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Neuroscience

Implantation et contrôle de systèmes sans fil et sans batterie pour l’interfaçage des nerfs périphériques

Published: October 20, 2021 doi: 10.3791/63085
Automatic Translation
1,2, 1, 3,4, 1, 3,4, 3, 3,4, 3,4,5,6, 7, 8, 3,4,6,9,10,11,12, 1,3,13
1Laboratory of Regenerative Rehabilitation, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2Northwestern University Interdepartmental Neuroscience Program, 3Center for Bio-integrated Electronics, Querrey Simpson Institute for Bioelectronics, Northwestern University, 4Department of Materials Science and Engineering, Northwestern University, 5Department of Civil and Environmental Engineering, Northwestern University, 6Department of Mechanical Engineering, Northwestern University, 7Arms and Hands Lab, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 8Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Biologics, Shirley Ryan AbilityLab, Northwestern University, 9Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 10Department of Neurological Surgery, Northwestern University, 11Department of Chemistry, Northwestern University, 12Department of Electrical and Computer Engineering, Northwestern University, 13The Ken and Ruth Davee Department of Neurology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

Summary

Il s’agit d’un protocole pour l’implantation chirurgicale et l’exploitation d’une interface alimentée sans fil pour les nerfs périphériques. Nous démontrons l’utilité de cette approche à l’aide d’exemples de stimulateurs nerveux placés sur le nerf sciatique ou phrénique du rat.

Abstract

Les interfaces nerveuses périphériques sont fréquemment utilisées en neurosciences expérimentales et en médecine régénérative pour une grande variété d’applications. Ces interfaces peuvent être des capteurs, des actionneurs ou les deux. Les méthodes traditionnelles d’interfaçage des nerfs périphériques doivent soit être reliées à un système externe, soit s’appuyer sur une alimentation par batterie qui limite le temps de fonctionnement. Avec les développements récents d’interfaces nerveuses périphériques sans fil, sans batterie et entièrement implantables, une nouvelle classe de dispositifs peut offrir des capacités égales ou supérieures à celles de leurs précurseurs filaires ou alimentés par batterie. Cet article décrit les méthodes permettant (i) d’implanter chirurgicalement et (ii) d’alimenter et de contrôler sans fil ce système chez des rats adultes. Les modèles du nerf sciatique et du nerf phrénique ont été choisis comme exemples pour mettre en évidence la polyvalence de cette approche. L’article montre comment l’interface des nerfs périphériques peut évoquer des potentiels d’action musculaire composés (CMAP), fournir un protocole de stimulation électrique thérapeutique et incorporer un conduit pour la réparation des lésions des nerfs périphériques. Ces dispositifs offrent des options de traitement étendues pour la stimulation thérapeutique à dose unique ou à dose répétée et peuvent être adaptés à une variété d’emplacements nerveux.

Introduction

Aux États-Unis, les lésions traumatiques des nerfs périphériques (IPP) sont survenues avec une incidence annuelle d’environ 200 000 par an1. La plupart des patients qui souffrent d’IPN se retrouvent avec des déficiences fonctionnelles permanentes. Dans le pire des cas, cela peut entraîner une paralysie musculaire et déclencher une douleur neuropathique réfractaire au traitement si sévère que les patients sont prêts à subir une amputation d’un membre comme traitement2. Le plus grand obstacle à l’amélioration des résultats de l’INP est que la régénération des axones est trop lente par rapport aux distances qu’ils doivent repousser. Par exemple, un axone humain adulte se développe à 1 mm/jour mais peut avoir à se régénérer sur des distances >1000 mm dans le cas d’une lésion d’un membre proximal.

Dans la pratique clinique actuelle, ~50 % des INP nécessitent une réparation chirurgicale3. Pour une régénération nerveuse réussie, les axones doivent (i) se développer à travers le site de la lésion (c’est-à-dire traverser l’espace), puis (ii) se régénérer le long de la voie nerveuse pour atteindre une cible d’organe terminal (c’est-à-dire une repousse distale) (Figure 1). Il n’y a pas de médicaments approuvés par la FDA dont il a été prouvé qu’ils accélèrent la régénération nerveuse. Le statu quo de la prise en charge clinique de l’INP n’a changé que progressivement au cours des dernières décennies et se limite à des raffinements techniques de méthodes chirurgicales telles que les transferts de nerfs moteurs distaux pour réduire la distance que les axones en régénération doivent parcourir4, ou des conduits nerveux synthétiques « prêts à l’emploi » pour les cas où le nerf proximal se rétracte et ne peut pas être directement suturé5. Cependant, il y a eu quatre essais cliniques randomisés sur la stimulation électrique thérapeutique appliquée aux nerfs en postopératoire, qui étaient des études monocentriques dirigées par le Dr K. Ming Chan de l’Université de l’Alberta qui montrent une amélioration significative de la réinnervation du muscle6, 7, 8 ou de la peau9. Les travaux de base de ce protocole de stimulation électrique ont été réalisés chez des rongeurs10,11, où il a été démontré que la stimulation électrique fonctionne spécifiquement en améliorant le franchissement des espaces (Figure 1) mais pas la repousse distale 12,13,14,15.

La mise en place chirurgicale d’électrodes métalliques transcutanées utilisées dans les quatre essais cliniques randomisés de stimulation électrique était nécessaire car ses effets dépendent de la délivrance d’un courant suffisant pour dépolariser le corps cellulaire du neurone à 20 Hz en continu pendant 1 h11. En pratique clinique, ce protocole d’électrostimulation n’est pas tolérable pour la plupart des patients aux intensités requises via des électrodes de stimulation de surface sur la peau en raison de la douleur. Il existe des risques non négligeables associés à l’utilisation d’électrodes transcutanées en postopératoire, tels qu’une infection profonde de la plaie ou un déplacement accidentel des fils des nerfs pendant le transport du patient de la salle d’opération. De plus, le coût élevé du temps de salle d’opération lui-même dissuade de tenter de le faire dans ce contexte plutôt que pendant la récupération postopératoire aiguë. Une nouvelle classe d’interfaces nerveuses périphériques sans fil, sans batterie et entièrement implantables est en train d’émerger pour remédier à cette lacune des interfaces nerveuses périphériques existantes.

Cette nouvelle classe de systèmes électroniques implantables sans fil est sur le point d’accroître la facilité et la flexibilité du dosage par stimulation électrique et de faire tomber les barrières qui empêchent sa mise en œuvre clinique à plus grande échelle. Cet article décrit les méthodes permettant (i) d’implanter chirurgicalement et (ii) d’alimenter et de contrôler sans fil ce système dans des modèles de nerfs sciatiques et phréniques de rats adultes. Il montre comment l’interface des nerfs périphériques peut évoquer des CMAP, délivrer un protocole de stimulation électrique thérapeutique et même agir comme un conduit pour la réparation des nerfs périphériques. Les protocoles ici peuvent être adaptés à d’autres variantes de cette technologie qui peuvent fournir des impulsions lumineuses pour la neuromodulation à médiation optogénétique16, la libération contrôlée de médicaments17 ou des épisodes répétés de stimulation électrique au fil du temps18,19.

Protocol

Toutes les procédures décrites dans ce protocole sont effectuées conformément au Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université Northwestern. Ce protocole suit les directives de soins aux animaux du Centre de médecine comparative de l’Université Northwestern et de l’IACUC. Il est nécessaire de consulter l’IACUC lors de l’adaptation des protocoles.

1. Fabrication d’un stimulateur électronique sans fil (Figure 2)

  1. Utilisez du cuivre/polyimide/cuivre (cuivre supérieur et inférieur de 18 μm d’épaisseur, polyimide de 75 μm d’épaisseur) comme substrat pour la bobine du collecteur d’énergie radiofréquence (c’est-à-dire l’antenne de réception sans fil).
  2. Utilisez l’ablation laser directe pour tracer les trous des électrodes sur les couches de cuivre supérieures et inférieures et façonner l’appareil. Connectez électriquement les couches supérieure et inférieure à l’aide de pâte d’argent à travers les trous.
  3. Fixez les composants électroniques avec un emballage commercial, tel qu’une diode et un condensateur, par soudure.
  4. Utiliser le molybdène encapsulé en polyuréthane covalent dynamique biorésorbable (b-DCPU ; 200 μm d’épaisseur) comme électrodes d’extension extensibles19.
  5. Former l’électrode du ballonnet pour l’interface entre le dispositif et le nerf à l’aide d’un film poly(acide lactique-co-glycolique) (PLGA) (300 μm d’épaisseur).
  6. Après avoir connecté l’antenne du récepteur sans fil et l’électrode d’extension extensible, encapsulez l’antenne du récepteur sans fil et la connexion avec de l’époxy étanche ou du polydiméthysiloxane (PDMS) commercialisé. Reportez-vous à la figure 2 (à droite) pour l’appareil entièrement assemblé.
  7. Confirmez le fonctionnement sans fil de l’appareil, en utilisant un générateur de forme d’onde pour générer des impulsions électriques monophasiques via la bobine primaire (c’est-à-dire la bobine de transmission).
    REMARQUE : En examinant le recrutement des axones périphériques et l’induction de la régénération axonale par des stimuli monophasiques et biphasiques, des études antérieures ont rapporté un effet négligeable en raison des différences dans la caractéristique de forme d’onde20, et ce groupe a été en mesure d’obtenir une amélioration thérapeutique de la stimulation électrique avec les mêmes paramètres de courant monophasique chez les souris21 et les rats18. De plus, des études antérieures ont examiné la biocompatibilité in vivo et in vitro et n’ont trouvé aucune preuve de lésions tissulaires dues aux effets de la chaleur ou aux matériaux eux-mêmes. En raison de ces résultats et de la durée limitée de la stimulation électrique thérapeutique dans la présente étude, des stimuli monophasiques, plutôt que biphasiques, ont été utilisés dans ce protocole.
  8. Mesurez la tension de sortie en courant continu résultante à l’aide d’un oscilloscope connecté à l’électrode du brassard.

2. Préparation du dispositif pour l’implantation

  1. Placez les dispositifs implantaires dans une boîte de Pétri stérile et scellez-la avec du parafilm.
  2. Irradiez les appareils avec de la lumière UV pendant 30 min de chaque côté.

3. Intervention chirurgicale de l’implantation du nerf sciatique droit du rat de l’interface nerveuse périphérique sans fil et sans pile pour la stimulation électrique (Figure 3)

REMARQUE : Maintenir des conditions stériles. Effectuer des interventions chirurgicales dans la zone chirurgicale désignée d’une salle d’intervention pour animaux. Le chirurgien enfilera un masque facial, un manteau, une casquette et des gants stériles pendant la chirurgie. Si plus d’une intervention chirurgicale est effectuée, changez de gants stériles entre les animaux et utilisez des instruments chirurgicaux propres et stériles pour chaque chirurgie. Stériliser les outils entre les chirurgies par stérilisation à la chaleur (autoclave ou stérilisateur à billes de verre). Utilisez des rats Sprague-Dawley adultes pesant entre 200 et 250 g.

  1. Induire l’anesthésie à l’aide d’une anesthésie gazeuse à base d’isoflurane (3 % d’induction, 1 à 3 % d’entretien) dans de l’oxygène (2 L/min), avec administration sous-cutanée de méloxicam (1-2 mg/kg). Couvrez les yeux des rats avec une pommade ophtalmique désignée pour éviter qu’ils ne se dessèchent.
  2. Placez les rats en position couchée sur des tables d’opération désinfectées pour les procédures ultérieures. Pour la durée restante de la chirurgie, évaluez la fréquence respiratoire (doit être de ~2/s), la couleur des tissus et la profondeur de l’anesthésie au moins toutes les 15 minutes, et maintenez les niveaux d’isoflurane en conséquence. Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en vérifiant le réflexe de la pédale (absence de réponse à un pincement ferme de l’orteil). Surveillez les muqueuses, qui doivent rester roses et humides.
  3. Rasez la zone chirurgicale, y compris la jambe droite et la moitié inférieure du dos. Frottez la zone chirurgicale rasée avec un tampon de bétadine, suivi d’un écouvillon à l’éthanol médical à 70%, et répétez ce processus de gommage trois fois pour la désinfection de la peau.
  4. Faites une incision de 1,5 à 2 cm dans la peau parallèle à l’os du fémur droit à l’aide de ciseaux tissulaires, suivie d’une séparation émoussée du tissu conjonctif sous-cutané à l’arrière (directement médiale à l’incision) pour dégager une poche sous-cutanée pour la bobine réceptrice (Figure 4A). Faites une incision subséquente (1,2-1,5 cm) sur le muscle fessier droit parallèle à l’incision cutanée.
  5. Isolez délicatement le nerf sciatique à l’aide de sondes de dissection métalliques à extrémités émoussées (Figure 4B).
    REMARQUE : Le nerf sciatique est situé profondément au biceps fémoral et est parallèle au fémur. Une lunette de dissection est suggérée.
  6. Implantez le dispositif sans fil et sans pile sur le nerf sciatique (Figure 4C) en enroulant le brassard autour du nerf sciatique droit isolé, sans mettre le nerf sous tension ni déformer son trajet 18,19,20. Marquez sur la peau l’endroit où la bobine réceptrice est placée pour une stimulation électrique supplémentaire.
  7. Suturez l’incision du muscle fessier à l’aide de sutures résorbables (Figure 4D).
    REMARQUE : La moitié supérieure de la bobine réceptrice se trouve au-dessus du muscle fessier et de l’interface du brassard en dessous.
  8. Fermez l’incision cutanée avec des pinces à plaie (ou une suture enterrée ; Graphique 4E). Faites correspondre les bords de la peau.
  9. Délivrer 1 h de stimulation électrique postopératoire continue à 20 Hz avec une largeur d’impulsion de 200 μs sous anesthésie (Figure 4F). Remettez les animaux dans leurs cages d’origine une fois qu’ils se sont complètement rétablis de l’anesthésie.
    REMARQUE : Le protocole détaillé est décrit ci-dessous. La bobine réceptrice est représentée au-dessus de la peau de la figure 4F.
  10. Traitement post-chirurgical
    1. Placez le rat dans une cage de récupération sans litière, tapissée d’essuie-tout, avec la moitié de la cage placée sur une source de chaleur appropriée à température régulée (coussin chauffant approuvé).
    2. Surveillez attentivement le rat jusqu’à ce qu’il soit ambulatoire. Une fois qu’il est ambulatoire et que son état est stable, remettez le rat dans sa cage d’origine et surveillez sa réinsertion sociale.
    3. Après une récupération aiguë, surveillez les rats pour détecter l’infection du site d’incision et les symptômes de douleur neurogène, y compris, mais sans s’y limiter, la protection, la torsion, le grattage et l’automutilation. Surveillez les rats tous les jours pendant la période de récupération post-chirurgicale de 5 jours, et au moins une fois tous les trois jours par la suite si les rats ne sont pas sacrifiés au jour 5.
    4. Administrer du méloxicam (1 à 2 mg/kg) par voie sous-cutanée une fois par jour pendant deux à trois jours après la chirurgie, selon le niveau de douleur ou d’inconfort de l’animal. Si une douleur persistante est suspectée, poursuivre le méloxicam au-delà de cette période postopératoire, et si elle s’avère réfractaire, euthanasier le rat tôt en consultation avec l’équipe vétérinaire.
    5. Retirez les sutures cutanées ou les clips de plaie 10 à 12 jours après la chirurgie.

4. Intervention chirurgicale de l’implantation du nerf phrénique gauche de rat de stimulateurs sans fil (Figure 5A)

REMARQUE : Maintenir des conditions stériles, comme dans la section 3. Utilisez des rats Sprague-Dawley adultes pesant de 200 à 250 g. Stérilisez tous les outils chirurgicaux avant utilisation.

  1. Induire l’anesthésie à l’aide d’une anesthésie gazeuse à base d’isoflurane (3 % d’induction, 1 à 3 % d’entretien) dans de l’oxygène (2 L/min), avec administration sous-cutanée de méloxicam (1-2 mg/kg). Couvrez les yeux du rat avec une pommade ophtalmique désignée pour éviter la dessiccation.
  2. Placez les rats en décubitus dorsal sur des tables d’opération désinfectées pour les procédures ultérieures. Pour la durée restante de la chirurgie, évaluez la fréquence respiratoire, la couleur des tissus et la profondeur de l’anesthésie au moins toutes les 15 minutes et maintenez les niveaux d’isoflurane en conséquence. Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en vérifiant le réflexe de la pédale (absence de réponse à un pincement ferme de l’orteil). Surveillez les muqueuses, qui doivent rester roses et humides.
  3. Rasez la zone chirurgicale sur la face ventrale du cou. Frottez la zone chirurgicale rasée avec un tampon de bétadine, suivi d’un écouvillon à l’éthanol médical à 70%, et répétez ce processus de gommage trois fois pour la désinfection de la peau.
  4. Administrer la bupivacaïne (2 mg/kg, diluée dans une solution saline n’excédant pas 0,5 mL) par voie sous-cutanée sur la ligne médiane du cou, en ciblant la couche la plus superficielle. Faites une incision médiane de 3 cm à travers la peau et le fascia cervical superficiel pour exposer les muscles sternohyoïdiens et sterno-cléido-mastoïdiens (figure 5B).
    REMARQUE : Une lunette de dissection est suggérée.
  5. Élevez le sterno-cléido-mastoïdien à l’aide d’une dissection contondante douce à l’aide d’une sonde et rétractez-le latéralement à l’aide d’une boucle vasculaire (Figure 5C). Libérez et rétractez doucement l’omohyoid. Ensuite, libérez doucement et rétractez médialement le nerf vague et le faisceau carotidien sous le muscle omohyoïdien.
    REMARQUE : La principale discrimination ici est entre le nerf vague et le nerf phrénique. Coupez l’omohyoïde s’il est nécessaire d’exposer les structures sous-jacentes.
  6. Isolez le nerf phrénique (Figure 5D).
    REMARQUE : Le nerf phrénique longe la surface du muscle scalène antérieur, sous la forme d’un nerf longitudinal particulièrement petit traversant perpendiculairement au plexus brachial. Contrairement au nerf sciatique, l’anatomie autour du nerf phrénique au niveau du cou est plus complexe. Effectuer une confirmation électrophysiologique (étape 4.7) avant l’implantation pour de meilleurs résultats.
  7. Placez l’électrode enregistreuse par voie sous-cutanée, juste caudalement par rapport à la cage thoracique, ipsilatéralement par rapport au nerf phrénique isolé (Figure 5E). Placez les stimulateurs sur le nerf phrénique et confirmez via une signalisation synchrone (Figure 6).
    REMARQUE : L’évocation d’une réponse maximale avec une intensité de stimulus de ~3-6 mA et une durée de stimulus de 0,02 ms est typique.
  8. Vérifier la transsection complète du nerf phrénique en montrant l’abolition complète de la réponse évoquée lorsqu’un stimulus électrique est appliqué sur l’extrémité nerveuse proximale par rapport au site de la transection (Figure 6).
  9. Implanter un dispositif sans fil et sans pile sur le nerf phrénique (Figure 5F) en plaçant la bobine réceptrice du dispositif implantable sur le sternohyoïde, en profondeur par rapport aux muscles sterno-cléido-mastoïdiens bilatéraux, avec le brassard autour du nerf phrénique et les électrodes de contact positionnées perpendiculairement au nerf.
  10. Fermez le fascia cervical superficiel avec des sutures résorbables simples (Figure 5G). Fermez la peau avec des sutures résorbables inversées interrompues dans le derme profond. Ne remettez les animaux dans leurs cages d’origine qu’une fois qu’ils se sont complètement remis de l’anesthésie.
  11. Pour le traitement post-chirurgical, suivez l’étape 3.10.

5. Diffusion sans fil de la stimulation électrique thérapeutique

  1. Appliquer une stimulation électrique pendant 1 h aux rats sous anesthésie générale. Pour la stimulation sans fil, placez un générateur de forme/fonction d’onde (tension : 1-15 Vpp) et un amplificateur optionnel au-dessus de l’animal pour fournir une alimentation électrique à une bobine inductive externe (c’est-à-dire une bobine de transmission) (bobine spirale bidimensionnelle à 5 tours ; diamètre : 2 cm) pour assurer un bon couplage inductif avec la bobine réceptrice implantée. Délivrent des impulsions monophasiques de 200 μs à 20 Hz pendant une durée de 1 h.
  2. Pour vérifier et quantifier l’administration de la stimulation électrique, enregistrez les CMAP du muscle tibial antérieur, en ajustant la tension de stimulation pour fournir une activation supramaximale du nerf sciatique. Utilisez des électrodes à aiguille concentriques pour tous les enregistrements.
    REMARQUE : Si la tension maximale générée par la fonction est insuffisante pour provoquer une réponse maximale, utilisez un amplificateur.

6. L’euthanasie

  1. Méthode primaire
    1. Placez la cage sous une chambre de distribution de CO2 , réglée sur un débit de 8 à 12 LPM (ou un débit approprié en fonction de la taille de la chambre). Surveillez l’inconscience des rats, puis pendant au moins 1 minute d’arrêt de la respiration.
  2. Méthode secondaire
    1. Effectuer une luxation cervicale ou une thoracotomie bilatérale.

Representative Results

Dans le modèle de lésion du nerf sciatique, l’implant est placé autour du nerf sciatique droit avant la réparation de bout en bout de la branche du nerf tibial (Figure 3, Figure 4A et Figure 7A). Une électrode à aiguille concentrique de 30 G est placée dans le muscle tibial antérieur droit pour définir les paramètres de stimulus nécessaires à une stimulation électrique d’intensité maximale. Ces expériences consistent à élever l’intensité de la stimulation jusqu’à ce que l’amplitude de la réponse atteigne son maximum. Comme le tibial antérieur est innervé par la branche fibulaire du nerf sciatique, il est épargné dans la lésion de la transsection du nerf tibial. Ainsi, l’enregistrement du tibial antérieur permet un suivi continu du traitement par stimulation électrique.

Pour une impulsion de stimulus unique délivrée par une électrode filaire au nerf sciatique droit (5 mA, 0,02 ms), une réponse CMAP maximale est obtenue avec une amplitude de crête négative de 5,4 mV enregistrée sur le tibial antérieur ipsilatéral (Figure 7B ; trace noire). Pour une impulsion de stimulus comparable délivrée par l’implant sans fil et sans batterie, une réponse CMAP comparable est obtenue avec une amplitude de crête négative de 4,6 mV (Figure 7B ; trace orange). Ceci est cohérent avec un rapport récent selon lequel la stimulation nerveuse sans fil atteint en moyenne 88% du CMAP à partir de la stimulation nerveuse à base de fil21, bien au-dessus du seuil requis pour les effets thérapeutiques dans les études cliniques 6,7,8,9. Dans l’exemple présenté, la latence plus longue du stimulateur sans fil par rapport au stimulateur filaire était due à sa plus grande distance par rapport au muscle enregistré.

Dans le modèle du nerf phrénique, l’implant est placé autour du nerf phrénique droit avant la transection (Figure 5). Pour définir les paramètres de stimulus nécessaires à une stimulation électrique d’intensité maximale, une électrode à aiguille concentrique de 30 G est placée par voie sous-cutanée sur le bord costal antérieur droit (ipsilatéral) pour enregistrer à partir de l’hémidiaphragme droit. Les expériences consistent à élever la tension de stimulation jusqu’à ce que l’amplitude de la réponse atteigne son maximum. Comme le nerf phrénique peut être difficile à isoler des structures neurovasculaires environnantes, son identité peut être confirmée en évoquant une réponse de contraction (Figure 6 ; trace orange). La spécificité de la stimulation peut être vérifiée par la transsection du nerf phrénique distal au ballonnet de l’électrode nerveuse avec l’abolition ultérieure de la réponse de contraction (Figure 6 ; trace noire).

Une thérapie de stimulation électrique répétitive à basse fréquence peut être administrée au nerf sciatique pendant 1 h en utilisant un protocole établi qui améliore la régénération axonale (6,7,8,9,10,11 ; Graphique 8). L’interface du brassard de l’implant sans fil a été placée sur le nerf sciatique droit, et l’électrode à aiguille concentrique de 30 G a été placée sur le muscle tibial antérieur droit pour surveiller le traitement. La figure 8A montre quatre pics séquentiels dans l’électromyographie enregistrée au début (0 min) de la stimulation électrique de 1 h 20 Hz. La figure 8B montre quatre autres pics enregistrés à la 40 min de la stimulation électrique de 1 h avec une légère diminution de l’amplitude du pic, ce qui est cohérent avec le schéma de fatigue observé avec la thérapie par stimulation électrique à base de fil15,21.

Le degré de régénération des nerfs périphériques peut être évalué à l’aide de traceurs rétrogrades appliqués distalement sur le site de la lésion nerveuse. Étant donné que les axones périphériques produisent de multiples germes collatéraux, le traçage rétrograde et le comptage du soma du motoneurone dans la moelle épinière permettent une évaluation plus précise du nombre de neurones en régénération que le comptage des axones en régénération dans le nerf lui-même31. Pour le démontrer, le tronc du nerf sciatique a été sectionné par une blessure par écrasement. Après 3 semaines de récupération, deux colorants rétrogrades fluorescents différents ont été administrés sur deux branches du nerf sciatique : le nerf fibulaire (vert) et le nerf tibial (rouge), respectivement (Figure 9A). La figure 9B-D montre des sous-groupes éclairés de motoneurones inférieurs dans la corne antérieure de la moelle épinière lombaire qui forment soit le nerf tibial (figure 9B), soit le nerf fibulaire (figure 9C). L’image superposée montre deux colonnes distinctes de neurones marqués dans la corne antérieure de la moelle épinière, qui peuvent être quantifiées en termes de distribution spatiale et de nombre de motoneurones qui ont régénéré un axone distal au site de la lésion (Figure 9D).

Figure 1
Figure 1 : Modèle de régénération nerveuse. (A) Le croisement de l’espace se produit tôt après la réparation du nerf lorsque les axones se développent de l’extrémité nerveuse proximale à l’extrémité nerveuse distale après la réparation. (B) La durée de la repousse distale est liée à la distance de l’organe terminal cible (par exemple, la peau, les muscles) et au taux de repousse axonale. La plupart des thérapies visant à améliorer la réparation nerveuse ciblent l’un ou l’autre de ces processus, ou les deux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Illustration de la fabrication d’un stimulateur électronique sans fil. À gauche, des couches détaillées de la structure de l’appareil, y compris une bobine circulaire de récupération d’énergie à radiofréquence, une électrode d’extension extensible et un brassard nerveux s’enroulant autour d’un nerf d’intérêt. À droite, une illustration simplifiée montrant trois parties de l’appareil. Abréviations : PLGA = poly(acide lactique-co-glycolique) ; b-DCPU = polyuréthane covalent dynamique biorésorbable. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Implantation d’une interface nerveuse sans fil et sans batterie dans le modèle du nerf sciatique de rat. (A) L’illustration représente un système entièrement implantable dans le nerf sciatique droit d’un rat. (B) Le panneau supérieur montre une interface d’électrode positionnée sur le nerf sciatique juste à proximité de la réparation de bout en bout du nerf tibial droit. Le panneau inférieur montre une interface d’électrode avec un brassard nerveux étendu comblant la réparation de l’espace entre l’extrémité proximale et le moignon nerveux distal. Abréviation : PLGA = poly(acide lactique-co-glycolique). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Procédure d’implantation du nerf sciatique. (A) Incision sur la peau, le tissu conjonctif sous-cutané et le muscle fessier pour exposer l’ischio-jambier. (B) Nerf sciatique isolé (flèche noire). (C) Dispositif post-implantation avec brassard nerveux, fils (astérisque blanc) et implant visible (étoile). (D) Fermeture du tissu conjonctif par suture. (E) Fermeture de l’incision par des clips de plaie. (F) Stimulation électrique sans fil générée par une bobine au-dessus de la peau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Procédure d’implantation du nerf phrénique. (A) Vue ventrale du cou en décubitus dorsal. (B) Incision sur la peau et le tissu conjonctif sous-cutané pour exposer le muscle sternohyoïdien. (C) Disséquer l’espace potentiel entre le muscle omohyoïdien et le muscle sterno-cléido-mastoïdien. (D) Nerf phrénique (flèche), isolé du plexus brachial. (E) Confirmation électromyographique diaphragmatique du nerf phrénique. Flèche noire, électrode enregistreuse. Flèche rouge, stimulateurs. f) Implantation. (G) Fermeture de la peau avec des points de suture dermiques profonds. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Confirmation d’une lésion complète de la transsection du nerf phrénique par les potentiels d’action musculaire composés évoqués à partir du diaphragme. Avant la transection du nerf phrénique (ORANGE), la stimulation électrique du nerf phrénique provoquait des potentiels d’action musculaire composés sur le diaphragme ipsilatéral, qui ont été abolis par la transection du nerf phrénique (BLACK). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : Études représentatives de la conduction nerveuse comparant la stimulation électrique sans fil à la stimulation électrique filaire. (A) Illustration des placements des dispositifs sans fil (NOIR) et filaires (ORANGE) sur le nerf sciatique. L’électrode enregistreuse a été placée dans le tibial antérieur. (B) Potentiels d’action musculaire composés évoqués par l’implant filaire (ORANGE) par rapport à l’implant sans fil (NOIR). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : Enregistrement EMG du muscle TA avec stimulation électrique répétitive à 20 Hz pendant 1 h à partir d’implants. (A) Trace d’EMG à min 1 d’e-stim. (B) Trace d’EMG à min 40 d’e-stim. Abréviations : EMG = électromyographie ; TA = tibial antérieur ; e-stim = stimulation électrique ; min = minute. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Images représentatives de la régénération du nerf sciatique. (A) Illustration d’une lésion du nerf sciatique et d’un marquage rétrograde fluorescent. Les axones du nerf sciatique ont été sectionnés par écrasement. Après 3 semaines de récupération, ses branches distales - le nerf fibulaire (en vert) et le nerf tibial (en rouge) - ont été marquées rétrogradement. (B-D) Images d’une moelle épinière lombaire montrant un soma neuronal dans la corne antérieure ipsilésionnelle. Barres d’échelle = 30 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Cet article décrit les étapes de l’implantation chirurgicale et de l’exploitation d’interfaces nerveuses périphériques sans fil, sans pile et entièrement implantables dans le modèle de nerf sciatique et phrénique de rat. Nous démontrons comment cette nouvelle classe d’implants biomédicaux peut être utilisée pour délivrer un paradigme thérapeutique de stimulation électrique dont il a été démontré qu’il améliore la régénération axonale dans des études précliniques et cliniques (pour une revue, voir22). Ce protocole n’est pas compliqué et peut être extrapolé à des modèles animaux plus petits, tels que les souris21, ainsi qu’à d’autres dispositifs sans fil, sans batterie et entièrement implantables dont les fonctionnalités comprennent des interfaces nerveuses périphériques optoélectroniques et microfluidiques 18,23,24,25,26,27,28,29,30. L’approche utilisant le nerf sciatique du rongeur, qui est le modèle expérimental le plus courant, est également démontrée31.

La polyvalence de cette approche a été démontrée lorsqu’elle est adaptée à l’interface avec le nerf phrénique, qui est rarement utilisé comme modèle de lésion des nerfs périphériques32, peut-être parce qu’il s’agit d’un problème clinique largement sous-reconnu 33,34,35. Le diagnostic et la réadaptation des lésions du nerf phrénique sont devenus un enjeu important pendant la pandémie de COVID-19 36,37,38. On ne sait pas actuellement si la régénération des axones phréniques et la récupération de la paralysie du diaphragme peuvent être augmentées par ce bref paradigme de stimulation électrique à basse fréquence. Cependant, la stimulation électrique du nerf phrénique pour la stimulation musculaire du diaphragme est une option établie pour l’insuffisance respiratoire chez les patients atteints de tétraplégie due à une lésion de la moelle épinière cervicale haute 39,40,41,42,43. D’autres indications sont à l’étude, notamment le sevrage sous respirateur après une maladie grave44.

Plusieurs étapes critiques doivent être soulignées pour assurer le bon fonctionnement du système implanté. Tout d’abord, il est important d’éviter d’appliquer trop de force sur les composants électroniques minces des appareils lors de leur manipulation afin d’éviter la désisolation, le pliage ou la rupture du plomb. Ensuite, il est important de marquer avec précision l’emplacement de la bobine de la moissonneuse d’énergie à radiofréquence sur la peau sus-jacente. Troisièmement, l’alignement minutieux de la bobine de transmission de l’alimentation radiofréquence externe sur la bobine de récolte d’énergie du dispositif implanté avec une pince à col de cygne permet un fonctionnement stable. Enfin, pour confirmer la stimulation électrique en plus de l’observation visuelle des contractions musculaires, un suivi neurophysiologique périodique est recommandé. Dans le cas de l’anatomie plus complexe du nerf phrénique dans le cou, la confirmation électrophysiologique permet de démontrer que le nerf correct a été isolé (Figure 6).

Outre les stimulateurs électriques sans fil et sans pile présentés dans cet article 18,19,21, de nombreux autres appareils partagent potentiellement les mêmes procédures. Par exemple, parce que les électrodes conçues pour s’implanter sur les nerfs glossopharyngés et vagues afin d’enregistrer de manière chronique les signaux des systèmes nerveux sympathique et parasympathique 30,45,46 partagent une zone chirurgicale similaire avec le nerf phrénique, ce protocole peut être adapté à leur implantation. Les stimulateurs biocompatibles à long terme sans fil pour les nerfs périphériques, tels que ReStore, sont d’excellents outils pour rester en place et stimuler les nerfs au besoin 25,47,48,49,50. Des implants d’enregistrement sans fil multicanaux pertinents ont également été signalés51. Dans l’ensemble, nous pensons que ces protocoles de stimulation chirurgicale et électrique peuvent être adaptés en tant que norme pour toutes les interfaces nerveuses périphériques sans fil liées à la stimulation électrique ou à l’enregistrement.

Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Ce travail a utilisé l’installation NUFAB du Centre NUANCE de l’Université Northwestern, qui a reçu le soutien de la ressource SHyNE (NSF ECCS-1542205), de l’IIN et du programme MRSEC de Northwestern (NSF DMR-1720139). Ce travail a fait appel à l’installation MatCI soutenue par le programme MRSEC de la National Science Foundation (DMR-1720139) au Centre de recherche sur les matériaux de l’Université Northwestern. C.K.F remercie l’Institut Eunice Kennedy Shriver de la santé de l’enfant et du développement humain du NIH (subvention n° R03HD101090) et de l’American Neuromuscular Foundation (subvention de développement). Y.H. remercie la NSF pour son soutien (subvention no. CMMI1635443). Ce travail a été soutenu par le Querrey Simpson Institute for Bioelectronics de l’Université Northwestern.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amplifier Electronics & Innovation 201L
Arbitrary Waveform Generator RIGOL DG1032Z 30 MHz, 2 Channel, 200 MS/s, 14bit Resolution, 8 Mpts
Bupivacaine Pfizer 655317 Marcaine, 0.5%
Copper/polyimide/copper Pyralux AP8535R 18 µm thick top and bottom copper, 75 µm thick polyimide
EMG recording device Natus Nicolet VikingQuest
EPOXY MARINE Loctite
Isoflurane, USP Butler Schein Animal Health 1040603 ISOTHESIA
Meloxicam covetrus 5mg/ml
Needle electrodes Technomed USA Inc. TE/B50600- 001
PDMS (Silicone Elastomer Kit) DOW SYLGARD™ 184
ProtoLaser U4 LPKF U4
Puralube Vet Ointment Sterile Ocular Lubricant Puralube 83592
Waveform generator Agilent Technologies Agilent 33250A

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