kontrollert ved mikroskopisk evaluering, mens aktiviteten ble undersøkt via måling av metan (CH4) ved gasskromatografi som beskrevet tidligere31. Rene kulturer ble brukt til utvinning av cofactor F420 i henhold til den presenterte protokollen. I tillegg ble miljøprøver inkludert prøver fra et mesofilt biogassreaktorslam (avløpsrenseanlegg, Zirl, Østerrike; for detaljer om slamparametere, se 32), en landbruksbrukt eng (Innsbruck, Østerrike) og skogjord (Lans, Østerrike) tatt høsten 2020 for utvinning og analyse av cofactor F420.
Veksten av rene kulturer har blitt verifisert ved mikroskopi (figur 1), med produsert CH4 analysert via gasskromatografi i løpet av 14 dager med inkubasjon (data ikke vist). Effektiviteten til cofactor F420 ekstraksjon fra rene kulturer ble testet ved å bruke forskjellige oppløsningsstrategier: beat-beating ved hjelp av 0,5-1,0 mm keramiske beats, ultralydbehandling og trykktemperatur oppløsning ved hjelp av 121 ° C og 1,2 bartrykk (autoklavering). Maksimal utvinningseffektivitet ble tydelig ved bruk av trykktemperaturbehandling ved bruk av en buffer som beskrevet i protokolldelen og ble dermed ytterligere anvendt for alle påfølgende eksperimenter (figur 2). Ekstraksjonseffektivitetstester ble utført via standard tillegg av forskjellige volumer av en velvoksende Methanoculleus thermophilus-kultur . Videre var sammenligningen av forskjellige prøver og varianter basert på toppområde fra kromatogrammer.
Deretter ble celleekstrakter utsatt for en spe-prosedyre (solid phase extraction). Til dette formål ble forskjellige ionvekslere testet. Det viste seg at en svak anion blandet modus polymer sorbent ga den høyeste mengden cofactor F420 etter elution. I tillegg ble forskjellige elutionbuffere og vaskeløsninger testet og viste de beste resultatene for 25 mM ammoniumacetat som vaskebuffer og en blanding av NH3 i metanol som en elutionbuffer. Metanol fra elution trinnet kan byttes etter elution med vann via en vakuum-temperatur behandling.
HPLC-analyse av kofaktor F420 ble testet med forskjellige C18-kolonner med de beste resultatene for systemkonfigurasjonen oppnådd under den presenterte studien med en NX C18-kolonne. En standard som inneholder en kjent fordeling av F420-derivater med varierende glutamathalelengde ble brukt til referanseformål. Denne standarden ble vennlig levert av prof. Colin Jackson fra Australian National University. Analyse av glutamathalelengde avdekket forskjeller i den totale konsentrasjonen av kofaktor F420 og fordelingen av F420 halelengde av metanogene rene kulturer og miljøprøver (figur 3).
| Buffer | Komposisjon |
| Lysis buffer (2x lagerløsning) | 200 mM kaliumdihydrogenfosfat (KH2PO4) 50 mM etylendiamintetraketisk syre (EDTA) 1 % (w/v) polysorbat 80 (Tween 80) pH 7.0 med 5 M natriumhydroksidoppløsning |
| SPE-kondisjoneringsløsning | Metanol (HPLC-klasse) |
| SPE likevektsløsning | Destillert vann 0,2 μm filtrert |
| SPE vaskeløsning 1 | 25 mM ammoniumacetat |
| SPE vaskeløsning 2 | Metanol (HPLC-klasse) |
| SPE elution buffer | 2 % (v/v) ammoniakk i metanol ved å fortynne 20 %–25 % vandig ammoniakkoppløsning i metanol |
| HPLC mobil fase A | 10 mM tetrabutylammoniumhydroksid (TBAH) 20 mM di-ammonium hydrogenfosfat ((NH4)2HPO4) pH 7,0 med 85 % fosforsyre |
| HPLC mobil fase B | Acetonitril (HPLC-klasse) |
Tabell 1: Buffer- og mobilfasesammensetning for solidfaseutvinning (SPE) og HPLC-analyse.
Figur 1: Fluorescerende metanogene ren kultur. Visualisering av Methanosarcina thermophila via (A) fasekontrastmikroskopi og via (B) fluorescensmikroskopi når cofactor F420 er begeistret for UV-lys (eksitasjon ved 395-440 nm og utslipp ved 475-495 nm). Skalalinje: 10 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Standard tillegg. Toppareal av gjenvunnet cofactor F420 etter SPE fra 1,0 g matrise pigget med forskjellige volumer av M. thermophilus kulturer. Matrix ble endret med 0 μL, 250 μL, 500 μL, 750 μL og 1000 μL kultur og utsatt for forskjellige oppløsningsstrategier: beat-beating, ultralydbehandling og trykktemperatur oppløsning (autoklavering). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Glutamat hale lengdefordeling. Kofaktor F420 hale lengde distribusjon av rene kulturer og miljøprøver. Fra topp til bunn: landbruksbruk eng (jord), skog (jord), mesofil biogassreaktor, ren kultur av M. thermophilus og ren kultur av M. thermophila. Relativ absorbans ble beregnet ved normalisering på den høyeste toppen innenfor det viste kromatogrammet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
For evaluering av cofactor F420 fra metanogene rene kulturer kan det utføres en mikroskopisk evaluering for å visualisere veksten og aktiviteten (fluorescensmikroskopi) av de involverte mikroorganismer (figur 1). For prøver som stammer fra naturlige miljøer, er bruken av mikroskopi for å oppdage eller kvantifisere F420 begrenset på grunn av forstyrrelser med andre fluorescerende mikroorganismer, organiske og uorganiske partikler. I denne sammenhengen kan utvinning av F420 og påfølgende fluorometrisk analyse ved hjelp av HPLC, som beskrevet tidligere5, ikke bare gi informasjon om den totale konsentrasjonen av kofaktor F420 , men også på polygutamat halelengdefordeling.
For utvinning av cofactor F420 ble det vist seg at en trykktemperaturbehandling var svært effektiv (figur 2) og er i samsvar med tidligere funn5,27,33. Via denne metoden og bruk av et fosfatbufferlysesystem inkludert EDTA og polysorbat, ble de høyeste konsentrasjonene av kofaktor F420 hentet fra metogene rene kulturer som inneholder høye konsentrasjoner av faktoren. Videre (og i forhold til de andre testede celleforstyrrelsesmetodene), er trykktemperaturbehandlingen lett anvendelig og materialbesparende.
SPE ble utført for å muliggjøre en nedstrøms HPLC-analyse med sikte på bestemmelse av kofaktor F420 polyglutamat hale lengde distribusjon i en prøve. Blant ulike ionvekslere viste en svak anion blandet modus polymer sorbent den beste ytelsen og tillater effektiv binding av kofaktoren F420 til matrisen for vaskeformål, samt dens etterfølgende fjerning fra ekstraksjonsmatrisen etter vasking av uønskede biprodukter. Til dette formål viste grunnleggende metanol seg best.
Gjennom den presenterte metoden kunne ulike rene kulturer og miljøprøver analyseres reprodusert med hensyn til medfaktor F420 (figur 3). Selv prøver som jord eller slam som inneholder høye proporsjoner av uønskede biprodukter, kan analyseres ved den presenterte prosedyren. Derfor ble nedstrømsanalyse via HPLC vellykket implementert for å analysere den totale konsentrasjonen av F420 og lengdefordelingen av polyglutamathalene til F420 derivater. Påvisning av høye nivåer av F420 i jord og andre prøver støtter Ney et el.5, som foreslo at kofaktoren er utbredt i aerobe jordbakterier basert på genomisk og metagenomisk analyse.
For å oppsummere er dette den første protokollen som tar sikte på å trekke ut og analysere cofactor F420 , ikke bare fra rene kulturer, men også fra miljøprøver som jord eller slam. Det mest kritiske trinnet i å trekke ut F420 fra miljøprøver er SPE som trengs for forhåndsopprydding av lysater for påfølgende HPLC-analyse. Den presenterte protokollen vil være nyttig for fremtidige prosjekter for å avdekke F420s rolle i ulike miljøer og bioprosesser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Vi takker takknemlig prof. Colin Jackson for støtten med renset medfaktor F420. Denne forskningen ble støttet av Tyrolsk vitenskapsfond (TWF) og Universität Innsbruck (Publikationsfonds). Vi anerkjenner i stor grad støtten fra GPS, HK, SB, GG og HB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave | |||
| Biocompatible HPLC system equipped with gradient modul, oven and fluorescence detector | Shimadzu | HPLC system | |
| Centrifuge and rotor for 50 mL “Falcon” tubes (11.000 rcf) and appropriate tubes | |||
| HPLC Column: Gemini NX C18, 5 μm, 150 x 3 mm | Phenomenex | HPLC column | |
| PTFE filter (pore size 0.22 µm) to remove particulate matter prior HPLC analysis | |||
| Resin for SPE: Strata-X-AW 33 μm as weak anion mixed-mode polymeric sorbent | Phenomenex | weak anion mixed-mode polymeric sorbent | |
| Vacuum manifold for SPE and appropriate collection tubes | SPE equipment | ||
| Vortex mixer |
References
- Greening, C., et al. Physiology, biochemistry, and applications of F420- and Fo-dependent redox reactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 80 (2), 451-493 (2016).
- Bashiri, G., et al. A revised biosynthetic pathway for the cofactor F420 in prokaryotes. Nature Communications. 10 (1), 451 (2019).
- Grinter, R., Greening, C. Cofactor F420: an expanded view of its distribution, biosynthesis, and roles in bacteria and archaea. FEMS Microbiology Reviews. , (2021).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Proposed structure for coenzyme F 420 from methanobacterium. Biochemistry. 17 (22), 4583-4593 (1978).
- Ney, B., et al. The methanogenic redox cofactor F420 is widely synthesized by aerobic soil bacteria. The ISME Journal. 11 (1), 125-137 (2017).
- Braga, D., et al. Metabolic pathway rerouting in Paraburkholderia rhizoxinica evolved long-overlooked derivatives of coenzyme F420. ACS Chemical Biology. 14 (9), 2088-2094 (2019).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Distribution of coenzyme F420 and properties of its hydrolytic fragments. Journal of Bacteriology. 140 (1), 20-27 (1979).
- Michaelis, W., et al. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. Science. 297 (5583), 1013-1015 (2002).
- Knittel, K., Lösekann, T., Boetius, A., Kort, R., Amann, R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps. Applied and Environmental Microbiology. 71 (1), 467-479 (2005).
- Lin, X. -L., White, R. H. Occurrence of Coenzyme F420 and Its y-Monoglutamyl derivative in nonmethanogenic archaebacteria. Journal of Bacteriology. 168 (1), 444-448 (1986).
- Spang, A., et al. The genome of the ammonia-oxidizing Candidatus Nitrososphaera gargensis: insights into metabolic versatility and environmental adaptations. Environmental Microbiology. 14 (12), 3122-3145 (2012).
- Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation and hydrogenase function in methanogenic archaea, in particular the genus Methanosarcina. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 83 (4), (2019).
- Lupa, B., Hendrickson, E. L., Leigh, J. A., Whitman, W. B. Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Applied and Environmental Microbiology. 74 (21), 6584-6590 (2008).
- Kulkarni, G., Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation via hydrogen cycling in the methanogenic archaeon Methanosarcina barkeri. mBio. 9 (4), (2018).
- Purwantini, E., Gillis, T. P., Daniels, L. Presence of F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase in Mycobacterium and Nocardia species, but absence from Streptomyces and Corynebacterium species and methanogenic Archaea. FEMS Microbiology Letters. 146 (1), 129-134 (1997).
- Purwantini, E., Daniels, L. Purification of a novel coenzyme F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology. 178 (10), 2861-2866 (1996).
- McCormick, J. R. D., Morton, G. O. Identity of cosynthetic factor I of Streptomyces aureofaciens and fragment FO from coenzyme F420 of Methanobacterium species. Journal of the American Chemical Society. 104 (14), 4014-4015 (1982).
- Coats, J. H., Li, G. P., Kuo, M. -S. T., Yurek, D. A. Discovery, production, and biological assay of an unusual flavenoid cofactor involved in lincomycin biosynthesis. The Journal of Antibiotics. 42 (3), 472-474 (1989).
- Bown, L., Altowairish, M. S., Fyans, J. K., Bignell, D. R. D. Production of the Streptomyces scabies coronafacoyl phytotoxins involves a novel biosynthetic pathway with an F420 -dependent oxidoreductase and a short-chain dehydrogenase/reductase. Molecular Microbiology. 101 (1), 122-135 (2016).
- Gurumurthy, M., et al. A novel F(420) -dependent anti-oxidant mechanism protects Mycobacterium tuberculosis against oxidative stress and bactericidal agents. Molecular microbiology. 87 (4), 744-755 (2013).
- Greening, C., et al. Mycobacterial F420H2-dependent reductases promiscuously reduce diverse compounds through a common mechanism. Frontiers in Microbiology. 8, 1000 (2017).
- Mathew, S., Trajkovic, M., Kumar, H., Nguyen, Q. -T., Fraaije, M. W. Enantio- and regioselective ene-reductions using F420H2-dependent enzymes. Chemical Communications. 54 (79), Cambridge, England. 11208-11211 (2018).
- Ney, B., et al. Cofactor tail length modulates catalysis of bacterial F420-dependent oxidoreductases. Frontiers in Microbiology. 8, 1902 (2017).
- Grinter, R., et al. Cellular and structural basis of synthesis of the unique intermediate dehydro-F420-0 in mycobacteria. mSystems. 5 (3), (2020).
- Peck, M. W. Changes in concentrations of coenzyme F420 analogs during batch growth of Methanosarcina barkeri and Methanosarcina mazei. Applied and Environmental Microbiology. 55 (4), (1989).
- Gorris, L. G., vander Drift, C. Cofactor contents of methanogenic bacteria reviewed. BioFactors. 4 (3-4), Oxford, England. 139-145 (1994).
- Bair, T. B., Isabelle, D. W., Daniels, L. Structures of coenzyme F(420) in Mycobacterium species. Archives of Microbiology. 176 (1-2), 37-43 (2001).
- Portillo, M. C., Gonzalez, J. M. Moonmilk deposits originate from specific bacterial communities in Altamira Cave (Spain). Microbial Ecology. 61, (2011).
- Wagner, A. O., et al. Medium preparation for the cultivation of microorganisms under strictly anaerobic/anoxic conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60155 (2019).
- Lackner, N., Hintersonnleitner, A., Wagner, A. O., Illmer, P. Hydrogenotrophic methanogenesis and autotrophic growth of Methanosarcina thermophila. Archaea. 2018 (5), 1-7 (2018).
- Wagner, A. O., Reitschuler, C., Illmer, P. Effect of different acetate: Propionate ratios on the methanogenic community during thermophilic anaerobic digestion in batch experiments. Biochemical Engineering Journal. 90, 154-161 (2014).
- Wagner, A. O., et al. Sample preparation, preservation, and storage for volatile fatty acid quantification in biogas plants. Engineering in Life Sciences. 17 (2), 132-139 (2017).
- Bashiri, G., Rehan, A. M., Greenwood, D. R., Dickson, J. M. J., Baker, E. N. Metabolic engineering of cofactor F420 production in Mycobacterium smegmatis. PloS one. 5 (12), 15803 (2010).
