Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Implantasjon og kontroll av trådløse, batterifrie systemer for perifer nervekontakt

Published: October 20, 2021 doi: 10.3791/63085
Automatic Translation
1,2, 1, 3,4, 1, 3,4, 3, 3,4, 3,4,5,6, 7, 8, 3,4,6,9,10,11,12, 1,3,13
1Laboratory of Regenerative Rehabilitation, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2Northwestern University Interdepartmental Neuroscience Program, 3Center for Bio-integrated Electronics, Querrey Simpson Institute for Bioelectronics, Northwestern University, 4Department of Materials Science and Engineering, Northwestern University, 5Department of Civil and Environmental Engineering, Northwestern University, 6Department of Mechanical Engineering, Northwestern University, 7Arms and Hands Lab, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 8Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Biologics, Shirley Ryan AbilityLab, Northwestern University, 9Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 10Department of Neurological Surgery, Northwestern University, 11Department of Chemistry, Northwestern University, 12Department of Electrical and Computer Engineering, Northwestern University, 13The Ken and Ruth Davee Department of Neurology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

Summary

Dette er en protokoll for kirurgisk implantasjon og drift av et trådløst drevet grensesnitt for perifere nerver. Vi demonstrerer nytten av denne tilnærmingen med eksempler fra nervestimulatorer plassert på enten rotte isjiasen eller phrenic nerve.

Abstract

Perifere nervegrensesnitt brukes ofte i eksperimentell nevrovitenskap og regenerativ medisin for et bredt spekter av applikasjoner. Slike grensesnitt kan være sensorer, aktuatorer eller begge deler. Tradisjonelle metoder for perifert nervegrensesnitt må enten binde seg til et eksternt system eller stole på batteristrøm som begrenser tidsrammen for drift. Med den nylige utviklingen av trådløse, batterifrie og fullt implanterbare perifere nervegrensesnitt, kan en ny klasse enheter tilby funksjoner som samsvarer med eller overgår de av deres kablede eller batteridrevne forløpere. Denne artikkelen beskriver metoder for å (i) implantere kirurgisk og (ii) trådløst drive og kontrollere dette systemet hos voksne rotter. Isjias- og freniske nervemodeller ble valgt som eksempler for å markere allsidigheten til denne tilnærmingen. Papiret viser hvordan det perifere nervegrensesnittet kan fremkalle sammensatte muskelaksjonspotensialer (CMAP), levere en terapeutisk elektrisk stimuleringsprotokoll og innlemme en ledning for reparasjon av perifer nerveskade. Slike enheter tilbyr utvidede behandlingsalternativer for enkeltdose eller gjentatt dose terapeutisk stimulering og kan tilpasses en rekke nervesteder.

Introduction

Traumatiske perifere nerveskader (PNI) forekommer i USA med en årlig forekomst på ca. 200 000 per år1. De fleste pasienter med PNI sitter igjen med varige funksjonsnedsettelser. I verste fall kan dette resultere i muskellammelse og utløse behandlingsrefraktære nevropatiske smerter så sterke at pasientene er villige til å gjennomgå en lemmeramputasjon som behandling2. Det største hinderet for å forbedre PNI-resultatene er at aksonregenerering er for langsom i forhold til avstandene de må vokse på nytt. For eksempel vokser en voksen menneskelig axon ved 1 mm / dag, men må kanskje regenerere over avstander > 1000 mm i tilfelle en lesjon i en proksimal lem.

I dagens kliniske praksis krever ~ 50% av PNI kirurgisk reparasjon3. For vellykket nerveregenerering må aksoner (i) vokse over lesjonsstedet (dvs. gapkryssing) og deretter (ii) regenerere nedover nervebanen for å nå et endeorganmål (dvs. distal gjenvekst) (figur 1). Det er ingen FDA-godkjente legemidler som har vist seg å akselerere nerveregenerering. Status quo for PNI klinisk ledelse har bare endret seg trinnvis i løpet av de siste tiårene og er begrenset til tekniske forbedringer av kirurgiske metoder som distale motoriske nerveoverføringer for å redusere avstanden regenererende aksoner må reise4, eller "hyllevare" syntetiske nervekanaler for tilfeller der den proksimale nerven trekker seg tilbake og ikke kan sutureres direkte sammenigjen 5. Imidlertid har det vært fire randomiserte kliniske studier på terapeutisk elektrisk stimulering anvendt på nerver postoperativt, som var enkeltsenterstudier ledet av Dr. K. Ming Chan ved University of Alberta som viser betydelig forbedret reinnervasjon av muskel 6,7,8 eller hud9. Det grunnleggende arbeidet for denne elektriske stimuleringsprotokollen ble utført hos gnagere10,11, hvor det er vist at elektrisk stimulering virker spesifikt ved å øke gapkryssingen (figur 1), men ikke distal gjenvekst 12,13,14,15.

Den kirurgiske plasseringen av transkutane ledningselektroder som ble brukt i alle fire randomiserte kliniske studier av elektrisk stimulering var nødvendig fordi effektene avhenger av levering av tilstrekkelig strøm til å depolarisere nevroncellekroppen ved 20 Hz kontinuerlig i 1 time11. I klinisk praksis er denne elektriske stimuleringsprotokollen ikke tolerabel for de fleste pasienter ved intensitetene som kreves via overflatestimulerende elektroder på huden på grunn av smerte. Det er ikke-trivielle risikoer forbundet med å kjøre transkutane elektroder postoperativt, for eksempel dyp sårinfeksjon eller utilsiktet forskyvning av ledninger fra nervene under pasienttransport fra operasjonsstuen (OR). I tillegg er den høye kostnaden for OR-tid i seg selv et disinsentiv mot å prøve det i den innstillingen i stedet for under akutt postoperativ gjenoppretting. En ny klasse trådløse, batterifrie og fullt implanterbare perifere nervegrensesnitt dukker opp for å løse denne mangelen på eksisterende perifere nervegrensesnitt.

Denne nye klassen av trådløse implanterbare elektroniske systemer er klar til å øke brukervennligheten og fleksibiliteten for dosering av elektrisk stimulering og bryte ned barrierene som utelukker den bredere kliniske implementeringen. Denne artikkelen beskriver metoder for å (i) implantere kirurgisk og (ii) trådløst drive og kontrollere dette systemet i voksne modeller av rotteisjias- og freniske nerver. Det viser hvordan det perifere nervegrensesnittet kan fremkalle CMAPs, levere en terapeutisk elektrisk stimuleringsprotokoll, og til og med fungere som en kanal for reparasjon av perifere nerver. Protokollene her kan tilpasses for andre varianter av denne teknologien som kan levere lyspulser for optogenetisk mediert nevromodulering16, kontrollert legemiddelfrigjøring17 eller gjentatte anfall av elektrisk stimulering over tid18,19.

Protocol

Alle prosedyrer beskrevet i denne protokollen utføres i samsvar med NIHs veiledning for omsorg og bruk av forsøksdyr og ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved Northwestern University. Denne protokollen følger retningslinjene for dyrepleie fra Northwestern Universitys senter for komparativ medisin og IACUC. Det er nødvendig å konsultere IACUC når du tilpasser protokollene.

1. Fabrikasjon av trådløs elektronisk stimulator (figur 2)

  1. Bruk kobber / polyimid / kobber (18 μm tykt topp- og bunnkobber, 75 μm tykt polyimid) som underlag for radiofrekvensens krafthøsterspole (dvs. trådløs mottakerantenne).
  2. Bruk direkte laserablasjon til å mønstre hull for elektrodene på de øverste og nederste kobberlagene og forme enheten. Koble topp- og bunnlagene elektrisk ved hjelp av sølvpasta gjennom hullene.
  3. Fest de elektroniske komponentene med kommersiell emballasje, for eksempel diode og kondensator, via lodding.
  4. Bruk den bioresorberbare dynamiske kovalente polyuretan (b-DCPU; 200 μm tykk) innkapslet molybden (Mo; 15 μm tykk; serpentinstruktur) som strekkbare forlengelseselektroder19.
  5. Form mansjettelektroden for grensesnittet mellom enheten og nerven ved bruk av poly (melkesyre-co-glykolsyre) (PLGA) film (300 μm tykk).
  6. Etter at du har koblet til den trådløse mottakerantennen og den strekkbare forlengelseselektroden, kapsler du inn den trådløse mottakerantennen og forbindelsen med kommersialisert vanntett epoksy eller polydimetysiloksan (PDMS). Se figur 2 (til høyre) for den ferdigmonterte enheten.
  7. Bekreft den trådløse driften av enheten ved hjelp av en bølgeformgenerator for å generere monofasiske elektriske impulser via primærspolen (dvs. overføringsspole).
    MERK: Ved å undersøke rekrutteringen av perifere aksoner og induksjon av aksonal regenerering ved monofasiske og bifasiske stimuli, rapporterte tidligere studier en ubetydelig effekt på grunn av forskjellene i bølgeformkarakteristikk20, og denne gruppen har vært i stand til å oppnå terapeutisk elektrisk stimuleringsforbedring med de samme monofasiske strømparametrene hos mus21 og rotter18. Videre undersøkte tidligere studier biokompatibilitet in vivo og in vitro og fant ingen tegn på vevskader fra oppvarmingseffekter eller materialene selv. På grunn av disse funnene og den begrensede varigheten av terapeutisk elektrisk stimulering i denne studien, ble monofasiske, snarere enn bifasiske, stimuli brukt i denne protokollen.
  8. Mål den resulterende likestrømsutgangsspenningen med et oscilloskop koblet til mansjettelektroden.

2. Klargjøring av enheten for implantasjon

  1. Plasser implantatenhetene i en steril petriskål og forsegl den med parafilm.
  2. Bestråle enhetene med UV-lys i 30 minutter per side.

3. Kirurgisk prosedyre ved implantasjon av høyre isjiasnerve hos rotter av trådløst, batterifritt perifert nervegrensesnitt for elektrisk stimulering (figur 3)

MERK: Oppretthold sterile forhold. Utfør operasjoner innenfor det angitte kirurgiske området i et dyrebehandlingsrom. Kirurgen vil ta på seg ansiktsmaske, frakk, caps og sterile hansker under operasjonen. Hvis mer enn en operasjon utføres, bytt sterile hansker mellom dyr og bruk rene, sterile kirurgiske instrumenter for hver operasjon. Steriliser verktøy mellom operasjoner ved varmesterilisering (autoklav eller glassperlesterilisator). Bruk voksne Sprague-Dawley-rotter som veier 200-250 g.

  1. Indusere anestesi ved bruk av isofluran gassanestesi (3 % induksjon, 1-3 % vedlikehold) i oksygen (2 l/min), med subkutan administrasjon av meloksikam (1-2 mg/kg). Dekk øynene til rotter med utpekt oftalmisk salve for å forhindre tørking.
  2. Plasser rottene i utsatt stilling på desinfiserte kirurgiske bord for påfølgende prosedyrer. For den gjenværende kirurgiske varigheten, vurder pustefrekvensen (bør være ~ 2 / s), vevsfarge og anestesidybde ikke mindre enn hver 15. min, og oppretthold isofluran nivåer tilsvarende. Bekreft riktig dybde av anestesi ved å sjekke pedalrefleksen (mangel på respons på en fast tåklemme). Overvåk slimhinnene, som skal forbli rosa og fuktige.
  3. Barber det kirurgiske området, inkludert høyre ben og nedre halvdel av ryggen. Skrubb det barberte kirurgiske området med en betadinpute, etterfulgt av en 70% medisinsk etanolpinne, og gjenta denne skrubbeprosessen tre ganger for desinfeksjon av huden.
  4. Lag et snitt på 1,5 – 2 cm i huden parallelt med høyre lårben med vevsaks, etterfulgt av stump separasjon av subkutant bindevev på ryggen (direkte medialt til snittet) for å tømme en subkutan lomme for mottakerspolen (figur 4A). Gjør et påfølgende snitt (1,2-1,5 cm) på høyre glutealmuskel parallelt med hudsnittet.
  5. Isoler isjiasnerven forsiktig med metalldisseksjonsprober med butte ender (figur 4B).
    MERK: Isjiasnerven ligger dypt til biceps femoris og går parallelt med lårbenet. Et dissekerende omfang foreslås.
  6. Implanter den trådløse, batterifrie enheten på isjiasnerven (figur 4C) ved å vikle mansjetten rundt den isolerte høyre isjiasnerven, uten å sette nerven under spenning eller forvrenge banen 18,19,20. Merk ut på huden der mottakerspolen er plassert for ytterligere elektrisk stimulering.
  7. Sutur glutealmuskelsnittet med absorberbare suturer (figur 4D).
    MERK: Den øvre halvdelen av mottakerspolen sitter over glutealmuskelen og mansjettgrensesnittet under den.
  8. Lukk huden snitt med sår klipp (eller begravet sutur; Figur 4E). Match hudkantene.
  9. Lever 1 time kontinuerlig postkirurgisk 20 Hz elektrisk stimulering med 200 μs pulsbredde under anestesi (figur 4F). Returner dyr til hjemmeburene etter at de har fullstendig gjenopprettet fra anestesi.
    MERK: Den detaljerte protokollen er beskrevet nedenfor. Mottakerspolen er vist over huden i figur 4F.
  10. Postoperativ behandling
    1. Plasser rotta i et oppvåkningsbur uten sengetøy, foret med tørkepapir, med halve buret plassert på en passende temperaturregulert varmekilde (godkjent varmepute).
    2. Overvåk rotta nøye til den er ambulerende. Når den er ambulerende og vurdert til å være stabil, returner rotta til hjemmeburet og se etter sosial reintegrasjon.
    3. Etter akutt bedring, overvåke rotter for snitt stedet infeksjon og for symptomer på nevrogen smerte, inkludert men ikke begrenset til vakthold, vridning, skrape, og selv-lemlestelse. Overvåk rottene daglig i 5-dagers postkirurgisk gjenopprettingsperiode, og minst en gang hver tredje dag etter det hvis rottene ikke ofres på dag 5.
    4. Administrer meloksikam (1-2 mg/kg) subkutant én gang daglig i to til tre dager etter operasjonen, avhengig av dyrets viste nivå av smerte/ubehag. Ved mistanke om vedvarende smerte, fortsett med meloksikam utover denne perioden postoperativt, og hvis det viser seg å være motstandsdyktig, avlive rotta tidlig i samråd med veterinærteamet.
    5. Fjern hudsuturer eller sårklemmer 10-12 dager etter operasjonen.

4. Kirurgisk prosedyre med implantasjon av venstre frenisk nerve hos rotter av trådløse stimulatorer (figur 5A)

MERK: Oppretthold sterile forhold, som i avsnitt 3. Bruk voksne Sprague-Dawley-rotter som veier 200-250 g. Steriliser alle kirurgiske verktøy før bruk.

  1. Indusere anestesi ved bruk av isofluran gassanestesi (3 % induksjon, 1-3 % vedlikehold) i oksygen (2 l/min), med subkutan administrasjon av meloksikam (1-2 mg/kg). Dekk rottens øyne med utpekt oftalmisk salve for å forhindre uttørking.
  2. Plasser rottene i liggende stilling på desinfiserte kirurgiske bord for påfølgende prosedyrer. For den gjenværende kirurgiske varigheten, vurder pustefrekvens, vevsfarge og anestesidybde ikke mindre enn hvert 15. minutt, og oppretthold isofluran nivåer tilsvarende. Bekreft riktig dybde av anestesi ved å sjekke pedalrefleksen (mangel på respons på en fast tåklemme). Overvåk slimhinnene, som skal forbli rosa og fuktige.
  3. Barber det kirurgiske området på det ventrale aspektet av nakken. Skrubb det barberte kirurgiske området med en betadinpute, etterfulgt av en 70% medisinsk etanolpinne, og gjenta denne skrubbeprosessen tre ganger for desinfeksjon av huden.
  4. Administrer bupivakain (2 mg/kg, fortynnet i saltoppløsning som ikke overstiger totalvolum 0,5 ml) subkutant i midtlinjen på halsen, rettet mot det mest overfladiske laget. Gjør et 3 cm midtlinjesnitt gjennom huden og fascia cervikal superflatisk for å eksponere sternohyoid- og sternokleidomastoidmuskulaturen (figur 5B).
    MERK: Et dissekerende omfang foreslås.
  5. Hev sternocleidomastoid med lett stump disseksjon med en sonde og trekk den sideveis med en karløkke (figur 5C). Frigjør forsiktig og trekk omohyoiden tilbake. Deretter trekker du forsiktig fri og medialt vagusnerven og karoten bunten under omohyoidmuskelen.
    MERK: Den største diskrimineringen her er mellom vagusnerven og phrenic nerve. Klipp omohyoid hvis det er nødvendig å eksponere under strukturer.
  6. Isoler phrenic nerve (figur 5D).
    MERK: Den freniske nerven løper langs overflaten av den fremre skalenmuskelen, som løper som en spesielt liten langsgående nerve som krysser vinkelrett på plexus brachialis. I motsetning til isjiasnerven er anatomien rundt phrenic nerve i nakken mer kompleks. Utfør elektrofysiologisk bekreftelse (trinn 4.7) før implantasjon for best resultat.
  7. Plasser opptakselektroden subkutant, bare kaudalt til ribbeholderen, ipsilateralt til den isolerte freniske nerven (figur 5E). Plasser stimulatorene på phrenic nerve og bekreft via synkron signalering (figur 6).
    MERK: Fremkalling av en maksimal respons med en stimulusintensitet på ~ 3-6 mA og stimulusvarighet på 0,02 ms er typisk.
  8. Verifisere fullstendig transseksjon av phrenic nerve ved å vise fullstendig avskaffelse av fremkalt respons når en elektrisk stimulus påføres på den proksimale nerveenden i forhold til transseksjonsstedet (figur 6).
  9. Implanter en trådløs, batterifri enhet på phrenic nerve (figur 5F) ved å plassere mottakerspolen til den implanterbare enheten på sternohyoid, dypt i forhold til de bilaterale sternocleidomastoid-musklene, med mansjetten rundt phrenic nerve og kontaktelektrodene plassert vinkelrett på nerven.
  10. Lukk fascia cervikal superflatisk med enkle løpeabsorberbare suturer (figur 5G). Lukk huden med avbrutte inverterte absorberbare suturer i dyp dermis. Returner dyrene til deres hjem bur først etter at de har fullstendig gjenopprettet fra anestesi.
  11. For postoperativ behandling, følg trinn 3.10.

5. Trådløs levering av terapeutisk elektrisk stimulering

  1. Påfør elektrisk stimulering i 1 time til rotter under generell anestesi. For trådløs stimulering, plasser en bølgeform-/funksjonsgenerator (spenning: 1-15 Vpp) og en valgfri forsterker over dyret for å gi elektrisk kraft til en ekstern induktiv spole (dvs. transmisjonsspole) (todimensjonal spiralspole med 5 omdreininger; diameter: 2 cm) for å sikre god induktiv kobling med den implanterte mottakerspolen. Lever monofasiske pulser ved 200 μs ved 20 Hz i 1 times varighet.
  2. For å verifisere og kvantifisere elektrisk stimuleringslevering, registrer CMAPs fra tibial fremre muskel, juster stimuleringsspenningen for å levere supramaksimal aktivering av isjiasnerven. Bruk konsentriske nålelektroder til alle opptak.
    MERK: Hvis funksjonsgenerert maksimal spenning ikke er tilstrekkelig til å fremkalle maksimal respons, bruk en forsterker.

6. Aktiv dødshjelp

  1. Primær metode
    1. Plasser buret under et CO2 -leveringskammer, satt til en hastighet på 8-12 LPM (eller passende strømningshastighet basert på kammerstørrelsen). Overvåk rottene for bevisstløshet og deretter i minst 1 min etter at pusten er avsluttet.
  2. Sekundær metode
    1. Utfør cervikal dislokasjon eller bilateral torakotomi.

Representative Results

I isjiasnerveskademodellen plasseres implantatet rundt høyre isjiasnerve før ende-til-ende reparasjon av tibialnervegrenen (figur 3, figur 4A og figur 7A). En 30 G konsentrisk nålelektrode er plassert i høyre tibialis fremre muskel for å definere stimulusparametrene som trengs for elektrisk stimulering med maksimal intensitet. Disse eksperimentene inkluderer å heve stimuleringsintensiteten til responsstørrelsen platåer maksimalt. Siden tibialis anterior er innervert av den fibulære grenen av isjiasnerven, blir den spart ved tibialnervetranseksjonsskaden. Dermed muliggjør opptak fra tibialis anterior kontinuerlig overvåking av den elektriske stimuleringsbehandlingen.

For en enkeltstimuluspuls levert av en ledningselektrode til høyre isjiasnerve (5 mA, 0,02 ms), fremkalles en maksimal CMAP-respons med en 5,4 mV negativ toppamplitude registrert på ipsilateral tibialis anterior (figur 7B; svart spor). For en sammenlignbar stimuluspuls levert av det trådløse, batterifrie implantatet, fremkalles en sammenlignbar CMAP-respons med en 4,6 mV negativ toppamplitude (figur 7B; oransje spor). Dette stemmer overens med en fersk rapport om at trådløs nervestimulering i gjennomsnitt oppnår 88% av CMAP fra trådbasert nervestimulering21, godt over terskelen som kreves for terapeutiske effekter i kliniske studier 6,7,8,9. I eksemplet som ble vist, var den lengre latensen til den trådløse stimulatoren vs. kablet stimulator på grunn av større avstand fra den registrerte muskelen.

I phrenic nerve modellen er implantatet plassert rundt høyre phrenic nerve før transeksjon (figur 5). For å definere stimulusparametrene som trengs for elektrisk stimulering med maksimal intensitet, plasseres en 30 G konsentrisk nålelektrode subkutant til høyre (ipsilateral) fremre kostalmargin for å registrere fra høyre hemidiafragma. Forsøkene innebærer å heve stimuleringsspenningen til responsstørrelsen platåer på sitt maksimale. Siden nervus phrenic kan være utfordrende å isolere fra omkringliggende nevrovaskulære strukturer, kan dens identitet bekreftes ved å fremkalle en rykningsrespons (figur 6; oransje spor). Stimuleringens spesifisitet kan verifiseres ytterligere ved transeksjon av nervus phrenic distalt for nerveelektrodemansjetten med påfølgende avskaffelse av rykningsresponsen (figur 6; svart spor).

Repeterende, lavfrekvent elektrisk stimuleringsterapi kan leveres til isjiasnerven i 1 time ved hjelp av en etablert protokoll som forbedrer aksonregenerering (6,7,8,9,10,11; Figur 8). Mansjettgrensesnittet til det trådløse implantatet ble plassert på høyre isjiasnerve, og den 30 G konsentriske nålelektroden ble plassert på høyre tibialis fremre muskel for å overvåke behandlingen. Figur 8A viser fire sekvensielle topper i den registrerte elektromyografien ved begynnelsen (0 min) av den elektriske stimuleringen på 1 t 20 Hz. Figur 8B viser fire andre pigger registrert ved 40 minutter av 1 time elektrisk stimulering med en liten reduksjon i toppamplitude, noe som er i samsvar med utmattelsesmønsteret notert med trådbasert elektrisk stimuleringsterapi15,21.

Graden av perifer nerveregenerering kan vurderes ved hjelp av retrograd tracere påført distalt på nervelesjonsstedet. Fordi perifere aksoner spirer flere sikkerhetsspirer, tillater retrograd sporing og telling av motorneuronet soma i ryggmargen en mer nøyaktig vurdering av antall regenererende nevroner enn å telle regenererende aksoner i selve nerven31. For å demonstrere dette ble isjiasnervestammen transektert av en knusningsskade. Etter 3 ukers restitusjon ble det gitt to forskjellige fluorescerende retrograde fargestoffer på to grener av isjiasnerven: henholdsvis nervus fibular (grønn) og nervus tibia (rød) (figur 9A). Figur 9B-D viser opplyste undergrupper av nedre motonevroner i lumbalcolumna, fremre horn som danner enten nervus tibia (figur 9B) eller nervus fibular (figur 9C). Overleggsbildet viser to distinkte kolonner av merkede nevroner i ryggmargens fremre horn, som kan kvantifiseres når det gjelder romlig fordeling og antall motorneuroner som har regenerert et aksondistalt for lesjonsstedet (figur 9D).

Figure 1
Figur 1: Nerveregenereringsmodell. (A) Gapkryssing skjer tidlig etter nervereparasjon når aksoner vokser fra proksimal til distal nerveende etter reparasjon. (B) Varigheten av distal gjenvekst er relatert til avstanden til målorganet (f.eks. hud, muskel) og hastigheten på aksongjenvekst. De fleste terapier for å forbedre nervereparasjon retter seg mot en eller begge av disse prosessene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Illustrasjon av en trådløs elektronisk stimulatorfabrikasjon. Venstre, detaljerte lag av strukturen til enheten, inkludert en sirkulær radiofrekvens krafthøstingsspole, en strekkbar forlengelseselektrode og en nervemansjett som vikler seg rundt en nerve av interesse. Høyre, en forenklet illustrasjon som viser tre deler av enheten. Forkortelser: PLGA = poly (melkesyre-co-glykolsyre); b-DCPU = bioresorberbar dynamisk kovalent polyuretan. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Implantasjon av trådløst, batterifritt nervegrensesnitt i isjiasnervemodellen hos rotter. (A) Illustrasjonen viser et fullt implanterbart system i høyre isjiasnerve hos en rotte. (B) Det øverste panelet viser et elektrodegrensesnitt plassert på isjiasnerven like proksimalt for ende-til-ende-reparasjon av høyre tibialnerve. Det nederste panelet viser et elektrodegrensesnitt med en utvidet nervemansjett som bygger bro mellom den proksimale enden og den distale nervestubben. Forkortelse: PLGA = poly (melkesyre-co-glykolsyre). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Implantasjonsprosedyre for isjiasnerver. (A) Snitt på huden, subkutant bindevev og glutealmuskelen for å eksponere hamstringen. (B) Isolert isjiasnerve (svart pil). (C) Enhet etter implantasjon med nervemansjett, ledninger (hvit stjerne) og implantat synlig (stjerne). (D) Lukking av bindevevet ved sutur. (E) Lukking av snittet med sårklemmer. (F) Trådløs elektrisk stimulering generert av en spole over huden. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Frenisk nerveimplantasjonsprosedyre. (A) Ventral visning av nakken i ryggleie. (B) Snitt på hud og subkutant bindevev for å eksponere sternohyoid muskel. (C) Dissekere gjennom det potensielle rommet mellom omohyoidmuskelen og sternocleidomastoidmuskelen. (D) Frenisk nerve (pil), isolert fra plexus brachialis. (E) Diafragmatisk elektromyografisk bekreftelse av phrenic nerve. Svart pil, opptakselektrode. Rød pil, stimulatorer. (F) Implantasjon. (G) Lukking av huden med dype dermale masker. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6 Bekreftelse av komplett frenisk nervetranseksjonsskade ved fremkalte sammensatte muskelaksjonspotensialer fra diafragma. Før frenisk nervetranseksjon (ORANGE) fremkalte elektrisk stimulering av phrenic nerve sammensatte muskelaksjonspotensialer på den ipsilaterale diafragma, som ble avskaffet ved frenisk nervetranseksjon (BLACK). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 7
Figur 7: Representative nerveledningsstudier som sammenligner trådløs med trådbasert elektrisk stimulering. (A) Illustrasjon av plassering av trådløse (SVARTE) og kablede (oransje) enheter på isjiasnerven. Opptakselektroden ble plassert i tibialis anterior. (B) Sammensatte muskelaksjonspotensialer fremkalt av kablet implantat (ORANGE) vs. trådløst implantat (BLACK). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 8
Figur 8: EMG-opptak fra TA-muskel med 20 Hz repeterende elektrisk stimulering i 1 time fra implantater. (A) Spor av EMG ved min 1 av e-stim. (B) Spor av EMG på min 40 av e-stim. Forkortelser: EMG = elektromyografi; TA = tibialis anterior; e-stim = elektrisk stimulering; min = minutt. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 9
Figur 9: Representative bilder av isjiasnerveregenerering. (A) Illustrasjon av isjiasnerveskade og fluorescerende retrograd merking. Isjiasnerveaksonene ble transektert ved knusningsskade. Etter 3 ukers utvinning ble dens distale grener - fibulær nerve (i grønt) og tibialnerve (i rødt) - retrograd merket. (VG Nett) Bilder av en lumbal ryggmarg som viser nevronal soma i det ipsilesionale fremre hornet. Skala barer = 30 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Discussion

Dette papiret beskriver trinnene i kirurgisk implantasjon og drift av en trådløs, batterifri og fullt implanterbar perifer nervegrensesnitt i rotte isjias- og frenisk nervemodell. Vi demonstrerer hvordan denne nye klassen av biomedisinske implantater kan brukes til å levere et terapeutisk elektrisk stimuleringsparadigme som er vist å forbedre aksonregenerering i prekliniske og kliniske studier (for gjennomgang, se22). Denne protokollen er ukomplisert og kan ekstrapoleres til mindre dyremodeller, for eksempel mus21, samt andre trådløse, batterifrie og fullt implanterbare enheter med funksjonalitet som inkluderer optoelektroniske og mikrofluidiske perifere nervegrensesnitt 18,23,24,25,26,27,28,29,30. Også demonstrert er tilnærmingen ved hjelp av gnagerens isjiasnerve, som er den vanligste eksperimentelle modellen31.

Allsidigheten til denne tilnærmingen har blitt vist når den er tilpasset grensesnitt med phrenic nerve, som sjelden brukes som en modell for perifer nerveskade32, kanskje fordi det er et sterkt underkjent klinisk problem 33,34,35. Frenisk nerveskadediagnose og rehabilitering har blitt et viktig tema under COVID-19-pandemien 36,37,38. Det er foreløpig ukjent om regenerering av freniske aksoner og gjenoppretting fra membranlammelse kan forsterkes av dette korte, lavfrekvente elektriske stimuleringsparadigmet. Imidlertid er frenisk nerve elektrisk stimulering for diafragma muskel pacing et etablert alternativ for respirasjonssvikt hos pasienter med tetraplegi fra høy cervikal ryggmargsskade 39,40,41,42,43. Andre indikasjoner undersøkes, blant annet respiratoravvenning etter kritisk sykdom44.

Flere kritiske trinn bør vektlegges for å sikre god drift av det implanterte systemet. For det første er det viktig å unngå å bruke for mye kraft på de tynne elektroniske komponentene i enhetene når du håndterer dem for å forhindre blyisolasjon, knusing eller brudd. Deretter er det viktig å nøyaktig markere plasseringen av radiofrekvenskrafthøsterspolen på den overliggende huden. For det tredje gir forsiktig justering av overføringsspolen til den eksterne radiofrekvensstrømforsyningen over krafthøsterspolen til den implanterte enheten med en svanehalsklemme stabil drift. Til slutt, for å bekrefte elektrisk stimulering i tillegg til visuell observasjon av muskeltrekk, anbefales periodisk nevrofysiologisk overvåking. Ved den mer komplekse anatomien til nervus phrenic i halsen bidrar elektrofysiologisk bekreftelse til å vise at riktig nerve er isolert (figur 6).

I tillegg til de trådløse, batterifrie elektriske stimulatorene som er vist i denne artikkelen 18,19,21, deler mange andre enheter potensielt de samme prosedyrene. For eksempel, fordi elektroder designet for å implantere til glossopharyngeal og vagus nerver for kronisk å registrere signaler fra sympatiske og parasympatiske nervesystemet 30,45,46 deler et lignende kirurgisk område med phrenic nerve, kan denne protokollen tilpasses for deres implantasjon. Trådløse langsiktige biokompatible stimulatorer for perifere nerver, som ReStore, er gode verktøy for å holde seg på plass og stimulere nerver etter behov 25,47,48,49,50. Relevante flerkanals trådløse opptaksimplantater er også rapportert51. Samlet sett tror vi at disse kirurgiske og elektriske stimuleringsprotokollene kan tilpasses som en standard for alle trådløse perifere nervegrensesnitt relatert til elektrisk stimulering eller opptak.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter.

Acknowledgments

Dette arbeidet brukte NUFAB-anlegget til Northwestern Universitys NUANCE Center, som har mottatt støtte fra SHyNE Resource (NSF ECCS-1542205), IIN og Northwesterns MRSEC-program (NSF DMR-1720139). Dette arbeidet benyttet seg av MatCI-anlegget støttet av MRSEC-programmet fra National Science Foundation (DMR-1720139) ved Materials Research Center of Northwestern University. CK F anerkjenner støtte fra Eunice Kennedy Shriver Institute of Child Health and Human Development av NIH (grant nr. R03HD101090) og American Neuromuscular Foundation (Development Grant). Y.H. anerkjenner støtte fra NSF (tilskudd nr. CMMI1635443). Dette arbeidet ble støttet av Querrey Simpson Institute for Bioelectronics ved Northwestern University.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amplifier Electronics & Innovation 201L
Arbitrary Waveform Generator RIGOL DG1032Z 30 MHz, 2 Channel, 200 MS/s, 14bit Resolution, 8 Mpts
Bupivacaine Pfizer 655317 Marcaine, 0.5%
Copper/polyimide/copper Pyralux AP8535R 18 µm thick top and bottom copper, 75 µm thick polyimide
EMG recording device Natus Nicolet VikingQuest
EPOXY MARINE Loctite
Isoflurane, USP Butler Schein Animal Health 1040603 ISOTHESIA
Meloxicam covetrus 5mg/ml
Needle electrodes Technomed USA Inc. TE/B50600- 001
PDMS (Silicone Elastomer Kit) DOW SYLGARD™ 184
ProtoLaser U4 LPKF U4
Puralube Vet Ointment Sterile Ocular Lubricant Puralube 83592
Waveform generator Agilent Technologies Agilent 33250A

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Scholz, T., et al. Peripheral nerve injuries: an international survey of current treatments and future perspectives. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (6), 339-344 (2009).
  2. Ayyaswamy, B., et al. Quality of life after amputation in patients with advanced complex regional pain syndrome: a systematic review. EFORT Open Reviews. 4 (9), 533-540 (2019).
  3. Kim, D. H., et al. Management and outcomes in 353 surgically treated sciatic nerve lesions. Journal of Neurosurgery. 101 (1), 8-17 (2004).
  4. Mackinnon, S. E. Donor distal, recipient proximal and other personal perspectives on nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 141-151 (2016).
  5. Safa, B., Buncke, G. Autograft substitutes: conduits and processed nerve allografts. Hand Clinics. 32 (2), 127-140 (2016).
  6. Barber, B., et al. Intraoperative Brief Electrical Stimulation of the Spinal Accessory Nerve (BEST SPIN) for prevention of shoulder dysfunction after oncologic neck dissection: a double-blinded, randomized controlled trial. Journal of Otolaryngology - Head & Neck Surgery. 47 (1), 7 (2018).
  7. Power, H. A., et al. Postsurgical electrical stimulation enhances recovery following surgery for severe cubital tunnel syndrome: a double-blind randomized controlled trial. Neurosurgery. 86 (6), 769-777 (2020).
  8. Gordon, T., et al. Brief post-surgical electrical stimulation accelerates axon regeneration and muscle reinnervation without affecting the functional measures in carpal tunnel syndrome patients. Experimental Neurology. 223 (1), 192-202 (2010).
  9. Wong, J. N., et al. Electrical stimulation enhances sensory recovery: a randomized controlled trial. Annals of Neurology. 77 (6), 996-1006 (2015).
  10. Nix, W. A., Hopf, H. C. Electrical stimulation of regenerating nerve and its effect on motor recovery. Brain Research. 272 (1), 21-25 (1983).
  11. Al-Majed, A. A., et al. Brief electrical stimulation promotes the speed and accuracy of motor axonal regeneration. Journal of Neuroscience. 20 (7), 2602-2608 (2000).
  12. Witzel, C., et al. Electrical nerve stimulation enhances perilesional branching after nerve grafting but fails to increase regeneration speed in a murine model. Journal of Reconstructive Microsurgery. 32 (6), 491-497 (2016).
  13. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  14. Brushart, T. M., et al. Electrical stimulation promotes motoneuron regeneration without increasing its speed or conditioning the neuron. Journal of Neuroscience. 22 (15), 6631-6638 (2002).
  15. Franz, C. K., Rutishauser, U., Rafuse, V. F. Intrinsic neuronal properties control selective targeting of regenerating motoneurons. Brain. 131, Pt 6 1492-1505 (2008).
  16. Park, S. I., et al. stretchable, fully implantable miniaturized optoelectronic systems for wireless optogenetics. Nature Biotechnology. 33 (12), 1280-1286 (2015).
  17. Koo, J., et al. Wirelessly controlled, bioresorbable drug delivery device with active valves that exploit electrochemically triggered crevice corrosion. Science Advances. 6 (35), (2020).
  18. Koo, J., et al. Wireless bioresorbable electronic system enables sustained nonpharmacological neuroregenerative therapy. Nature Medicine. 24 (12), 1830-1836 (2018).
  19. Choi, Y. S., et al. Stretchable, dynamic covalent polymers for soft, long-lived bioresorbable electronic stimulators designed to facilitate neuromuscular regeneration. Nature Communications. 11 (1), 5990 (2020).
  20. Hingne, P. M., Sluka, K. A. Differences in waveform characteristics have no effect on the antihyperalgesia produced by transcutaneous electrical nerve stimulation (TENS) in rats with joint inflammation. Journal of Pain. 8, 251-255 (2007).
  21. Guo, H., et al. Advanced materials in wireless, implantable electrical stimulators that offer rapid rates of bioresorption for peripheral axon regeneration. Advanced Functional Materials. 31 (29), 2102724 (2021).
  22. Zuo, K. J., et al. Electrical stimulation to enhance peripheral nerve regeneration: Update in molecular investigations and clinical translation. Experimental Neurology. 332, 113397 (2020).
  23. Zhang, Y., et al. Battery-free, fully implantable optofluidic cuff system for wireless optogenetic and pharmacological neuromodulation of peripheral nerves. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Montgomery, K. L., et al. Wirelessly powered, fully internal optogenetics for brain, spinal and peripheral circuits in mice. Nature Methods. 12 (10), 969-974 (2015).
  25. Seo, D., et al. Wireless recording in the peripheral nervous system with ultrasonic neural dust. Neuron. 91 (3), 529-539 (2016).
  26. Neely, R. M., et al. Recent advances in neural dust: towards a neural interface platform. Current Opinion in Neurobiology. 50, 64-71 (2018).
  27. Mickle, A. D., et al. A wireless closed-loop system for optogenetic peripheral neuromodulation. Nature. 565 (7739), 361-365 (2019).
  28. Khalifa, A., et al. The microbead: a 0.009 mm(3) implantable wireless neural stimulator. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 13 (3), 971-985 (2019).
  29. Jeong, J. W., et al. Wireless optofluidic systems for programmable in vivo pharmacology and optogenetics. Cell. 162 (3), 662-674 (2015).
  30. Yao, G., et al. Effective weight control via an implanted self-powered vagus nerve stimulation device. Nature Communications. 9 (1), 5349 (2018).
  31. Repair Brushart, M. Nerve Repair. , Oxford University Press. (2012).
  32. Laskowski, M. B., Sanes, J. R. Topographically selective reinnervation of adult mammalian skeletal muscles. Journal of Neuroscience. 8 (8), 3094-3099 (1988).
  33. Boon, A. J., et al. Sensitivity and specificity of diagnostic ultrasound in the diagnosis of phrenic neuropathy. Neurology. 83 (14), 1264-1270 (2014).
  34. Farr, E., D'Andrea, D., Franz, C. K. Phrenic nerve involvement in neuralgic amyotrophy (Parsonage-Turner syndrome). Sleep Medicine Clinics. 15 (4), 539-543 (2020).
  35. Mandoorah, S., Mead, T. Phrenic Nerve Injury. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2021).
  36. Patel, Z., et al. Diaphragm and phrenic nerve ultrasound in COVID-19 patients and beyond: imaging technique, findings, and clinical applications. Journal of Ultrasound in Medicine. , (2021).
  37. Farr, E., et al. Short of breath for the long haul: diaphragm muscle dysfunction in survivors of severe COVID-19 as determined by neuromuscular ultrasound. medRxiv. , (2020).
  38. Fernandez, C. E., et al. Imaging review of peripheral nerve injuries in patients with COVID-19. Radiology. 298 (3), 117-130 (2021).
  39. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of bilateral pacing of the diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 326 (21), 1433-1444 (1992).
  40. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. Pacing and Clinical Electrophysiology: PACE 2002. 25 (6), 897-906 (2002).
  41. Glenn, W. W., et al. Ventilatory support by pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 310 (18), 1150-1155 (1984).
  42. Garrido-Garcia, H., et al. Treatment of chronic ventilatory failure using a diaphragmatic pacemaker. Spinal Cord. 36 (5), 310-314 (1998).
  43. Romero, F. J., et al. Long-term evaluation of phrenic nerve pacing for respiratory failure due to high cervical spinal cord injury. Spinal Cord. 50 (12), 895-898 (2012).
  44. Vashisht, R., Chowdhury, Y. S. Diaphragmatic Pacing. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2021).
  45. McCallum, G. A., et al. Chronic interfacing with the autonomic nervous system using carbon nanotube (CNT) yarn electrodes. Scientific Reports. 7 (1), 11723 (2017).
  46. Zhang, Y., et al. Climbing-inspired twining electrodes using shape memory for peripheral nerve stimulation and recording. Science Advances. 5 (4), 1066 (2019).
  47. Sivaji, V., et al. ReStore: A wireless peripheral nerve stimulation system. Journal of Neuroscience Methods. 320, 26-36 (2019).
  48. Tanabe, Y., et al. High-performance wireless powering for peripheral nerve neuromodulation systems. PLoS One. 12 (10), 0186698 (2017).
  49. MacEwan, M. R., et al. Therapeutic electrical stimulation of injured peripheral nerve tissue using implantable thin-film wireless nerve stimulators. Journal of Neurosurgery. 130 (2), 486-495 (2019).
  50. Lee, B., et al. An implantable peripheral nerve recording and stimulation system for experiments on freely moving animal subjects. Scientific Reports. 8 (1), 6115 (2018).
  51. Deshmukh, A., et al. Fully implantable neural recording and stimulation interfaces: Peripheral nerve interface applications. Journal of Neuroscience Methods. 333, 108562 (2020).

Tags

Implantasjon kontroll trådløse batterifrie systemer perifere nervevendinger sensorer aktuatorer bundet systemer batteristrøm driftstidsramme utviklinger fullt implanterbare enheter kablede forløpere kirurgisk implantasjon trådløs strøm og kontroll voksne rotter isjiasnervemodell frenisk nervemodell sammensatte muskelaksjonspotensialer (CMAPs) terapeutisk elektrisk stimuleringsprotokoll kanal for nervereparasjon utvidede behandlingsalternativer
Implantasjon og kontroll av trådløse, batterifrie systemer for perifer nervekontakt
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Wang, H., D’Andrea, D., Choi,… More

Wang, H., D’Andrea, D., Choi, Y. S., Bouricha, Y., Wickerson, G., Ahn, H. Y., Guo, H., Huang, Y., Sandhu, M. S., Jordan, S. W., Rogers, J. A., Franz, C. K. Implantation and Control of Wireless, Battery-free Systems for Peripheral Nerve Interfacing. J. Vis. Exp. (176), e63085, doi:10.3791/63085 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter