Summary
In het tijdperk van kankerimmunotherapie is de interesse in het ophelderen van de micro-omgevingsdynamiek van tumoren opvallend toegenomen. Dit protocol beschrijft een massaspectrometrie beeldvormingstechniek met betrekking tot de kleurings- en beeldvormingsstappen, die een zeer gemultiplexte ruimtelijke analyse mogelijk maken.
Abstract
Vooruitgang in immuungebaseerde therapieën heeft een revolutie teweeggebracht in de behandeling en het onderzoek van kanker. Dit heeft geleid tot een groeiende vraag naar de karakterisering van het tumorimmuunlandschap. Hoewel standaard immunohistochemie geschikt is voor het bestuderen van weefselarchitectuur, is het beperkt tot de analyse van een klein aantal markers. Omgekeerd kunnen technieken zoals flowcytometrie meerdere markers tegelijkertijd evalueren, hoewel informatie over weefselmorfologie verloren gaat. In de afgelopen jaren zijn multiplexstrategieën die fenotypische en ruimtelijke analyse integreren naar voren gekomen als uitgebreide benaderingen van de karakterisering van het tumorimmuunlandschap. Hierin bespreken we een innovatieve technologie die metaalgelabelde antilichamen en secundaire ionenmassaspectrometrie combineert, gericht op de technische stappen in de ontwikkeling en optimalisatie van de test, weefselvoorbereiding en beeldacquisitie en -verwerking. Vóór het kleuren moet een met metaal gelabeld antilichaampaneel worden ontwikkeld en geoptimaliseerd. Dit hi-plex beeldsysteem ondersteunt tot 40 met metaal gelabelde antilichamen in een enkele weefselsectie. Van belang is dat het risico op signaalinterferentie toeneemt met het aantal markers in het paneel. Na het ontwerp van het paneel moet bijzondere aandacht worden besteed aan de toewijzing van de metaalisotoop aan het antilichaam om deze interferentie te minimaliseren. Voorlopige paneltests worden uitgevoerd met behulp van een kleine subset antilichamen en vervolgens testen van het hele paneel in controleweefsels. Formaline-vaste, paraffine-ingebedde weefselsecties worden verkregen en gemonteerd op goudgecoate dia's en verder gekleurd. De kleuring duurt 2 dagen en lijkt sterk op standaard immunohistochemische kleuring. Zodra monsters zijn gekleurd, worden ze in het beeldacquisitie-instrument geplaatst. Weergavevelden worden geselecteerd en afbeeldingen worden verkregen, geüpload en opgeslagen. De laatste fase is beeldvoorbereiding voor het filteren en verwijderen van interferentie met behulp van de beeldverwerkingssoftware van het systeem. Een nadeel van dit platform is het ontbreken van analytische software. De gegenereerde afbeeldingen worden echter ondersteund door verschillende computationele pathologiesoftware.
Introduction
Het belang van de talrijke celtypen rond klonale tumorpopulaties is een cruciaal element in de categorisering van carcinogenese. De interesse in het ophelderen van deze tumor micro-omgeving (TME) samenstelling en interacties is voortdurend toegenomen na de oprichting van immuungebaseerde therapie als onderdeel van het arsenaal voor kankerbehandeling. Daarom zijn de behandelingsstrategieën verschoven van een tumorcentrische benadering naar een TME-centrischebenadering 1.
Pogingen om de rol van immuuncellen in tumorsurveillance en kankerontwikkeling op te helderen, zijn de afgelopen jaren opvallend toegenomen 2,3. In medisch onderzoek ontstond een overvloed aan methoden, waaronder op cytometrie gebaseerde methoden en singleplex- en multiplex beeldvormingstechnologieën, als onderdeel van deze poging om de unieke interacties van meerdere elementen van TME's te ontcijferen.
Baanbrekende methoden zoals flowcytometrie (uitgevonden in de jaren 1960), fluorescentie-geactiveerde celsortering en massacytometrie zijn voornamelijk gericht op het identificeren en kwantificeren van TME-componenten4. Hoewel op cytometrie gebaseerde kwantitatieve technieken fenotypering van het immuunlandschap mogelijk maken, is het bepalen van de cellulaire ruimtelijke verdeling onmogelijk. Omgekeerd behouden methoden zoals standaard singleplex immunohistochemie de weefselarchitectuur en stellen onderzoekers in staat om cellulaire distributie te analyseren, hoewel een verminderd aantal doelen in een enkele weefselsectie een beperking van deze methoden is 5,6. In de afgelopen jaren zijn multiplexed imaging-technologieën voor eencellige resolutie zoals multiplex immunofluorescentie, barcoding fluorescentie beeldvorming en imaging massaspectrometrie naar voren gekomen als uitgebreide strategieën voor het verkrijgen van informatie over gelijktijdige markerkleuring met behulp van dezelfde weefselsectie7.
Hier presenteren we een technologie die metaalgelabelde antilichamen en secundaire ionenmassaspectrometrie koppelt en kwantificering van de resolutie van één cel, markerco-expressie (fenotypering) en ruimtelijke analyse mogelijk maakt met behulp van formaline-vaste, paraffine-ingebedde (FFPE) en vers bevroren (FF) weefselmonsters 8,9. FFPE-monsters zijn de meest gebruikte materialen voor weefselarchiveringsmonsters en vormen een gemakkelijker beschikbare bron voor multiplexed beeldvormingstechnologieën dan vers ingevroren monsters10. Bovendien biedt deze technologie de mogelijkheid om maanden later opnieuw beelden op te vragen. Hierin bespreken we onze kleurings- en beeldverwerkingsprotocollen met behulp van FFPE-weefselmonsters.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Weefselmonsters werden verkregen voor onderzoeksdoeleinden in overeenstemming met de Institutional Review Board van het MD Anderson Cancer Center van de Universiteit van Texas, en monsters werden verder gedeïdentificeerd.
1. Selectie van antilichamen
- Definieer de onderzoeksvragen om de best beschikbare antilichaamklonen te kiezen. Gebruik de Human Protein Atlas, gepubliceerd onderzoek en websites van antilichaamfabrikanten als onderzoeksbronnen.
OPMERKING: De selectie van adequate controles van menselijk weefsel en dezelfde menselijke weefselcontroles die in de verschillende stappen moeten worden gekleurd, is van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat de markers correct, op de juiste plaats en in het juiste cellulaire compartiment worden gekleurd. Een kleine weefselmicroarray (TMA) inclusief normaal weefsel en neoplastische weefsels wordt altijd aanbevolen voor kleuringsvalidatie. - Gebruik alleen dragervrije antilichamen om het paneel te ontwerpen.
OPMERKING: Het gebruik van dragervrije antilichaamformuleringen is vereist als er geen commercieel dragerschapsvrij antilichaam beschikbaar is; zuiveringskits kunnen worden gebruikt om het antilichaam aan te passen aan de juiste formulering. Van eiwitadditieven zoals runderserumalbumine is bekend dat ze de conjugatiecapaciteit verminderen. - Test en titreer elk antilichaam met behulp van standaardchromogene immunohistochemie om het subcellulaire patroon van de expressie van een marker te bepalen; membraan-, cytoplasmatische of nucleaire kleuring; en expressie in specifieke cellen in controleweefsels.
OPMERKING: Elk antilichaam moet echter worden getest in pH 6-citraat en pH 9 ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) en of het paneel zal worden gekleurd met pH 6-citraat of pH 9 EDTA moet worden bepaald. Het gebruik van pH 9 EDTA wordt aanbevolen om goede signalen te verkrijgen, vooral bij het werken met deze methodologie. - Kies de optimale kleuringsconcentratie volgens het expressiepatroon in positieve controles.
- Wijs elk antilichaam toe aan een van de beschikbare metaalisotopen volgens de immunohistochemische marker abundantie, subcellulaire lokalisatie en cellulaire co-expressie met de andere doelen.
- Kleur het antilichaam met het overeenkomstige toegewezen metaal en vergelijk met de expressie in hetzelfde controleweefsel dat eerder werd gebruikt.
OPMERKING: Antilichaammetaalconjugatie begint met antilichaamvoorbereiding, reductie en daaropvolgende conjugatie (aanvullend dossier 1). Elke met metaal geladen polymeerbuis is voldoende voor het labelen van 100 μg van een antilichaam.
2. Antilichaam paneel ontwerp
- Maak kleine partijen antilichaamkleuring. Test maximaal vijf markers in een cocktail.
OPMERKING: Het testen van antilichamen die al zijn geconjugeerd en geanalyseerd met behulp van immunohistochemie in batches vergemakkelijkt de vroege identificatie van kanaalinterferenties en biedt de mogelijkheid om de antilichamen te reconjugeren met een ander metaal. Het biedt ook de mogelijkheid om adequate co-expressie van markers te evalueren. - Kleur elke kleine batch met vier verschillende antilichaamconcentraties (0,05 μg/ml, 0,2 μg/ml, 1 μg/ml en 4,0 μg/ml).
OPMERKING: Vergelijk verschillende titers en identificeer de antilichaamconcentratie die resulteert in de juiste locatie en hoogste expressie met minimale achtergrondkleuring (beste signaal-ruisverhouding).
3. FFPE weefselsectie
- Selecteer goudgecoate dia's (specifiek voor dit doel) en houd ze dicht bij de microtoom. Bereid de microtoom voor door een nieuw mes in de houder te steken. Stel de sectiedikte in op 4-5 μm.
- Zet FFPE-blokken op ijs voordat je gaat snijden. Bereid een weefselzwembad door gedestilleerd water of gedeïoniseerd water (diH2O) te verhitten tot 40-45 °C.
OPMERKING: Het gebruik van diH2O of gedestilleerd water vermindert de kans op besmetting. - Begin met secties. Plaats het weefselgedeelte met een pincet in het water en laat het platdrukken. Gebruik de dia's om weefselsecties uit het water te verwijderen.
- Plaats de dia's in een schuifrek en laat ze een nacht op kamertemperatuur drogen.
4. FFPE antilichaam kleuring
OPMERKING: Het kleuringsproces vindt plaats op twee afzonderlijke dagen.
LET OP: De oplossingen die in dit protocol worden gebruikt, zijn potentieel corrosief en vormen gevaren voor de huid en ogen. Het dragen van handschoenen, een laboratoriumjas en beschermende oog- en gezichtsapparatuur wordt geadviseerd en maakt deel uit van het bioveiligheidsbeleid van onze instelling.
- Reagensbereiding (dag 1)
- Verdun 50 ml 20x Tris-gebufferde zoutoplossing met Tween (TBS-T) tot 950 ml diH2O om 1 l TBS-T te maken.
- Verdun 8 ml tris-ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) tot 72 ml diH2O om een 1x warmte-geïnduceerde epitoopterugwinning (HIER) oplossing te maken.
- Verdun donkey serum in 1x TBS-T tot een eindconcentratie van 5% om een blokkerende buffer te maken. Bewaar de oplossing bij 4 °C totdat deze klaar is voor gebruik.
- HIER voorbereiding: Voorbehandeling (PT) module
LET OP: Draag chemische beschermende handschoenen bij het hanteren van reagentia of onderdelen die zijn ondergedompeld in reagentia die in de PT-module worden gebruikt.- Verdun 140 ml 10x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) tot 1.260 ml diH2O om 1,4 l 1x PBS te maken. U kunt ook zeven PBS-tabletten verdunnen tot 1,4 l diH2O.
- Vul een tank met 1,4 L PBS en plaats de voorbereide schuifkamercontainer met 100 ml 1x HIER-oplossing in de tank.
- Verwarm de tank in een PT-module voor op 75 °C.
- Overtollige paraffine verwijdering
- Bak glaasjes op 70 °C minstens 20 min in een oven.
OPMERKING: Sommige tissues of secties hebben mogelijk langere baktijden nodig. De aanbevolen baktijd voor hersenweefsel of een TMA is 1 uur. Dit kan worden verlengd tot 16 uur ('s nachts) of volgens laboratoriumervaring. - Plaats gebakken dia's in een diahouder en voer de volgende wasstappen uit op een shaker onder een zuurkast. Was de dia's in de volgende oplossing: Xyleen 2x voor 30 s (metaalvrij), 100% alcohol 2x voor 30 s (metaalvrij), 95% alcohol 2x voor 30 s (metaalvrij), 80% alcohol voor 30 s (metaalvrij), 70% alcohol voor 30 s (metaalvrij) en diH2O 2x voor 30 s (metaalvrij).
- Bewaar de dia's in een verse diH2O-container totdat ze klaar zijn voor het ophalen van antigeen.
OPMERKING: De dia's mogen niet worden gedroogd tot het einde van de procedure.
- Bak glaasjes op 70 °C minstens 20 min in een oven.
- Antigeen ophalen
- Plaats de dia's in een voorverwarmde schuifkamer met 1x HIER-buffer in de PT-module. Plaats het deksel op de tank. Sluit en sluit het deksel.
- Druk op de menuknop op de PT-module om het hoofdmenu te openen en druk op de knop Setup-cyclus (tijd en temperatuur) om een aangepast programma te maken.
- Laat de PT-module gedurende 40 minuten op 97 °C draaien. Daarna koelt de PT-module automatisch af tot 65 °C.
- Verwijder de dia's uit de PT-module zodra de temperatuur van 65 °C is bereikt. Houd de dia's 30 min op kamertemperatuur.
OPMERKING: De PT-module gaat pas open als de temperatuur afkoelt tot 65 °C. Raak tijdens dit proces het gouden oppervlak van de dia's niet aan en gebruik altijd handschoenen.
- Antilichaam blokkeren
- Zet een shaker op 70 toeren.
- Was de dia's door ze 5 min 2x in 1x TBS-T te dopen.
- Trek met behulp van een hydrofobe barrièrepen een rand rond het weefselgedeelte op ten minste 1 mm afstand van de schuifranden en laat deze 15-30 s drogen.
OPMERKING: Zorg ervoor dat de penvloeistof het weefselgedeelte raakt om weefselinterferentie met de kleuring te voorkomen. Druk de pen niet te hard in tijdens het tekenen van de barrière om mogelijke lekken te voorkomen. Voor optimale kleurings- en beeldacquisitieresultaten worden de weefselsecties in het midden van de met goud beklede dia's geplaatst in een frame dat niet groter is dan 15 mm x 30 mm om voldoende ruimte te bieden om de barrière te tekenen zonder het weefsel of de geleidepunten aan de buitenrand van de dia aan te raken. - Als u eventuele penresten wilt verwijderen, dompelt u de dia's in TBS-T.
- In een vochtkamer bij kamertemperatuur incubeer het weefselgedeelte met 100-200 μL blokkerende buffer gedurende 20 minuten. Laat het weefsel incuberen in de blokkerende buffer totdat een antilichaam master mix klaar is.
- Voorbereiding van het antilichaampaneel
OPMERKING: Het uiteindelijke volume van de cocktail van het antilichaampaneel varieert afhankelijk van het geschatte oppervlak van de weefselsectie. Om een gebied van 20 mm x 20 mm te bedekken, bereidt u 100-200 μL van de cocktail.
Doe het volgende om een antilichaampaneelcocktail van metaalisotoop-geconjugeerde antilichamen te bereiden:- Bevestig het uiteindelijke volume van de cocktail dat gelijk is aan het antilichaamcocktailvolume dat aan het blokkerende buffervolume is toegevoegd.
- Bevestig de specificaties voor alle antilichamen, verdunningen en/of antilichaamconcentraties in een spreadsheet voor het project.
- Draai alle antilichaambevattende buisjes af op 10.000 x g gedurende 5 minuten. Voeg individuele antilichamen toe aan de blokkerende buffer en meng heel goed. Verstoor de onderkant van de antilichaambuis niet bij het pipetteren ervan.
- Filter het antilichaampaneel door een centrifugaal filterapparaat van 0,1 μm met 100 μL blokkeringsbuffer vooraf te bevochtigen. Draai het filter gedurende 2 minuten op 10.000 x g en verwijder de blokkerende bufferdoorstroming met een pipet.
- Breng het antilichaampaneel over in een spinkolom en draai het filter gedurende 2 minuten op 10.000 x g . Gooi de spinkolom weg en gebruik de doorstroom als het gefilterde antilichaampaneel.
OPMERKING: Voer de kleuring onmiddellijk na het maken van de cocktail uit om metaaluitwisseling te voorkomen. Als opslag van de antilichaamcocktail voor een langere tijd nodig is, kan deze worden onderworpen aan lyofilisatie.
- Antilichaamkleuring
- Verwijder voorzichtig de blokkerende buffer van de dia's door elke dia op zijn kant te kantelen en zachtjes op de randen tegen een taakwisser te tikken.
- Plaats de dia's in een vochtkamer en voeg 100-200 μL antilichaammastermengsel toe aan het weefsel (vermijd contact met weefsel en het ontstaan van luchtbellen).
- Voeg positieve en negatieve controledia's toe aan de kleuringsbatch.
- Incubeer de dia's bij 4 °C 's nachts (14-16 uur).
- Reagensbereiding (dag 2)
- Verdun 100 ml 10x laag-barium PBS, pH 7,4, in 900 ml diH2O om 1x PBS te maken.
- Bereid 350 ml van een werkvoorraadoplossing van 2% glutaaraldehyde in pbs met een laag bariumgehalte (340 ml laag-barium PBS + 10 ml glutaraldehyde).
OPMERKING: Voer de verdunning uit onder een kap. Glutaaraldehyde is een zeer viskeuze vloeistof. Gebruik een pipet van 1 ml en voeg elke keer 1 ml laag-barium PBS toe aan de glutaaraldehydebuis totdat deze vloeibaar genoeg wordt om uit de buis te gieten. - Verdun 10x Tris, pH 8,5, in 900 ml diH20 om 1x Tris te maken.
- Fixatie en uitdroging
- Verwijder de antilichaammastermix van elke dia door de dia op zijn kant te kantelen en zachtjes op de rand tegen een taakwisser te tikken.
- Was de dia's met lichte tot matige agitatie in de volgende buffers: 1x TBS-T, 3x maal gedurende 5 minuten elk (metaalvrij); gefilterd 2% glutaaraldehyde gedurende 5 minuten; gefilterd 1x tris, pH 8,5, 3x voor 30 s; gefilterd diH2O 2x voor 30 s; 70% alcohol gedurende 30 s (metaalvrij); 80% alcohol gedurende 30 s (metaalvrij); 95% alcohol gedurende 30 s (metaalvrij); en 100% alcohol gedurende 30 s (metaalvrij).
- Tik zachtjes op de rand van elke schuif tegen een taakwisser om overtollige alcohol te verwijderen en resterende alcohol te laten verdampen bij kamertemperatuur (~ 5-10 min).
- Droog dia's in een exsiccator gedurende ten minste 1 uur voorafgaand aan het verkrijgen van afbeeldingen of bewaar de dia's in een vacuümkamer voor langdurige opslag.
5. Beeldacquisitie
- Dia-instelling
OPMERKING: Voordat u met het instrument gaat scannen, moeten de dia's worden gedefinieerd en ingesteld met behulp van de webgebaseerde toepassing voor beeldbeheer volgens de onderstaande stappen.- Klik op de diapagina in de webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer op Accession New Slide en voer de gewenste details in (naam, dia-identificatie, locatie en beschrijving).
- Maak scansecties door op Sectie toevoegen te klikken. Vul de informatie voor elke sectie in (naam van het project, dianaam, blok en positie). Als u de nieuwe dia's/secties wilt opslaan, klikt u op Verzenden.
- Open op het tabblad Bronnen de deelvensterpagina en selecteer het deelvenster dat u wilt gebruiken. Voor nieuwe deelvensters klikt u op Nieuw deelvenster maken.
- Nadat u het paneel hebt geselecteerd, klikt u op Secties. Voeg de secties toe die in stap 2 zijn gemaakt. door op Sectietoewijzing bewerken te klikken. Opslaan door op Verzenden te klikken.
- Instrument setup
OPMERKING: Dit instrument (zie Materiaaltabel) wordt bediend met behulp van een specifiek besturingssoftwareprogramma (zie Materiaaltabel).- Log in op de besturingssoftware. Klik op Wake Up (Wakker ) als het instrument in de slaapstand staat.
OPMERKING: Ten minste 1 uur voor de operatie wordt het opwarmen van het instrument aanbevolen, wat helpt bij de stabilisatie van de bundelfocus. - Als u een dia wilt laden, klikt u op Exchange Sample en vervolgens op Continue om de deur te openen. Plaats de schuif in de laadsleuf met het monster naar boven gericht en het label aan de rechterkant. Klik op Doorgaan om de deur te sluiten.
OPMERKING: Als de dia niet correct is geladen, verschijnt er een waarschuwingsgeluid en een melding om de dia aan te passen. - Selecteer het project en selecteer vervolgens de dianaam voor het geladen voorbeeld.
- Visualiseer de panoramische afbeelding in het optische afbeeldingsvenster van de dia.
- Log in op de besturingssoftware. Klik op Wake Up (Wakker ) als het instrument in de slaapstand staat.
- Selectie en acquisitie van gezichtsveld (FOV)
- Klik op het menu Modus en selecteer SED (Secondary Electron Detector). Klik op het menu beeldmodus en kies QC −300 μm.
- Klik op Jog Stage om de FOV-locatie te regelen en klik vervolgens op de pijlen om te navigeren en de positie van de FOV te selecteren.
- Klik op FOV toevoegen, stel 400 μm x 400 μm in als veldgrootte en selecteer fijn als beeldmodus en 1 ms verblijftijd. Klik op Bevestigen.
OPMERKING: De ingestelde verblijftijd is afhankelijk van de gewenste resolutie. De verblijftijd neemt toe naarmate de resolutie toeneemt. De aanschaftijd kan variëren afhankelijk van meerdere factoren, waaronder de inbraakperiode van de detector en de duur van de werking. Onze gemiddelde acquisitietijd voor één FOV is ongeveer 17 min. Gebruik het instrument non-stop gedurende maximaal 8 uur, waardoor ongeveer 28 FOV's kunnen worden gescand. De kwaliteit van de verkregen beelden neemt af na vele opeenvolgende uren gebruik. - Nadat u een FOV-lijst hebt gemaakt, gaat u verder met beeldfocus en past u de stigmatie aan door de bundel naar een weefselgebied te verplaatsen dat niet in beeld wordt gebracht. Pas de parameters aan totdat een duidelijk centraal beeld is verkregen.
OPMERKING: Om de beeldacquisitie te optimaliseren, is het ideaal om het weefselgedeelte gecentraliseerd op de dia te houden. Tijdens het scherpstellen kan een duidelijk beeld van alleen het centrale gebied worden verkregen. Als het weefselgedeelte te groot is, zijn de randen onscherp en wordt het beeld onscherp. - Klik op Start Run. Verkregen afbeeldingen worden automatisch geüpload en opgeslagen in de webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer.
6. Beeldvoorbereiding
- Beeld isobare correctie
OPMERKING: Het doel van isobare correctie is het verwijderen van spillover-signalen tussen kanalen als gevolg van de aanwezigheid van isotopen van gelijke of zeer vergelijkbare massa waarvan de verschillen in massa niet kunnen worden gedetecteerd met behulp van de massaanalysator.- Klik in de webgebaseerde toepassing voor beeldbeheer op het groene downloadpictogram om de FVV's (TIFF-afbeeldingen) op te slaan.
- Download de meest recente versie van de beeldverwerkingssoftware (zie Materiaaltabel) die beschikbaar is op het tabblad Info in de webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer en sla deze op in een bestand. Open het .zip archiefbestand en volg de installatiestappen. Open de software zodra de installatie is voltooid.
- Selecteer de map met de afbeeldingen die moeten worden gecorrigeerd door op het pictogram Bestand in het invoervenster van de beeldverwerkingssoftware te klikken. Er wordt een FOV-lijst geladen.
- Klik op het filterpictogram in het invoervenster om standaardcorrecties toe te passen. Visualiseer voor elk kanaal beelden die voor en na correctie zijn verkregen aan de rechterkant van het scherm.
- Klik op het diskettepictogram in het uitvoervenster om de gecorrigeerde afbeelding op te slaan.
- Beeldfiltering: Voronoi vlakvulling
OPMERKING: Voronoi-vlakvullingsdiagrammen illustreren een verdeling van de ruimte met zaadpunten in Voronoi-cellen. Het doel is om de celdichtheid te schatten en celgrenzen te definiëren. Met behulp van de Voronoi-vlakvullingsberekening wordt een masker gegenereerd en toegepast op de oorspronkelijke afbeelding voor filtering.- Klik op het tabblad Filteren en selecteer Voronoi Tesselation in het menu filterparameters.
- Selecteer in het invoervenster de afbeelding MassCorrected.tiff. Klik op het filterpictogram in het invoervenster.
- Klik op het diskettepictogram in het uitvoervenster om de gefilterde afbeelding op te slaan. De twee resulterende bestanden hebben de achtervoegsels -Filtered.tiff en -Filtered.json.
OPMERKING: De afbeelding met de naam MassCorrected-Filtered.tiff kan vervolgens worden geüpload naar een softwareprogramma voor digitale analyse van derden of een open-source softwareprogramma.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Amandel- en longadenocarcinoom TMA-weefselsecties (5 mm dik) werden verkregen en op het midden van goudgecoate dia's geplaatst volgens de specificaties met betrekking tot weefselgrootte en veilige marges van de dia's. Vrije glasmarges van respectievelijk 5 mm en 10 mm tussen de rand van het weefsel en de laterale en inferieure randen van de glasglijbanen zijn nodig voor een optimale kleuring. De weefselsecties werden 's nachts in een oven gebakken voordat ze werden gekleurd om een goede hechting van het gedeelte aan de glijbaan te garanderen. Het antilichaampanel bestond uit 23 markers. In dezelfde kleuringsbatch werden een amandelschuif en een TMA-dia met meerdere weefsels opgenomen om de expressie van markers te evalueren die nauwelijks tot expressie komen in longadenocarcinoommonsters (figuur 1). Positieve controles moeten worden gekozen op basis van de doelwitten van de antilichamen die in de panels worden gebruikt; om bijvoorbeeld sox10-expressie te evalueren, zijn melanoommonsters nodig en om gafp-expressie te evalueren zijn glioblastoommonsters nodig (figuur 2).
Figuur 1: Isotopische zuiverheid en kanaal cross-talk. De matrix toont het percentage cross-talk afgeleid van sondezuiverheid en oxiden (blauwe dozen, ≥0,5%; duidelijke vakjes, <0,5%). Voor de massatags worden probes weergegeven die ten minste 0,5% cross-talk hebben bijgedragen in geen kanalen (groen), een of twee kanalen (geel) of meer dan twee kanalen (oranje). Massakanalen die ten minste 0,5% cross-talk ontvangen van geen sondes (groen), een of twee sondes (geel) of meer dan twee sondes (oranje) worden ook getoond. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Representatieve kleuringsbeelden in verschillende weefsels. (A) Longadenocarcinoom. (B) Niet-neuroplastische nier. (C) Amandelen. CD20 wordt weergegeven in geel, Ki67 wordt weergegeven in magenta, CD3 wordt weergegeven in wit, CD11c wordt weergegeven in groen, CD68 wordt weergegeven in rood, cytokeratine wordt weergegeven in cyaan en dubbelstrengs DNA (dsDNA) wordt weergegeven in blauw. Vergroting, 200x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Deze kleuringsprocedure lijkt sterk op standaard immunohistochemische kleuring en trad op twee opeenvolgende dagen op. De vijf belangrijkste stappen van het kleuringsprotocol zijn 1) verwijdering van overtollige paraffine, 2) het ophalen van antigeen, 3) het blokkeren van antilichamen, 4) kleuring van antilichamen en 5) fixatie en uitdroging (figuur 3). Een fundamentele stap in de kleuringsprocedure is het nemen van voorzorgsmaatregelen om metaalverontreiniging van de monsters te voorkomen, inclusief het gebruik van metaalvrije reagentia die zijn opgeslagen in plasticware en zorgvuldige behandeling van de monsters om mechanische schade te beperken. Het bereiden van de antilichaamcocktail onmiddellijk voor het kleuren wordt aanbevolen. Dit vermindert de metaaluitwisseling. Zodra de kleuring was voltooid, hebben we de dia's opgeslagen en de volgende dag gescand. Vóór het verkrijgen van afbeeldingen is een noodzakelijke stap het instellen van dia's met behulp van een webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer (afbeelding 4).
Afbeelding 3: Workflow voor het verkrijgen van afbeeldingen en de bijbehorende dia. (A) Overzicht van de workflow voor het verkrijgen van afbeeldingen. 1) Een FFPE-weefselsectie gekleurd met metaal-geconjugeerde antilichamen wordt gerasterd met behulp van een primair ionenkanon, waarbij secundaire ionen vrijkomen. 2) Een time-of-flight massaspectrometer scheidt en meet ionen op basis van hun massa op pixelniveau. 3) Pixelgebaseerde kwantificering van secundaire ionen. De y-as komt overeen met het aantal gedetecteerde ionen (piek) en de x-as komt overeen met de massa van elk metaal. 4) Op basis van de piek van elk massaspectrum worden multidimensionale beelden gereconstrueerd. (B) Schema van de dia die in deze procedure wordt gebruikt. Voor optimaal kleurweefsel moet het gedeelte ten minste 5 mm van de zijrand van de dia en 10 mm van de inferieure rand worden geplaatst. Bij het tekenen van de hydrofobe barrière rond het weefselgedeelte moet deze binnen de rechthoek worden gehouden op ten minste 1 mm van de rand van de dia. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Afbeelding 4: Dia-instellingen in de webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer. Voordat u dia's scant, moet u elke dia instellen. Voer de gewenste gegevens in die kunnen helpen bij de identificatie van dia's. Klik op Sectie toevoegen (zwarte pijl) om de blok- en positie-informatie op te nemen. Als u wilt opslaan, klikt u op Verzenden (rode pijl). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Schakel op de scandag het acquisitie-instrument in met behulp van de besturingssoftware. Door op Exchange Slide te klikken, werd de deur van het instrument geopend, waardoor een dia kon worden geladen. We plaatsten de schuif op de laadsleuf naar boven gericht met het label aan de rechterkant. Er kan slechts één dia tegelijk worden gescand. De volgende stap was het selecteren van de FOV's en het aanpassen van de focus en stigmatie volgens de stappen beschreven in het protocol. We hebben afbeeldingen verkregen door op Start Run te klikken. De aanschaftijd varieert afhankelijk van de gewenste FOV-grootte en resolutie. De FOV-grootte varieert van 200 μm x 200 μm tot 800 μm x 800 μm, wat overeenkomt met een framegroottebereik van 128 pixels x 128 pixels tot 2048 pixels x 2048 pixels. Er zijn drie standaardresoluties beschikbaar: grof, fijn en superfijn. Het scannen van grotere FOV's met superfijne resolutie is tijdrovend, waarbij de uiteindelijke aanschaftijd voor één FOV varieert van 25 s tot 4,7 uur (figuur 5).
Figuur 5: Beeldacquisitie met behulp van de besturingssoftware. De acquisitie-instellingen kunnen naar wens worden aangepast. Als u de scanresolutie wilt wijzigen, klikt u op het vervolgkeuzemenu van Imaging Mode (zwarte pijl). Als u de FOV-grootte wilt wijzigen, voert u een getal in het veld FOV-grootte (μm) in (rode pijl). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Nadat het scannen was voltooid, werd een afbeeldingenset met alle FVS automatisch geüpload naar de webgebaseerde toepassing voor beeldbeheer. Naast de opslag van afbeeldingen, maakt deze applicatie de visualisatie van alle kanalen samen of afzonderlijk, beeldaanpassingen en het downloaden van afbeeldingen voor verdere voorbereiding mogelijk. De standaard gevisualiseerde afbeelding wordt opgeslagen als een TIFF-bestand (figuur 6).
Figuur 6: Beeldvisualisatie met behulp van de webgebaseerde toepassing voor afbeeldingsbeheer. Verworven beelden worden opgeslagen en gevisualiseerd met behulp van het online platform. Het aanpassen van de visualisatieparameters en het wijzigen van de kleur van elke marker is mogelijk. Klik op Afbeeldingskanaal toevoegen (witte pijl) om andere markeringen te visualiseren. Vergroting, 200x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Metaalinterferenties zijn inherent aan de metaaletiketteringsmethoden, ondanks het gebruik van strategieën om ze te minimaliseren. Om de overtollige achtergrondsignalen van metaalisotoop geconjugeerd aan de antilichamen te verwijderen en beelden voor analyse voor te bereiden, gebruikten we de bijbehorende beeldverwerkingssoftware (zie Tabel van materialen). De beeldvoorbereidingsprocedure bestaat uit twee stappen: 1) isobare correctie, die signalen tussen kanalen verwijdert, en 2) filtering, die signalen verwijdert die worden veroorzaakt door aggregaten op het beeld.
Om de isobare correctie te starten, werd het bestand met de opgeslagen TIFF-afbeelding geselecteerd door op het pictogram Bestand van het invoervenster te klikken. De software laadt automatisch alle gearchiveerde TIFF-afbeeldingen in het bestand, waardoor batchanalyse mogelijk is. Vervolgens hebben we de afbeelding gecorrigeerd door op het filterpictogram van het invoervenster te klikken. Twee resulterende bestanden met het achtervoegsel -MassCorrected werden automatisch gegenereerd: een gearchiveerd in TIFF-formaat en de andere gearchiveerd in JSON-formaat. Standaard werden de resulterende archieven opgeslagen in hetzelfde bestand waaruit de oorspronkelijke afbeelding werd geladen (figuur 7).
Figuur 7: Beeldvoorbereiding: correctiestap. Om een afbeelding ter voorbereiding in de beeldverwerkingssoftware te laden, klikt u op het pictogram Bestand in het invoervenster (zwarte pijl) en selecteert u de afbeelding. Als u de standaardcorrectieprocedure wilt toepassen, klikt u op het pictogram Filter in het invoervenster (rode pijl). Om de bijgewerkte, gecorrigeerde afbeelding op te slaan, klikt u op het diskettepictogram in het uitvoervenster. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
De tweede stap van de beeldvoorbereiding is filteren, dat kan worden geselecteerd op het bovenste tabblad in de software. We hebben de gecorrigeerde afbeelding geselecteerd in het invoervenster. In deze stap werd geautomatiseerde Voronoi-vlakvulling gebruikt als filterparameter. Door op het filterpictogram op het invoerpaneel te klikken, werd het geselecteerde filter automatisch op alle kanalen toegepast. In beide beeldvoorbereidingsstappen (correctie en filtering) worden de beelden van elk kanaal voor en na verwerking en signaalverschillen aan de rechterkant van het scherm weergegeven.
Vergelijkbaar met de isobare correctiestap werden twee nieuwe archieven gegenereerd, een in TIFF- en een in JSON-formaat. In deze stap was het achtervoegsel achter de bestandsnaam -Filtered. Daarom kreeg het uiteindelijke verkregen beeld de naam MassCorrected-Filtered.tiff. Door deze stappen te voltooien, hebben we het beeld voorbereid voor de analyse met behulp van de gewenste digitale pathologiesoftware (figuur 8 en figuur 9). Door deze techniek te gebruiken, konden we alle 23 markers in het antilichaampaneel analyseren met minimale interferenties tussen kanalen op subcellulair niveau in een enkele weefselsectie.
Figuur 8: Beeldvoorbereiding: filterstap. Selecteer Filteren op het bovenste tabblad (zwarte pijl) in de beeldverwerkingssoftware. Selecteer onder Filterparameters de gewenste methode (groene pijl). Selecteer in het invoervenster De optie MassCorrected-afbeelding. Als u de geselecteerde procedure op de afbeelding wilt toepassen, klikt u op het filterpictogram in het invoervenster (rode pijl). Om de bijgewerkte gefilterde afbeelding op te slaan, klikt u op het pictogram Diskette in het uitvoervenster. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 9: Representatieve beelden van de kleuring voor en na de beeldvoorbereiding. (A) Afbeelding van een amandelweefselsectie gekleurd met behulp van deze techniek en gevisualiseerd met behulp van een digitaal beeldanalysesoftwareprogramma van derden voordat het wordt gefilterd en gecorrigeerd. (B) Afbeelding van dezelfde sectie onder dezelfde omstandigheden na filter- en correctiestappen. CD20 wordt weergegeven in geel, Ki67 wordt weergegeven in magenta, CD3 wordt weergegeven in wit, CD11c wordt weergegeven in groen, cytokeratine wordt weergegeven in cyaan en dubbelstrengs DNA (dsDNA) wordt weergegeven in blauw. Vergroting, 200x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Aanvullend bestand 1: Antilichaam panel lijst. Elk antilichaam werd geconjugeerd aan een specifieke metaalisotoop met een andere massa zoals vermeld. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De uitgebreide opheldering van de complexe, ingewikkelde interacties tussen de meerdere componenten van een TME blijft een centrale doelstelling van kankeronderzoek. Fabrikanten hebben talloze multiplexed assays geïntroduceerd als onderdeel van deze inspanning, vooral in de afgelopen 5 jaar. Gemultiplexte ruimtelijke analyse is een veelzijdig en krachtig hulpmiddel dat de gelijktijdige categorisatie van verschillende doelen vergemakkelijkt met behoud van structurele morfologie in tumormonsters. Ruimtelijke analysetechnieken kunnen worden uitgevoerd met behulp van fluorescentiebeeldvorming of massaspectrometrie, zoals de hierin beschreven techniek 11,12,13.
Vóór kleuring is antilichaamoptimalisatie met behulp van een regulier immunohistochemisch protocol gevolgd door het kleuringsprotocol vereist om de reproduceerbaarheid van antilichaamkleuring te standaardiseren. Een zeer bekend feit is dat verschillende reguliere antilichaamklonen onder verschillende omstandigheden een optimale expressie kunnen hebben. Om antilichamen met metalen tags te conjugeren, zijn echter dragervrije antilichamen vereist, evenals het definiëren van dezelfde pH voor het ophalen van antigeen voor alle antilichamen die in het paneel zijn geïntegreerd, wat een nadeel is van deze methode. Als u deze stap niet voltooit, kan dit leiden tot afbeeldingen van lage kwaliteit die niet met succes kunnen worden geanalyseerd. Het is absoluut noodzakelijk om tijd te besteden aan onderzoek van de medische literatuur en de websites van antilichaamfabrikanten om de beste goed gevalideerde, betrouwbare antilichamen te selecteren uit de antilichamen die in de handel verkrijgbaar zijn. Bij het valideren van de antilichamen en de panelen is het bouwen van kleinere panelen nuttig. Dit helpt bij het identificeren van mogelijke kanaalinterferenties en het evalueren van de juiste expressie van de markers.
Een van de onderscheidende kenmerken van deze techniek is de mogelijkheid om tot 40 metaalgelabelde antilichamen op een enkele weefselsectie te bestuderen. Ondanks dat ze zeer voordelig zijn, zijn massaspectrometrietechnieken met metaallabel onderhevig aan uitdagende metaalinterferenties, zoals isobare interferenties. Isobare interferenties zijn kenmerkend voor massaspectrometriemethoden voor metaaletikettering en zijn het resultaat van het bestaan van isotopen met een gelijke of zeer vergelijkbare massa waarvan het verschil in massa kleiner is dan de detectiecapaciteit van de massaanalysator. Deze interferenties kunnen worden veroorzaakt door isotopische besmetting of polyatomische soorten. Isotopische verontreiniging verwijst naar de zuiverheid van een element. In de natuur zijn de meeste elementen aanwezig in een mengsel van isotopen. Zelfs bij verrijking kan geen 100% zuiverheid worden verkregen. Het resulteert in meer dan één element met dezelfde massa en produceert cross-talk tussen kanalen. De mediane zuiverheid van de 40 beschikbare metaalisotopen is 98%. De interferenties als gevolg van polyatomische soorten zijn afkomstig van vrije metaalbinding aan negatief geladen soorten zoals hydriden, carbiden, nitriden, oxiden, hydroxiden en cyaniden, waarbij +1 tot +26 wordt toegevoegd aan de eindmassa van de metalen tag. Het ontwikkelen van strategieën om mogelijke ruisbronnen te minimaliseren is cruciaal voor het bereiken van goede kleuring en beeldvorming. De eerste noodzakelijke stap in de paneelconstructie is een zorgvuldige toewijzing van metaalisotoop-antilichamen. Markers die over het algemeen wijdverspreid zijn in weefselsecties, zoals cytokeratine en CD45, moeten worden geconjugeerd aan metaalisotopen met een hoge massa (groter dan die van 160Gd) om de effecten van polyatomische interferenties te minimaliseren, en schaarse markers moeten worden geconjugeerd aan isotopen met massa's variërend van 140Ce tot 160Gd. Iets om in gedachten te houden is dat het risico op metaalinterferentie toeneemt naarmate het aantal markers toeneemt. Met een zorgvuldige plaatsing van metaal en markers kan de impact van resterende interferenties echter worden verminderd met verdere beeldverwerking met behulp van de beeldverwerkingssoftware.
Aanvullende procedures kunnen ook worden gebruikt om metaalverontreiniging van de monsters bij het snijden en kleuren van weefsel te verminderen. Zoals beschreven in het bovenstaande protocol, voorkomt het gebruik van gedestilleerd water of diH2O in het waterbad deze verontreiniging. Evenzo moeten de reagentia die bij het kleuren worden gebruikt, metaalvrij zijn. Een nuttige tip is om te voorkomen dat reagentia in glazen containers worden opgeslagen, omdat glaswerk metaalverontreiniging vergemakkelijkt. Om optimale algemene resultaten te verkrijgen, raden we aan om in de kleuringsstap 's nachts dia's te bakken om een goede hechting van weefselsecties aan de dia's te garanderen.
In tegenstelling tot andere multiplexmethoden gebruikt deze methode FFPE-monsters14. Gecombineerde formalinefixatie en paraffine-inbedding blijft de meest gebruikte vorm van monsterconservering en -bereiding. Het gebruik van gearchiveerde blokken maakt het mogelijk om uitgebreidere studies uit te voeren dan het gebruik van vers ingevroren monsters, inclusief retrospectief onderzoek, en heeft lagere kosten. Deze methode maakt het ook mogelijk om hele dia's te maken en dia's opnieuw te scannen. Dit legt een breder analysegebied vast dan het selecteren van alleen delen van de dia en maakt scannen met meerdere vergrotingen mogelijk.
Deze techniek heeft beperkingen met betrekking tot de prijs van het instrument en de vereiste om materialen zoals goudgecoate dia's rechtstreeks van fabrikanten te kopen. Pogingen om ongecoate dia's, dia's bedekt met een ander materiaal dan goud of dia's verkregen van andere bedrijven dan de fabrikanten te gebruiken, kunnen leiden tot geen signaalacquisitie en uitgebreide signaalinterferentie en kunnen uiteindelijk het instrument beschadigen.
Een ander belangrijk nadeel van deze methode is de afwezigheid van specifieke software voor analyse. Deze methode genereert afbeeldingen in TIFF-indeling, die veel wordt gebruikt en gemakkelijk kan worden geüpload naar digitale analysesoftware van derden. Softwaretools voor computationele pathologie maken uitgebreide analyse mogelijk, inclusief weefselcompartimentalisatie, celsegmentatie, markerkwantificering in elk cellulair compartiment en analyse van de dichtstbijzijnde buur en nabijheid. Het aanschaffen van een digitale analysesoftware van derden voor gebruik, verhoogt de kosten van een toch al dure techniek15,16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen conflicten te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs erkennen Don Norwood van Editing Services, Research Medical Library bij MD Anderson voor het bewerken van dit artikel en het Multiplex Immunofluorescence and Image Analysis Laboratory bij de afdeling Translational Molecular Pathology bij MD Anderson. Deze publicatie is deels het resultaat van onderzoek dat werd gefaciliteerd door de wetenschappelijke en financiële steun voor het Cancer Immune Monitoring and Analysis Centers-Cancer Immunologic Data Commons Network (CIMAC-CIDC) verstrekt via de National Cancer Institute (NCI) Cooperative Agreement (U24CA224285) aan het Md Anderson Cancer Center Cancer Immune Monitoring and Analysis Center (CIMAC) van de Universiteit van Texas.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100% Reagent Alcohol | Sigma-Aldrich | R8382 | |
| 95% Reagent Alcohol | Sigma-Aldrich | R3404 | |
| 80% Reagent Alcohol | Sigma-Aldrich | R3279 | |
| 70% Reagent Alcohol | Sigma-Aldrich | R315 | |
| 20X TBS-T | Ionpath | 567005 | |
| 10X Low-Barium PBS pH 7.4 | Ionpath | 567004 | |
| 10X Tris pH 8.5 | Ionpath | 567003 | |
| 4°C Refrigerator | ThermoScientific | REVCO | |
| Aerosol Barrier Pipette Tips P10 | Olympus | 24-401 | |
| Aerosol Barrier Pipette Tips P20 | Olympus | 24-404 | |
| Aerosol Barrier Pipette Tips P200 | Olympus | 24-412 | |
| Aerosol Barrier Pipette Tips P1000 | Olympus | 24-430 | |
| Centrifugal Filter Ultrafree-MC | Fisher Scientific | UFC30VV00 | |
| Deionized H2O | Ionpath | 567002 | |
| Donkey serum | Sigma-Aldrich | D9663 | |
| EasyDip Slide Staining Jar, Green | Electron Microscopy Sciences | 71385-G | |
| EasyDip Slide Staining Jar, Yellow | Electron Microscopy Sciences | 71385-Y | |
| EasyDip Slide Staining Kit (Jar+Rack), White | Electron Microscopy Sciences | 71388-01 | |
| EasyDip Stainless Steel Holder | Electron Microscopy Sciences | 71388-50 | |
| Glutaraldehyde 70% EM Grade | Electron Microscopy Sciences | 16360 | |
| Heat Induced Epitope Retrieval (HIER) buffer: 10X Tris with EDTA, pH 9 | Dako | S2367 | |
| Heat resistant slide chamber | Electron Microscopy Sciences | 62705-01 | |
| Hydrophobic barrier pen | Fisher | 50-550-221 | |
| MIBI/O software | Ionpath | NA | |
| MIBIcontrol software | Ionpath | NA | |
| MIBIslide | Ionpath | 567001 | |
| MIBIscope | Ionpath | NA | |
| Microcentrifuge | Eppendorf | 5415D | |
| Microtome | Leica | RM2135 | |
| Moisture Chamber (Humid Chamber) | Simport | M922-1 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) Tablets | Fisher Scientific | BP2944100 | |
| PT Module | Thermo Scientific | A80400012 | |
| Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Units | Fisher Scientific | 097403A | |
| Shaker | BioRocker | S2025 | |
| Spin column (Ultrafree-MC Spin Filter, 0.5mL 0.1μm ) | MillQ | UFC30VV00 | |
| Slide oven | Fisher Scientific | 6901 | |
| Vaccum Cabinet Desiccator | VWR | 30621-076 | |
| Task-whipe | Kimberly Clark | 34155 | |
| Xylene | Sigma-Aldrich | 534056-4L |
References
- Laplane, L., Duluc, D., Bikfalvi, A., Larmonier, N., Pradeu, T.
- Galli, F., et al. Relevance of immune cell and tumor microenvironment imaging in the new era of immunotherapy. Journal of Experimental & Clinical Cancer Research. 39 (1), 89 (2020).
- Liu, C. C., Steen, C. B., Newman, A. M. Computational approaches for characterizing the tumor immune microenvironment. Immunology. 158 (2), 70-84 (2019).
- Eisenstein, M. Cell sorting: Divide and conquer. Nature. 441 (7097), 1179-1185 (2006).
- Scognamiglio, G., et al. Multiplex immunohistochemistry assay to evaluate the melanoma tumor microenvironment. Methods in Enzymology. 635, 21-31 (2020).
- Guo, N., et al. A 34-marker panel for imaging mass cytometric analysis of human snap-frozen tissue. Frontiers in Immunology. 11, 1466 (2020).
- Fu, T., et al. Spatial architecture of the immune microenvironment orchestrates tumor immunity and therapeutic response. Journal of Hematology & Oncology. 14 (1), 98 (2021).
- Rost, S., et al. Multiplexed ion beam imaging analysis for quantitation of protein expresssion in cancer tissue sections. Laboratory Investigation. 97 (8), 992-1003 (2017).
- Keren, L., et al. A structured tumor-immune microenvironment in triple negative breast cancer revealed by multiplexed ion beam imaging. Cell. 174 (6), 1373-1387 (2018).
- Mathieson, W., Thomas, G. A. Why formalin-fixed, paraffin-embedded biospecimens must be used in genomic medicine: An evidence-based review and conclusion. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 68 (8), 543-552 (2020).
- Baghban, R., et al. Tumor microenvironment complexity and therapeutic implications at a glance. Cell Communication and Signaling. 18 (1), 59 (2020).
- Cai, S., Allam, M., Coskun, A. F. Multiplex spatial bioimaging for combination therapy design. Trends in Cancer. 6 (10), 813-818 (2020).
- Allam, M., Cai, S., Coskun, A. F. Multiplex bioimaging of single-cell spatial profiles for precision cancer diagnostics and therapeutics. NPJ Precision Oncology. 4, 11 (2020).
- Rad, H. S., et al. The Pandora's box of novel technologies that may revolutionize lung cancer. Lung Cancer. 159, 34-41 (2021).
- Tan, W. C. C., et al. Overview of multiplex immunohistochemistry/immunofluorescence techniques in the era of cancer immunotherapy. Cancer Commununications. 40 (4), 135-153 (2020).
- Ptacek, J., et al. Multiplexed ion beam imaging (MIBI) for characterization of the tumor microenvironment across tumor types. Laboratory Investigation. 100 (8), 1111-1123 (2020).
