Summary
Dit protocol beschrijft drie methoden voor het toedienen van cardioactieve therapeutische middelen in een varkensmodel. Vrouwelijke landrasvarkens werden behandeld door middel van: (1) thoracotomie en transepicardiale injectie, (2) transendocardiale injectie op basis van katheter, of (3) intraveneuze infusie via halsaderosmotische minipomp.
Abstract
Myocardinfarct is wereldwijd een van de belangrijkste doodsoorzaken en invaliditeit, en er is dringend behoefte aan nieuwe cardioprotectieve of regeneratieve strategieën. Een essentieel onderdeel van de ontwikkeling van geneesmiddelen is het bepalen hoe een nieuw therapeutisch middel moet worden toegediend. Fysiologisch relevante grote diermodellen zijn van cruciaal belang bij het beoordelen van de haalbaarheid en werkzaamheid van verschillende therapeutische toedieningsstrategieën. Vanwege hun overeenkomsten met mensen in cardiovasculaire fysiologie, coronaire vasculaire anatomie en verhouding tussen hartgewicht en lichaamsgewicht, is varkens een van de voorkeurssoorten in de preklinische evaluatie van nieuwe therapieën voor een hartinfarct. Dit protocol beschrijft drie methoden voor het toedienen van cardioactieve therapeutische middelen in een varkensmodel. Na percutaan geïnduceerd myocardinfarct kregen vrouwelijke landrasvarkens een behandeling met nieuwe middelen door middel van: (1) thoracotomie en transepicardiale injectie, (2) transendocardiale injectie op basis van katheter, of (3) intraveneuze infusie via een osmotische minipomp van de halsader. De procedures die voor elke techniek worden gebruikt, zijn reproduceerbaar, wat resulteert in een betrouwbare cardioactieve medicijnafgifte. Deze modellen kunnen eenvoudig worden aangepast aan individuele onderzoeksontwerpen, en elk van deze toedieningstechnieken kan worden gebruikt om een verscheidenheid aan mogelijke interventies te onderzoeken. Daarom zijn deze methoden een nuttig hulpmiddel voor translationele wetenschappers die nieuwe biologische benaderingen nastreven voor hartherstel na een hartinfarct.
Introduction
Coronaire hartziekte (CAD) en geassocieerd ST-elevatie myocardinfarct (STEMI) zijn wereldwijd de belangrijkste doodsoorzaken. In de afgelopen twee decennia is grote vooruitgang geboekt bij het terugdringen van de sterfte in het ziekenhuis van patiënten met STEMI, door de komst van percutane coronaire interventie, fibrinolytische therapieën en standaardisatie van behandelingsalgoritmen om ervoor te zorgen dat reperfusie tijdig wordt bereikt 1,2,3. Desondanks blijft de morbiditeit die gepaard gaat met STEMI een aanzienlijke last, waardoor er een grote behoefte ontstaat aan de ontwikkeling van nieuwe cardioprotectieve en regeneratieve therapieën 2,3. Een essentieel onderdeel van de therapeutische ontwikkeling is het bepalen van de wijze waarop een nieuwe therapie moet worden toegediend4. De veiligheid, werkzaamheid en haalbaarheid van elke methode moeten worden afgestemd op de kenmerken van de therapie zelf.
Fysiologisch relevante grote diermodellen zijn van cruciaal belang bij het beoordelen van deze kenmerken van verschillende therapeutische toedieningsstrategieën5. Vanwege hun overeenkomsten met mensen in cardiovasculaire fysiologie, coronaire vasculaire anatomie en verhouding tussen hartgewicht en lichaamsgewicht, is varkens een van de voorkeurssoorten in de preklinische evaluatie van nieuwe therapieën voor een hartinfarct. We hebben eerder een STEMI-model voor varkens gebruikt om het herstellende vermogen van een recombinante eiwittherapie aan te tonen7, en blijven nieuwe farmacologische, cellulaire en genetische therapieën onderzoeken met behulp van dit model. Hier worden drie technieken van therapeutische toediening beschreven die worden gebruikt in varkensmodellen na het ontstaan van een infarct: thoracotomie en transepicardiale injectie, percutane transendocardiale injectie en jugulaire veneuze osmotische minipompimplantatie. De eerste twee methoden maken lokale weefselafgifte mogelijk, waardoor de vereiste doseringen, off-target effecten en hepatisch first-pass-metabolisme worden verlaagd 8,9,10. De osmotische minipomp maakt een continue toediening mogelijk van een medicijn met een korte halfwaardetijd, waardoor de afhankelijkheid van een infuuspomp en een gepatenteerde intraveneuze canule teniet wordt gedaan, die beide moeilijk in te voeren zijn in grote diermodellen.
Door deze technieken te beschrijven, wordt gehoopt dat dit artikel translationele wetenschappers kan helpen bij het onderzoeken van nieuwe cardioprotectieve of regeneratieve middelen na een hartinfarct in grote diermodellen.
Protocol
Alle experimenten werden uitgevoerd volgens de 'Australische code voor de verzorging en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden' en werden goedgekeurd door de Western Sydney Local Health District Animal Ethics Committee. Voor de huidige studie werden prepuberale grote witte gelten van landrassen met een gewicht van 18-20 kg gebruikt.
1. Veehouderij
- Huisvest de dieren volgens de voorschriften van de plaatselijke ethische commissie voor dieren.
OPMERKING: De dieren die in dit protocol zijn opgenomen, worden individueel gehuisvest om gevechten en verwondingen te voorkomen en ervoor te zorgen dat er geen concurrentie om voedsel is. Alle dieren konden echter soortgenoten zien, horen en ruiken. Hun hokken hebben een betonnen vloer om ze gemakkelijk schoon te maken en hebben zowel een beschut gedeelte binnen als buiten. Varkens worden voorzien van strostrooisel in het binnengedeelte en verrijkingsspeelgoed in het buitengedeelte.
2. Sedatie en algehele anesthesie
- Sedatie
- Zorg ervoor dat het dier ten minste 12 uur nuchter is geweest voordat met zware sedatie of algehele anesthesie wordt begonnen.
- Als het dier nog geen vasculaire toegang heeft in de vorm van een centrale lijn, gebruik dan een intramusculair sedatief protocol.
- Intramusculaire sedatie bestaat uit 8 mg/kg ketamine, 0,3 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg methadon en 10 μg/kg medetomidine (zie materiaaltabel). Dien dit mengsel met een naald van 21 G toe in de epaxiale musculatuur van het dier. Gemiddeld hebben dieren 5-10 minuten nodig om zwaar verdoofd te raken.
OPMERKING: Een gestrest varken is beter bestand tegen sedatie; Zorg ervoor dat een kalme en zelfverzekerde begeleider het dier verdooft en dat het dier niet onnodig gestrest is. Als het dier gestrest raakt, is het het beste om ze 5-10 minuten met rust te laten en het opnieuw te proberen. - Voer intraveneuze sedatie uit als er een centrale lijn aanwezig is en patent. Intraveneuze sedatie bestaat uit 2 mg/kg ketamine, 0,2 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg methadon en 2 μg/kg medetomidine.
- Spoel de intraveneuze lijn eerst door met 0,9% natriumchloride om de doorgankelijkheid te garanderen. Duw vervolgens langzaam de helft van de gemengde spuit door de lijn en spoel met 0,9% natriumchloride.
- Observeer het dier, dat binnen 20-30 s zwaar verdoofd moet zijn. Als het dier nog niet verdoofd is, spoel dan de resterende helft van de spuit door, zoals beschreven in stap 2.1.5.
- Vasculaire toegang
- Eenmaal op de juiste manier verdoofd, transporteert u het varken naar de operatiekamer.
- Voorzuurstof het varken met een gezichtsmasker en een zuurstofdebiet van 5 l/min. Sluit een pulsoximeter aan op de staart, oren of tong van het varken om het dier de hele tijd te volgen.
- Gebruik een canule van 22 of 24 G om toegang te krijgen tot zowel de linker- als de rechterrandooraders en zet vast met tape.
- Algemene anesthesie
- Plaats het varken in sternale ligwijk.
- Dien 1-3 mg/kg propofol (zie materiaaltabel) intraveneus toe als een langzame duw getitreerd tot effect. Laat een assistent de bek van het dier openhouden (de kaak moet in dit stadium slap zijn) en de nek uitstrekken.
- Gebruik een laryngoscoop (zie Materiaaltabel) om de basis van de tong en epiglottis in te drukken om het arytenoïde kraakbeen van het strottenhoofd bloot te leggen.
- Leid een gesmeerde endotracheale tube (maat 5,5 of 6,0; zie Materiaaltabel) met een stilet door het arytenoïde kraakbeen en in de luchtpijp. Af en toe kan weerstand worden gevoeld tijdens het passeren van het strottenhoofd; Dit kan worden tegengegaan door de endotracheale tube zachtjes te draaien. Als het dier zich verzet tegen intubatie, moet meer propofol intraveneus worden toegediend.
- Verwijder de stilet uit de endotracheale tube. Blaas de manchet van de endotracheale tube op totdat u er zeker van bent dat er geen luchtlekken rond de tube zijn. Over het algemeen is 4-6 ml lucht nodig, hoewel het volume kan variëren afhankelijk van de buismaat en het dier.
- Zet de endotracheale tube vast achter de oren van het dier.
- Sluit het dier aan op een rebreathing-anesthesiecircuit met een volumeregelingsventilatorfunctie. Als het dier is aangesloten, laat je de ventilator 'uit' zetten.
NOTITIE: Zorg ervoor dat de instelbare drukbegrenzingsklep (APL) of 'pop-off-klep' te allen tijde open staat. Als u de klep niet open laat staan, kan dit leiden tot dodelijk barotrauma voor het dier. - Verlaag het zuurstofdebiet van het anesthesiecircuit tot 2 l/min.
- Zet de overdrukventilator in de modus 'volumeregeling'. Stel het teugvolume in op 10 ml/kg en de ademhalingsfrequentie op 20 ademhalingen/min. Zorg ervoor dat de inspiratoire:expiratoire verhouding is ingesteld op 1:2.
- Manipuleer tijdens de procedure de ademhalingsfrequentie om ervoor te zorgen dat de kooldioxide aan het einde van het getij tussen 35-50 mmHg ligt.
OPMERKING: De inademingsdruk mag niet hoger zijn dan 20 cmH2O. Verhogingen van de inademingsdruk leiden tot onderzoek naar knikken of verstoppingen in de slang. Om verhoogde druk te verlichten die niet gepaard gaat met slangen, kan de inspiratoire: expiratoir verhouding worden teruggebracht tot 1:1,5 en het teugvolume worden verminderd. - Als het dier hemodynamisch stabiel is, onderhoud ze dan met inhalatie-anesthesie. Als het dier niet hemodynamisch stabiel is, onderhoud het dan met totale intraveneuze anesthesie, zoals beschreven in stap 2.3.14.
- Als het dier inhalatie-anesthesie moet krijgen, begin dan met 2,5% isofluraan vanaf het moment dat het anesthesiecircuit voor het eerst wordt aangesloten.
- Gedurende de volgende 30 minuten moet het dier geleidelijk worden gespeend tot 1,5% geïnhaleerd isofluraan. Houd het dier tot het einde van de procedure op 1,5% isofluraan.
- Beoordeel de anesthesiediepte elke 10 minuten door ooglidreflexen te controleren en de kaaktonus te testen. Pas de isofluraan naar behoefte aan om de anesthesiediepte te behouden.
- Als het dier hemodynamisch onstabiel is, onderhoud het dan met totale intraveneuze anesthesie, waardoor een grotere anesthesiedieptecontrole mogelijk is zonder de cardiovasculaire complicaties die gepaard gaan met inhalatie-anesthetica.
- Bereid spuitpompen of standaard vloeistofpompen voor met propofol, fentanyl en midazolam. Verbind deze met het dier via een gemeenschappelijke lijn.
OPMERKING: Propofol kan worden gebruikt met 0,1-0,6 mg/kg/min, fentanyl met 1-5 μg/kg/uur en midazolam met 0,05-0,2 mg/kg/uur. - Net als bij inhalatie-anesthesie, titreert u deze geneesmiddelen om effect te hebben tijdens de anesthesie om de juiste anesthesiediepte te behouden.
- Bereid spuitpompen of standaard vloeistofpompen voor met propofol, fentanyl en midazolam. Verbind deze met het dier via een gemeenschappelijke lijn.
- Geef intraveneuze vloeistofondersteuning met 0,9% natriumchloride of Hartmann-oplossing (zie materiaaltabel) met een snelheid van 5 ml/kg/uur.
- Bewaak het dier met bloeddrukmetingen, capnografie, anesthesiegasbewaking, temperatuur, pulsoximetrie en elektrocardiografie.
- Zorg tijdens elke procedure voor extra analgesie in de vorm van 0,2 mg/kg methadon intraveneus om de 4 uur na premedicatie.
OPMERKING: Analgesie kan met kortere tussenpozen worden toegediend als het dier tekenen van pijn vertoont terwijl het onder narcose is (tachycardie, lichte anesthesiediepte zonder wijzigingen in onderhoudsmedicijnen).
3. Plaatsing van de centrale lijn
- Plaats het varken in dorsale lighouding met de achterpoten gestrekt, de linker voorpoot gestrekt en de rechter voorpoot gebogen en vastgezet met een stropdas.
- Bereid de nek van het varken aseptisch voor en dek af met een draperie.
- Gebruik een lineaire ultrasone sonde (zie Materiaaltabel) met een steriele bekleding om de rechter halsader te lokaliseren. Dit kan het beste worden bereikt door de sonde loodrecht op de luchtpijp te richten en deze langzaam zijwaarts van het strottenhoofd te bewegen.
- Schakel de kleurendopplermodus in om de halsader te helpen identificeren. De halsader kan worden onderscheiden van de halsslagader door inklapbaarheid en continue, niet-pulserende stroom aan te tonen.
- Gebruik een kooknaald van 18 G (zie Materiaaltabel) om onder echografische begeleiding toegang te krijgen tot de ader. Zodra toegang is bereikt, steekt u een 0.035 inch J-tip-draad (zie Materiaaltabel) door de naald en rijgt u deze in het vat. Verwijder de naald over de draad.
- Rijg een voorgespoelde centrale lijn over de draad en duw deze door in de ader. Zorg ervoor dat de draad te allen tijde zichtbaar is vanaf het distale uiteinde van de lijn.
OPMERKING: Een centraal veneuze katheter van 5 Fr met twee lumen (zie materiaaltabel) werd gebruikt voor proefpersonen die gedurende een periode van 1-4 weken intraveneuze toegang nodig hadden. - Als het moeilijk is om de lijn door de huid te halen, gebruik dan een scalpel nr. 11 om een kleine incisie van 2-4 mm te maken om de doorgang van de lijn over de draad te vergemakkelijken. Oefen negatieve druk uit, gevolgd door een spoeling op elke externe lijn om de doorgankelijkheid te garanderen. Klem elke lijn eraf.
- Bevestig de meegeleverde ankers aan de buitenlijnen en zet ze vast met 2-0 of 3-0 niet-oplosbare hechtingen (zie Materiaaltabel). Plaats extra hechtingen om de externe lijnen dorsaal vast te zetten om te voorkomen dat het dier erop kauwt.
- Bevestig gespoelde verlengleidingen aan de externe katheterleidingen en klem ze af.
- Voorzie het dier van een in de handel verkrijgbare varkensjas (zie Materiaaltabel) en zet de lijnen binnenin vast. Als er nog andere procedures moeten worden uitgevoerd tijdens dezelfde anesthesie, pas dan de jas aan vlak voordat het dier wordt teruggevonden.
4. Myocardinfarct
OPMERKING: Dieren die in dit model werden gebruikt, kregen een myocardinfarct volgens een eerder gepubliceerde methode7.
- Voer een myocardinfarct uit 2 weken voorafgaand aan transepicardiale en transendocardiale injectieprocedures 8,9,10. Osmotische minipompimplantatie werd onmiddellijk na coronaire reperfusie uitgevoerd binnen dezelfde procedure.
5. Toediening van geneesmiddelen of cellen
- Thoracotomie en epicardiale celinjectie
- Intraveneuze profylactische antibiotica toedienen in de vorm van 22 mg/kg cefazoline (zie materiaaltabel). Ga gedurende de hele procedure elke 90 minuten door.
- Plaats het dier in de rechter zijligging.
- Breng een fentanylpleister van 100 μg/h (zie Materiaaltabel) aan op het platte vlak achter de oren van het varken. Dek af met een zelfklevend verband of 2-0 hechtdraad.
OPMERKING: Deze pleister wordt 12 uur na plaatsing als 'actief' beschouwd en biedt gedurende 72 uur pijnstilling. - Stel de bekabeling en patches van het elektroanatomische mappingsysteem in volgens de productspecificaties (zie Materiaaltabel).
- Markeer een horizontale lijn van 10 cm tussen ribben 4 en 5 op het dier met een krijt of chirurgische stift.
- Bereid een mengsel van lidocaïne (2 mg/kg) en bupivacaïne (1 mg/kg) in een enkele spuit met een naald van 25 g.
- Bereid de operatieplaats aseptisch voor en drapeer het dier. Voer een huidlijnblokkade uit op de gemarkeerde incisieplaats door de naald onder een ondiepe hoek in de huid te steken, de zuiger iets terug te trekken om ervoor te zorgen dat er geen bloed terugstroomt in de spuit en de oplossing langzaam te injecteren terwijl de naald uit de huid wordt teruggetrokken. Herhaal dit proces terwijl je langs de lijn beweegt.
OPMERKING: Op elke nieuwe injectieplaats moet negatieve druk op de spuit worden uitgeoefend om ervoor te zorgen dat bupivacaïne niet intravasculair wordt toegediend. Intravasculaire bupivacaïne kan snel fataal zijn. - Maak met een scalpel nr. 22 een huidincisie van 10 cm langs de gemarkeerde lijn.
- Met behulp van monopolaire cauterisatie (zie Tabel met materialen) verdiept u de incisie door de onderliggende spierlagen totdat de tussenribspieren zijn bereikt.
- Maak een steriele spuit klaar met 0,5 mg/kg bupivacaïne en 1 mg/kg lignocaïne en bevestig een naald van 25 G.
- Steek de naald in een ondiepe hoek op de staartrand van de vierde rib. Oefen negatieve druk uit op de zuiger om ervoor te zorgen dat de naald niet door de tussenribader of slagader is gegaan. Injecteer langzaam een kwart van het volume van de spuit terwijl u de naald stil houdt.
- Herhaal stap 5.1.12 op nog drie plaatsen, met een tussenpoos van 3-5 cm langs de staartrand van de vierde rib.
- Gebruik een Metzenbaum-schaar (zie Materiaaltabel) om de tussenribspieren voorzichtig in te snijden en snijd vervolgens het borstvlies in na bevestiging met de anesthesist.
- Terwijl het borstvlies is ingesneden, schakelt u de ventilator uit zodat de longen van het borstvlies kunnen vallen. Nadat de incisie is gemaakt, zet u de ventilator weer aan en stelt u de positieve eind-expiratoire druk in op 4 cmH2O.
- Plaats zelfborgende ribretractors tussen de ribben en open ze langzaam om het hart bloot te leggen. Pak met een weefseltang voorzichtig het hartzakje vast en snijd in met een Metzenbaum-schaar zodat het hart kan worden geëxterioriseerd.
OPMERKING: Tijdens deze stap en de volgende stappen komen aritmieën vaak voor. Het ECG moet nauwlettend worden gecontroleerd en elke hartmanipulatie moet tijdelijk worden stopgezet als het dier hemodynamisch instabiel wordt (gemiddelde arteriële druk lager dan 55 mmHg). Intraveneuze bolussen van metaraminol (0,25 mg) moeten worden toegediend zoals nodig om de bloeddruk te verbeteren. - Plaats tijdelijke 2-0 hechtingen aan beide uiteinden en zijkanten van de pericardiale incisie om deze aan de thoracale wand te bevestigen en een pericardiale put te creëren. Zorg ervoor dat de zijkanten van het hartzakje worden ondersteund om het hartzakje zo ondiep mogelijk te maken.
- Gebruik vochtige wattenstaafjes of laparotomiesponzen om het gebied rond het hart in te pakken. Dit zal helpen om het hart stabiel te houden en het uitdrogen van blootgestelde weefsels te voorkomen.
- Lever de top van het hart af vanuit de pericardiale holte met een wijsvinger achter de linker hartkamer. Zorg ervoor dat u de compressie van de linkerventrikel tot een minimum beperkt.
OPMERKING: Een gezond hart kan comfortabel kloppen met de top verticaal gericht, zittend op de basis met zachte ondersteuning maar zonder compressie. Er is een aanvankelijke daling van de bloeddruk geassocieerd met de manipulatie, maar deze moet herstellen tot een aanvaardbaar niveau bij afwezigheid van externe ventriculaire compressie.- Als er binnen 15 seconden geen of zeer traag herstel optreedt, breng het hart dan onmiddellijk terug naar de pericardiale holte en neem de nodige stappen om de hemodynamische parameters te verbeteren voordat verdere ontwrichting plaatsvindt.
OPMERKING: Als het ventrikel kan worden ontwricht, kan de positie van de apex buiten het hartzakje worden gehandhaafd door gaaspakketten van de juiste grootte in het hartzakje te plaatsen om het ventrikel te ondersteunen. Evenzo kan een langwerpig, bevochtigd wattenstaafje onder de basis van het hart worden geplaatst, waar het fungeert als een 'mitella' die de harttop naar boven leidt in de richting van de incisie (Figuur 1A).
- Als er binnen 15 seconden geen of zeer traag herstel optreedt, breng het hart dan onmiddellijk terug naar de pericardiale holte en neem de nodige stappen om de hemodynamische parameters te verbeteren voordat verdere ontwrichting plaatsvindt.
- Maak een elektro-anatomische spanningskaart van het linkerventrikeloppervlak met behulp van een elektrofysiologische mappingkatheter (Figuur 1B). Identificeer litteken-, grens- en afgelegen zones aan de hand van standaard spanningsafsnijdingen.
OPMERKING: Litteken en afgelegen zone werden gedefinieerd met bipolaire afsnijdingen van <0,5 mV of >1,5 mV, en unipolaire afkapwaarden van <3 mV of >8,3 mV, respectievelijk11,12. - Buig de naald van de 27 G therapeutische toedieningsspuit in een hoek van ongeveer 80-90°.
- Steek de naald onder een ondiepe hoek in het doelweefsel en oefen druk uit op de zuiger van de spuit om 1/4 tot 1/3 van het totale volume af te voeren. Het blancheren van het weefsel moet in acht worden genomen (figuur 1C). Gebruik de elektrofysiologische mappingkatheter om de locatie van de injectieplaats te annoteren op de gegenereerde epicardiale spanningskaart (Figuur 1D).
OPMERKING: Voertuiginjecties bestaande uit het celkweekmedium (RPMI 1640) werden gebruikt voor demonstratiedoeleinden in het videoprotocol. - Trek de naald gedeeltelijk terug en leid deze om in het myocardium. Ontlaad nog eens 1/4 tot 1/3 van het volume van de spuit. Ga door totdat de spuit leeg is.
- Herhaal stap 5.1.20-5.1.24 totdat de gewenste dosis is toegediend.
- Verwijder de wattenstaafjes van het hart en verwijder voorzichtig de 'sling' onder het hart, zodat het terugkeert naar de neutrale positie. Aritmieën komen vaak voor tijdens deze stap en voorzichtigheid is geboden zoals beschreven in stap 5.1.17.
- Verwijder de 2-0 hechtingen uit het hartzakje. Maak het oprolmechanisme los en verwijder het van de thorax.
- Gebruik maat 1 polydioxanonhechtingen (PDS) met een stompe, ronde naald om de thorax te sluiten door deze door de ruimtes tussen ribben 3 en 4 en ribben 5 en 6 te halen.
OPMERKING: Smalle hechtingen in de vorm van een acht zorgen voor een katroleffect voor het benaderen van de ribben. Er moeten twee of drie van dergelijke hechtingen worden gebruikt, afhankelijk van de grootte van het dier. - Voordat u de ribbelbenaderende hechtingen aanspant en afbindt, steekt u een kort stuk siliconenslang in de ventrale rand van de incisie.
- Plaats het vrije uiteinde van de slang in een kom met steriele zoutoplossing voor onderwater afgesloten drainage van de pleuraholte.
- Sluit de bovenliggende spierlagen in een eenvoudig doorlopend patroon met 2-0 resorbeerbare hechtingen. Sluit de huid in een eenvoudig doorlopend of doorwaadbaar in elkaar grijpend patroon13 met een 2-0 of 3-0 niet-resorbeerbare hechtdraad.
- Als de wondsluiting is voltooid, verdrijft u de vrije lucht uit de thorax door het effect van positieve drukventilatie.
- Zet de ventilator op de stand 'vrij ademen'. Gebruik de reservoirzak op het rebreathing-circuit om een constante positieve druk op de luchtwegen te geven (20-30 cmH2O aanhouden).
- Ga door met deze druk totdat er geen bubbels meer worden waargenomen in de zoutkom, wat aangeeft dat er geen vrije lucht in de thorax is.
- Verwijder de siliconen slang.
- Breng een zelfklevend verband aan op de operatieplaats en plaats verspreide eenvoudige onderbroken hechtingen om het verband op zijn plaats te houden.
- Bij herstel 0,3 mg/kg methadon subcutaan en 0,2-0,5 mg/kg ondansetron (zie materiaaltabel) intraveneus toedienen.
- Implantatie van osmotische minipomp van de halsader
- Plaats het dier zoals beschreven in stap 3.1. Bereid en drapeer de rechterkant van de nek van het dier aseptisch.
- Maak met een scalpelmesje nr. 22 een incisie van 8-10 cm die zich craniaal uitstrekt vanaf een punt 2-3 cm lateraal tot aan de manubrium sterni. Deze incisie moet iets lateraler worden als deze craniaal beweegt.
- Gebruik een Metzenbaum-schaar om de cutane colli-, sternohyoideus- en sternocephalicus-spieren te ontleden. Gebruik stompe dissectietechnieken om de incisie te verdiepen totdat de externe halsader zichtbaar is.
- Plaats zelfborgende oprolmechanismen in de incisie en open ze om het zicht te verbeteren.
- Verwijder met behulp van een Adson-pincet voor bruin weefsel (zie Materiaaltabel) en een Metzenbaum-schaar het zachte weefsel rond de halsader, zowel boven als onder (Figuur 2A). Dit is een cruciale stap, omdat in latere stadia zacht weefsel dat over het vat ligt, de doorgang van de minipompslang kan belemmeren.
- Gebruik een 5-0 resorbeerbare hechtdraad door het caudale blootgestelde uiteinde van de ader, ongeveer 1 cm craniaal vanaf de meest caudale zichtbare rand van het bloedvat. Haal de hechting in 'beten' van 5 mm op de volgende manier: craniaal-naar-caudaal aan de rechterkant, van rechts naar links en caudaal-naar-craniaal aan de linkerkant. Het resulterende patroon moet worden weergegeven als 'drie zijden van een vierkant'. Zorg ervoor dat de hechtdraden van beide uiteinden even lang zijn.
- Monteer de minipomp zoals beschreven in de gebruiksaanwijzing van het product (zie Materiaaltabel).
- Bind elastische vasculaire banden rond het vat aan zowel de craniale als de caudale uiteinden. Houd deze in eerste instantie los. Laat een assistent spanning op de vaatbanden plaatsen om het vat af te sluiten.
- Maak met een naald van 14 G een gaatje in de ader in het midden van het 'driezijdige vierkant' dat is gemaakt met hechtmateriaal (stap 5.2.7; Figuur 2B).
- Steek de slang van de minipomp in de punctie. Het moet gemakkelijk in het vat kunnen komen. Als er weerstand wordt ondervonden, blijf dan niet duwen; Trek in plaats daarvan de slang eruit en probeer het opnieuw.
- Schuif de slang naar voren totdat er 1-2 cm buiten het vat blijft. Span het hechtmateriaal rond de katheterslang en bind het af in een eenvoudige onderbroken knoop. Laat de assistent de vaatbanden losmaken en verwijderen.
- Wikkel een 2-0 niet-resorbeerbare hechting meerdere keren om het minipomplichaam en bind af zodat de hechting stevig op de pomp zit. Bevestig vervolgens de pomp aan het nabijgelegen zachte weefsel met een eenvoudige onderbroken knoop (Figuur 2C,D).
- Verwijder de oprolmechanismen uit de incisie. Sluit de incisie in een standaard drielaagse eenvoudige doorlopende sluiting.
- Dien 0,2 mg/kg meloxicam subcutaan toe tijdens herstel.
- Percutane transendocardiale injectie
- Plaats het dier in dorsale lighouding met gestrekte voor- en achterpoten en zet vast met riemen.
- Bereid de caudale buik en mediale dijen van het dier aseptisch voor. Drapeer het dier met een gefenestreerd femoraal angiografielaken (zie Materiaaltabel).
- Stel de bekabeling en patches van het elektroanatomische mappingsysteem in volgens de productspecificaties (zie Materiaaltabel).
- Gebruik een lineaire ultrasone sonde om de dijbeenslagader te identificeren. Prik onder echografische begeleiding de dijbeenslagader door met een kooknaald en rijg een voerdraad van 0.035 inch via de naald in het vat. Verwijder de naald over de draad.
- Rijg een 8 Fr arteriële huls en introducer over de arteriële draad en duw door totdat alleen de naaf wordt blootgesteld aan de huid. Zorg ervoor dat de draad altijd zichtbaar is en uit de naaf van de mantel komt.
OPMERKING: Aangezien dit een grotere schede is, kan af en toe een scalpel nr. 11 nodig zijn om een kleine huidincisie te maken om de doorgang te vergemakkelijken. - Verwijder de hulsintroducer en draad. Intraveneuze heparine toedienen (100-200 eenheden/kg).
- Breng de transendocardiale injectiekatheter door de huls en ga via een retrograde aortabenadering naar de linker hartkamer.
- Maak een elektro-anatomische kaart van de linker hartkamer door de katheter voorzichtig over het endocardiale oppervlak te slepen. Voer axiale rotatie en zachte veranderingen van de tipflexie uit om een goed endocardiaal contact te bereiken. Identificeer litteken-, grens- en afgelegen zones aan de hand van standaard spanningsafsnijdingen.
- Leid de katheter met fluoroscopische en elektro-anatomische geleiding naar de gewenste injectielocatie. Voer een zachte axiale rotatie uit met afbuiging van de distale punt om stabiel endocardiaal contact in te schakelen en te behouden.
- Bevestig de plaatsing van de kathetertip met ten minste twee fluoroscopische weergaven. Beweeg de kernkatheter voorzichtig naar voren en schuif de naald vervolgens uit tot een gecontroleerde intramyocardiale diepte (3,5 mm voor apicale injectie, 5 mm voor septuminjectie).
- Spoel 4-6 ml jodiumhoudend contrast (zie Materiaaltabel) door de injectiekatheter totdat het zichtbaar is op fluoroscopie. Observeer het contrast gedurende de volgende 10-30 s om er zeker van te zijn dat het in het weefsel blijft (Figuur 3A).
- Observeer het ECG nauwlettend tijdens het strekken van de naald en injectie, aangezien ventriculaire ectopie vaak voorkomt.
OPMERKING: Ventriculaire ectopie is wanneer de punt van de naald in myocardcontact is gekomen. - Als de contrastinjectie succesvol is, volg dan met een injectie van het betreffende middel. Spoel dit door met contrast totdat het fluoroscopisch wordt waargenomen.
OPMERKING: Het middel dat van belang is, is specifiek voor de gebruiker, afhankelijk van de therapie die ze testen. - Trek de naald terug. Verwijder de injectiekatheter uit de arteriële huls.
- Verwijder de arteriële schede en oefen gedurende maximaal 20 minuten druk uit op de plaatsen totdat hemostase is bereikt.
6. Algemeen anesthesieherstel
- Schakel de inhalatie-anesthesie- of intraveneuze anesthesiepompen die worden gebruikt uit. Verlaag de ademhalingsfrequentie op het beademingsapparaat tot 8-10 ademhalingen/min.
- Schakel de ventilator na 2-5 minuten niet langer dan 30 seconden per keer naar de modus 'vrije ademhaling'. Observeer het dier en de capnograaf op spontane ademhaling.
- Als er een spontane ademhaling is opgetreden, laat u de ventilator uitgeschakeld. Als het dier apneu heeft, zet u de ventilator nog 1-2 minuten aan en probeert u het opnieuw totdat een spontane ademhaling is bereikt.
OPMERKING: Het tijdsbestek voor herstel is variabel, afhankelijk van procedurele en dierkenmerken, maar kan variëren van 15 minuten tot 1 uur. - Zodra het dier comfortabel ademt (ademhalingsfrequentie van 15-30 ademhalingen/min, kooldioxide aan het einde van het getij minder dan 60, SpO2 boven 95%), koppelt u de zuurstof los en laat u andere monitoring aangesloten.
- Verwijder tijdelijke plaatsen van vasculaire toegang en oefen druk uit om de vorming van hematoom te voorkomen. Als het dier stabiel blijft en gedurende de volgende 5 minuten goed zuurstof blijft geven, kan het naar zijn herstelgebied worden vervoerd.
- Na drie opeenvolgende spontane slikken laat u de manchet van de endotracheale tube leeglopen en verwijdert u de tube voorzichtig.
- Houd het dier nog minstens 5 minuten in de gaten om er zeker van te zijn dat het op de juiste manier zuurstof blijft krijgen en geen ademnood ondervindt. Flow-by-zuurstof moet naar behoefte worden gebruikt als een dier na extubatie desatureert.
Representative Results
Thoracotomie en epicardiale celinjectie
Van de 29 dieren die thoracotomie en epicardiale injectie ondergingen, overleefden er 26. Histologische analyse bevestigde de implantatie van menselijke cellen die met deze methode werden toegediend in alle overlevende dieren (Figuur 1E). Eén dier kreeg fatale hartritmestoornissen tijdens celinjectie en kon niet worden gereanimeerd. Een ander ondervond pulsloze elektrische activiteit tijdens het sluiten en langdurig uitoefenen van positieve druk op de luchtwegen en kon niet worden hersteld. Een derde dier braakte en kreeg een ademstilstand bij extubatie. Dit dier kon niet worden gereanimeerd.
Twee dieren ondervonden grote complicaties, maar konden worden hersteld. Eén dier ontwikkelde ventriculaire fibrillatie tijdens intramyocardiale injectie en kon worden gereanimeerd met inwendige defibrillatiepeddels en hartmassage. Het tweede dier braakte bij extubatie en had een korte ademstilstand, maar kon snel opnieuw worden geïntubeerd en herstelde goed. Al deze gebeurtenissen deden zich voor tijdens vroege experimenten, met minder bijwerkingen naarmate de teamervaring met het protocol toenam (tabel 1).
Implantatie van osmotische minipomp van de halsader
Er werden geen gerapporteerde mortaliteit of ernstige complicaties geassocieerd met implantatie van een halsslagader osmotische minipomp. De meeste van de zeven dieren ervoeren binnen de eerste 24 uur een milde zwelling op de plaats van de operatie, die zonder tussenkomst verdween. ELISA uitgevoerd op serum op dag 3 na implantatie van de pomp toonde de werkzaamheid van de pomp aan, waarbij een significante bloedconcentratie van van bloedplaatjes afgeleide groeifactor-AB humaan (PDGF-AB) werd bereikt in vergelijking met controles7 (Figuur 2E).
Percutane transendocardiale injectie
In totaal kregen 22 dieren endocardiale injecties. Van deze injecties werden er 17 als 'succesvol' beschouwd, bepaald door fluorescentie of inktkleuring die bij postmortem in het doelweefsel werd waargenomen (figuur 3B). Er waren geen sterfgevallen in verband met deze procedure. Eén dier ontwikkelde een pericardiale effusie met een klein volume door perforatie van de rechterventrikel. Dit was zelfbeperkend en resulteerde niet in cardiovasculaire compromittering. Ditzelfde dier stierf; Dit was echter het gevolg van een niet-gerelateerde aanvullende procedure na de intramyocardiale injectie.
Figuur 1: Transepicardiale cardiomyocyteninjectie maakt directe cardiale visualisatie mogelijk en bereikt een hoog percentage levensvatbare cellen dat aan het myocardium wordt afgeleverd. (A) De harttop wordt blootgelegd door een bevochtigde gaasband die onder de basis van het hart wordt geleid. (B) Een epicardiale mappingkatheter bakent litteken- en grenszones af en annoteert injectieplaatsen. (C) Een naald van 31 G wordt gebruikt om transepicardieel cellen in het myocardium te injecteren. (D) Epicardiale spanningskaart met annotatie op de injectieplaats. Paars: normale spanning, gezond myocardium; Rood: abnormale spanning, ziek myocardium; Grijze stippen: injectieplaatsen. Na het offeren wordt het hart verzameld en formaline gefixeerd voor stroomafwaartse histologische beoordeling. In (E) worden geënte menselijke cellen gedetecteerd door immunokleuring voor het menselijke antinucleaire antilichaam, Ku80, en een anti-GFP-antilichaam. Schaalbalk = 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Afbeelding 2: Het inbrengen van een minipomp van de halsader biedt een veilige en betrouwbare methode voor PDGF-toediening gedurende een periode van 7 dagen . (A) De rechter halsader wordt blootgelegd en zacht weefsel wordt uit het bloedvat verwijderd. (B) Vasculaire banden sluiten het vat af terwijl een naald van 14 G wordt gebruikt om een punctie te maken, waardoor de minipompslang wordt geregen. (C) De minipompslang wordt in de ader gebracht en het minipomplichaam wordt vastgemaakt aan aangrenzend zacht weefsel. (D) Het minipomplichaam en de slang voorafgaand aan de implantatie. (E) De serumconcentratie van het recombinante eiwit dat via de minipomp en de PDGF-AB werd toegediend, werd gemeten met behulp van ELISA van elk dier op dag 3 na implantatie. Van dieren die PDGF-AB kregen, werd aangetoond dat ze een significant hogere bloedconcentratie van PDGF-AB hadden dan controledieren, wat de werkzaamheid van de osmotische minipomptoedieningsmethode bevestigt. **geeft een statistisch significant verschil tussen groepen aan (p = 0,005, Mann-Whitney U-test) Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Transendocardiale intramyocardiale injectie maakt een minimaal invasieve therapeutische toedieningsmethode mogelijk. (A) Een rechter voorste schuine fluoroscopische afbeelding waarop te zien is dat de injectiekatheter (witte pijl) contrastmateriaal (gele pijl) toedient in het myocardium. De injectie van contrastmateriaal gaat zowel vooraf aan als volgt op de therapeutische injectie, zodat de plaatsing van de naald in het myocardium kan worden bevestigd. (B) De geïnjecteerde vector bracht groen fluorescerend eiwit (GFP) tot expressie, zodat geïnjecteerd materiaal zou fluoresceren bij weefselafname, waardoor het succes van de injectie werd bevestigd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Transepicardiale injectie (n = 29) | Transendocardiale injectie (n = 22) | Osmotische minipomp (n = 7) | |
| Mortaliteit | 3 | 0 | 0 |
| Postoperatief braken en ademstilstand | 1 | 0 | 0 |
| Ventriculaire fibrillatie tijdens injectie | 1 | 0 | 0 |
| Pulsloze elektrische activiteit tijdens het sluiten van de borstkas | 1 | 0 | 0 |
| Morbiditeit | 0 | 1 | 0 |
| Pneumothorax | 0 | 0 | 0 |
| Pleurale effusie | 0 | 0 | 0 |
| Perforatie van de hartkamer | 0 | 1 | 0 |
| Bloeding | 0 | 0 | 0 |
Tabel 1: Lijst met complicaties.
Discussion
Transepicardiale intramyocardiale injectie
Deze procedure heeft het voordeel van directe cardiale visualisatie en het is aangetoond dat het een grotere lokale retentie van therapieën biedt dan systemische toedieningsmethoden 9,10,14. Thoracotomieën zijn echter invasief, vereisen aanzienlijke technische vaardigheden en vormen een groter risico op morbiditeit en mortaliteit dan andere besproken methoden10,15. Kennis van de kritieke en precaire fasen van de procedure kan helpen bij de bemiddeling van dit verhoogde risico.
Grote voorzichtigheid moet worden betracht bij het manipuleren van het hart om de harttop bloot te leggen vanwege het hoge risico op aritmie en het bijbehorende hemodynamische compromis. Continue invasieve bloeddrukmeting en elektrocardiografie zorgen voor een snelle identificatie van hypotensie of onstabiele aritmieën, waardoor snelle interventie en correctie mogelijk wordt. Voorbijgaande hypotensie kan over het algemeen worden behandeld met metaraminolbolussen. Aanhoudende hypotensie kan worden getemporiseerd door de inhalatie-anesthetica te verminderen (zorgvuldige controle van de anesthesiediepte) en een vasopressorinfusie te starten, terwijl tegelijkertijd de oorzaak van de veranderde hemodynamica wordt bepaald. Instabiele aritmieën, zoals ventriculaire tachycardie of ventriculaire fibrillatie, kunnen worden behandeld door elektrische cardioversie met of zonder intraveneuze antiaritmica.
Even belangrijk voor de overleving van dieren is de succesvolle verwijdering van vrij gas uit de pleuraholte voordat de borstkas wordt gesloten. Als u dit niet doet, kan dit leiden tot het ontwikkelen van een pneumothorax, waardoor het dier een groot risico loopt op ademhalingsproblemen en overlijden zodra het bij herstel wordt losgekoppeld van de mechanische ventilator. De positieve luchtwegdruk moet gedurende ten minste 30 s worden gehandhaafd totdat er geen bubbels meer worden waargenomen. De siliconenslang wordt onmiddellijk verwijderd bij het stoppen met borrelen en de thorax wordt dan snel gesloten. Het is ook mogelijk om chirurgisch een thoracostomiebuis bij sluiting te plaatsen, waardoor de lucht en ontstekingsvloeistof in de komende 24-72 uur handmatig kunnen worden verwijderd. Dit is echter moeilijk schoon en intact te houden, vooral als dieren samen worden gehuisvest. Beschadiging of besmetting van de buis kan leiden tot pyothorax, pneumothorax of sepsis. Onze ervaring is dat het inbrengen van een tijdelijke thoraxdrain niet nodig is als het vrije gas voldoende is verwijderd voordat de borstkas wordt gesloten.
Percutane transendocardiale intramyocardiale injectie
Deze methode van therapeutische toediening heeft het voordeel dat lokale weefselafgifte mogelijk is met een lager risico vanwege het minder invasieve karakter ervan in vergelijking met een chirurgische benadering10,14. Deze techniek wordt al gebruikt in grote dierstudies, met zowel fluoroscopie als elektromechanische mapping als leidraad bij gebrek aan directe visualisatie10,16,17.
Aangezien het hart niet direct zichtbaar is, is het verstandig voor de procedurele arts om orthogonale fluoroscopische beelden te gebruiken bij het selecteren van een injectieplaats. Bovendien is de injectie van verdund jodiumcontrast vóór en toediening van het geneesmiddel uiterst waardevol bij het bevestigen van myocardcontact. Gepast contact kan worden bevestigd door het observeren van een karakteristieke 'myocardiale blos', die een van de weinige markers kan zijn van het succes van de injectie voorafgaand aan de weefseloogst. Vanwege het risico op kamerperforatie wordt ook aanbevolen om de dikte van de myocardwand op de geselecteerde injectieplaats groter te zijn dan 9 mm14,16.
Halsslagader veneuze osmotische minipomp
De osmotische minipomp is een populair apparaat dat vaak wordt gebruikt in studies met kleine dieren. Er is steeds meer belangstelling voor het gebruik van dit apparaat in grote diermodellen 7,18,19, gezien het unieke voordeel van het toedienen van een therapeutisch middel met een consistente snelheid gedurende een bepaalde periode. Een mogelijke beperking van deze methode is het onvermogen om de infusiesnelheid van het geneesmiddel te wijzigen of te stoppen zonder de pomp te vervangen of te verwijderen. Dit moet worden overwogen voordat de therapie op deze manier wordt getest.
Deze studie toonde aan dat deze methode kon worden uitgevoerd met een hoog slagingspercentage bij varkens, met een lage morbiditeit en mortaliteit. Opgemerkt moet worden dat veel vitale structuren grenzen aan de operatieplaats, waaronder lymfeklieren, de thymus en de halsslagader. Het naleven van de methode en het raadplegen van anatomische teksten20 worden sterk aanbevolen om onbedoelde schade aan een van deze structuren te voorkomen. De meest zorgwekkende complicatie van deze methode is hemorragische shock als gevolg van onbedoeld letsel aan de halsader of een omliggende structuur. Het is daarom van cruciaal belang dat het zachte weefsel rond de halsader zorgvuldig wordt verwijderd. Als u deze stap niet correct uitvoert, kan dit leiden tot problemen bij het plaatsen van de minipompslang of het beheersen van onbedoelde bloedingen.
Dit artikel heeft drie methoden beschreven voor de toediening van cardioactieve therapieën. Ondanks het gerapporteerde succes van elke techniek, zijn er inherente beperkingen waarmee rekening moet worden gehouden. Invasieve procedures (transepicardiale injectie) zorgen voor een grotere nauwkeurigheid van therapeutische toediening; Ze brengen echter een groter risico op mogelijk fatale complicaties met zich mee. Bovendien vereist invasieve bevalling meer technische vaardigheden om het risico op complicaties te minimaliseren. Evenzo vereist fluoroscoopische, transendocardiale injectie een zekere mate van technische vaardigheid voor katheterisatie en manipulatie van hardware. Als deze methode niet goed wordt uitgevoerd, zijn injectiefalen en fatale complicaties mogelijk.
De beschreven directe injectiemethoden maken het mogelijk om eenmalig een therapeutisch middel in het doelweefsel toe te dienen. De halsslagaderige osmotische minipomp maakt de systemische toediening van een therapeutisch middel gedurende een periode van 7 dagen mogelijk. Relatief gezien is deze methode eenvoudiger en gaat ze gepaard met minder risico, maar het is afhankelijk van een systemische therapie die zijn weg vindt naar het myocardium. Bovendien is het, als de pomp eenmaal op zijn plaats zit, onmogelijk om de toediening te staken of het dosistempo te wijzigen zonder het dier opnieuw te verdoven en de pomp te verwijderen.
Alle methoden die in dit artikel worden beschreven, zijn uitgevoerd op dieren op de dag of 2 weken na een hartinfarct. Daarom kan dit werk het succes van genoemde methoden niet rapporteren bij gezonde dieren of dieren die zijn onderworpen aan een alternatieve cardiale pathologie. Ten slotte moeten de farmacologie en biotechnologie van elk beoogd middel zorgvuldig worden overwogen, aangezien dit inherent gekoppeld zal zijn aan de werkzaamheid van de gekozen toedieningsroute. Een gedetailleerde bespreking hiervan valt buiten het bestek van dit manuscript.
Uitgebreide afbeeldingen van preklinische methoden komen het dierenwelzijn en de bredere wetenschappelijke gemeenschap ten goede. De resulterende verbeterde reproduceerbaarheid van procedures en resultaten leidt tot minder complicaties op het gebied van diergezondheid, minder dieren die nodig zijn om significante resultaten te produceren en meer vertrouwen in experimentele resultaten21,22. In dit artikel worden drie methoden voor toediening van nieuwe therapieën beschreven voor de behandeling van een hartinfarct in een varkensmodel. Door de gebruikte technieken in detail te beschrijven en de voordelen en risico's van elk te verwoorden, wordt verwacht dat onderzoekers in staat zullen zijn om comfortabel consistente en betrouwbare preklinische modellen te creëren die passen bij hun onderzoeksdoelen.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd gefinancierd door subsidies van de National Health and Medical Research Council APP1194139/APP1126276 (JC), de National Stem Cell Foundation of Australia en het New South Wales Government Office of Health and Medical Research (JC). DS werd ondersteund door het Royal Australasian College of Physicians, het Institute of Clinical Pathology and Medical Research en het Australian Government Research Training Program. TD werd ondersteund door het Institute of Clinical Pathology and Medical Research, Penfolds Family Scholarship, National Health and Medical Research Council (APP2002783) en de National Heart Foundation of Australia (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
- Vogel, B., et al.
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483 (2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y.
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392 (2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897 (2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
