Summary
Detta protokoll beskriver tre metoder för administrering av kardioaktiva terapeutiska medel i en svinmodell. Lantrashonor behandlades antingen: (1) torakotomi och transepikardiell injektion, (2) kateterbaserad transendokardiell injektion eller (3) intravenös infusion via jugularvenosmotisk minipump.
Abstract
Hjärtinfarkt är en av de främsta orsakerna till dödsfall och funktionshinder i världen, och det finns ett akut behov av nya hjärtskyddande eller regenerativa strategier. En viktig del av läkemedelsutvecklingen är att bestämma hur en ny behandling ska administreras. Fysiologiskt relevanta stordjursmodeller är av avgörande betydelse för att bedöma genomförbarheten och effektiviteten av olika terapeutiska leveransstrategier. På grund av deras likheter med människor i kardiovaskulär fysiologi, kranskärlsanatomi och hjärtvikt i förhållande till kroppsvikt är svin en av de föredragna arterna i den prekliniska utvärderingen av nya terapier för hjärtinfarkt. Detta protokoll beskriver tre metoder för administrering av kardioaktiva terapeutiska medel i en svinmodell. Efter perkutan inducerad hjärtinfarkt behandlades honsvinen av lantras med nya medel genom antingen: (1) torakotomi och transepikardiell injektion, (2) kateterbaserad transendokardiell injektion eller (3) intravenös infusion via jugularvenosmotisk minipump. De procedurer som används för varje teknik är reproducerbara, vilket resulterar i tillförlitlig kardioaktiv läkemedelstillförsel. Dessa modeller kan enkelt anpassas för att passa individuella studiedesigner, och var och en av dessa leveranstekniker kan användas för att undersöka en mängd olika möjliga interventioner. Därför är dessa metoder ett användbart verktyg för translationella forskare som söker nya biologiska metoder för hjärtreparation efter hjärtinfarkt.
Introduction
Kranskärlssjukdom (CAD) och tillhörande hjärtinfarkt med ST-höjning (STEMI) är de vanligaste dödsorsakerna i världen. Under de senaste två decennierna har stora framsteg gjorts när det gäller att minska dödligheten på sjukhus hos patienter med STEMI, genom tillkomsten av perkutan koronarintervention, fibrinolytiska terapier och standardisering av behandlingsalgoritmer för att säkerställa att reperfusion uppnås i tid 1,2,3. Trots detta är sjukligheten i samband med STEMI fortfarande en betydande börda, vilket skapar ett stort behov av att utveckla nya hjärtskyddande och regenerativa terapier 2,3. En viktig del av den terapeutiska utvecklingen är att bestämma hur en ny behandlingska administreras. Säkerheten, effektiviteten och genomförbarheten för varje metod måste matchas med egenskaperna hos själva behandlingen.
Fysiologiskt relevanta stordjursmodeller är avgörande för att bedöma dessa egenskaper hos olika terapeutiska leveransstrategier5. På grund av deras likheter med människor i kardiovaskulär fysiologi, kranskärlsanatomi och hjärtvikt i förhållande till kroppsvikt är svin en av de föredragna arterna i den prekliniska utvärderingen av nya terapier för hjärtinfarkt6. Vi har tidigare använt en STEMI-modell från svin för att demonstrera den reparativa kapaciteten hos en rekombinant proteinterapi7, och fortsätter att undersöka nya farmakologiska, cellulära och genetiska terapier med hjälp av denna modell. Här beskrivs tre tekniker för terapeutisk administrering som används i svinmodeller efter att infarkt bildats: torakotomi och transepikardiell injektion, perkutan transendokardiell injektion och jugular venös osmotisk minipumpimplantation. De två första metoderna möjliggör lokal vävnadstillförsel, vilket minskar nödvändiga doser, off-target-effekter och levermetabolism 8,9,10. Den osmotiska minipumpen möjliggör kontinuerlig tillförsel av ett läkemedel med kort halveringstid, vilket gör att man inte längre behöver förlita sig på en infusionspump och en patenterad intravenös kanyl, som båda är utmanande att införa i stora djurmodeller.
Genom att beskriva dessa tekniker hoppas vi att denna artikel kan hjälpa translationella forskare att undersöka nya hjärtskyddande eller regenerativa medel efter hjärtinfarkt i stora djurmodeller.
Protocol
Alla experiment utfördes enligt den "australiska koden för vård och användning av djur för vetenskapliga ändamål" och godkändes av Western Sydney Local Health District Animal Ethics Committee. Förpubertala stora vita x lantrasgyltor som vägde 18-20 kg användes för den aktuella studien.
1. Djurhållning
- Inhyss djuren enligt den lokala djurförsöksetiska kommitténs föreskrifter.
OBS: Djuren som ingår i detta protokoll hålls individuellt för att undvika slagsmål och skador och säkerställa att det inte finns någon konkurrens om maten. Men alla djur kunde se, höra och känna lukten av artfränder. Deras boxar har betonggolv för enkel rengöring och har både en inomhus- och utomhusskyddad del. Grisarna förses med halmströ i inomhusdelen och berikningsleksaker i utomhusdelen.
2. Sedering och generell anestesi
- Sedering
- Se till att djuret har fastat i minst 12 timmar innan du påbörjar någon tung sedering eller narkos.
- Om djuret ännu inte har vaskulär tillgång i form av en central ven, använd ett intramuskulärt lugnande protokoll.
- Intramuskulär sedering består av 8 mg/kg ketamin, 0,3 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg metadon och 10 μg/kg medetomidin (se materialförteckning). Administrera denna blandning i djurets epaxiala muskulatur med en 21 G nål. I genomsnitt tar det 5-10 minuter för djur att bli kraftigt nedsövda.
OBS: En stressad gris är mer motståndskraftig mot sedering; Se till att en lugn och trygg förare lugnar djuret och att djuret inte stressas i onödan. Om djuret blir stressat är det bäst att lämna det ifred i 5-10 minuter och försöka igen. - Utför intravenös sedering om en central kateter finns på plats och är patenterad. Intravenös sedering består av 2 mg/kg ketamin, 0,2 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg metadon och 2 μg/kg medetomidin.
- Spola den intravenösa slangen med 0,9 % natriumklorid först för att säkerställa öppenhet. Tryck sedan långsamt hälften av den blandade sprutan genom ledningen och spola med 0,9 % natriumklorid.
- Observera djuret, som måste vara kraftigt sövt inom 20-30 sekunder. Om djuret ännu inte är sövt spolas den återstående halvan av sprutan enligt beskrivningen i steg 2.1.5.
- Vaskulär åtkomst
- När grisen har sövts på lämpligt sätt transporteras den till operationssalen.
- Försyresätt grisen med en ansiktsmask och ett syrgasflöde på 5 l/min. Anslut en pulsoximeter till grisens svans, öron eller tunga för att övervaka djuret hela tiden.
- Använd en 22 eller 24 G kanyl, få tillgång till både vänster och höger marginella öronvener och fäst med tejp.
- Allmän anestesi
- Placera grisen i sternal liggande.
- Administrera 1-3 mg/kg propofol (se Materialtabell) intravenöst som en långsam push titrerad till effekt. Låt en assistent hålla djurets mun öppen (käken ska vara slapp i detta skede) och sträck ut halsen.
- Använd ett laryngoskop (se materialförteckning) för att trycka ner tungbasen och epiglottis för att exponera arytenoidbrosket i struphuvudet.
- För en smord endotrakealtub (storlek 5,5 eller 6,0; se materialförteckning) med en stylett genom arytenoidbrosket och in i luftstrupen. Ibland kan motstånd kännas när man passerar genom struphuvudet; Detta kan motverkas genom att försiktigt rotera endotrakealtuben. Om djuret motsätter sig intubation, administrera mer propofol intravenöst.
- Ta bort stiletten från endotrakealtuben. Blås upp endotrakealtubmanschetten tills du är säker på att det inte finns några luftläckor runt slangen. I allmänhet krävs 4-6 ml luft, även om volymen kan variera beroende på rörstorlek och djur.
- Fäst endotrakealtuben bakom djurets öron.
- Anslut djuret till en anestesikrets med återandningsfunktion och volymkontrollventilator. När djuret är anslutet, låt ventilatorn stängas av.
OBS: Se till att den justerbara tryckbegränsningsventilen (APL) eller "pop-off-ventilen" alltid är öppen. Underlåtenhet att lämna klaffen öppen kan resultera i dödligt barotrauma för djuret. - Minska anestesikretsens syreflöde till 2 L/min.
- Ställ in övertrycksventilatorn på "volymkontroll"-läge. Ställ in tidalvolymen på 10 ml/kg och andningsfrekvensen på 20 andetag/min. Se till att förhållandet mellan inspiratorium och utandning är inställt på 1:2.
- Under hela proceduren, manipulera andningsfrekvensen för att säkerställa att den endtidala koldioxiden ligger mellan 35-50 mmHg.
OBS: Inandningstrycket får inte överstiga 20 cmH2O. Ökningar av inandningstrycket föranleder undersökning av slangveck eller blockeringar. För att lindra ökat tryck som inte är förknippat med slangar kan förhållandet mellan inandning och utandning minskas till 1:1,5 och tidalvolymen minskas. - Om djuret är hemodynamiskt stabilt, håll det med inhalationsanestesi. Om djuret inte är hemodynamiskt stabilt, håll det med total intravenös anestesi, enligt beskrivningen i steg 2.3.14.
- Om djuret ska ges inhalationsanestesi, börja med 2,5 % isofluran från det att anestesikretsen först ansluts.
- Under de följande 30 minuterna ska djuret gradvis avvänjas till 1,5 % inhalerat isofluran. Håll djuret på 1,5 % isofluran till slutet av proceduren.
- Bedöm anestesidjupet var 10:e minut genom att kontrollera palpebrala reflexer och testa käktonen. Justera isofluran efter behov för att bibehålla anestesidjupet.
- Om djuret är hemodynamiskt instabilt, håll det med total intravenös anestesi, vilket möjliggör större kontroll av anestesidjupet utan de kardiovaskulära komplikationer som är förknippade med inhalationsanestesimedel.
- Bered antingen sprutpumpar eller vanliga vätskepumpar med propofol, fentanyl och midazolam. Anslut dessa till djuret via en gemensam linje.
OBS: Propofol kan köras med 0,1-0,6 mg/kg/min, fentanyl kan köras med 1-5 μg/kg/timme och midazolam kan köras med 0,05-0,2 mg/kg/timme. - Precis som med inhalationsanestesi ska dessa läkemedel titreras så att de verkar under hela anestesien för att bibehålla lämpligt anestesidjup.
- Bered antingen sprutpumpar eller vanliga vätskepumpar med propofol, fentanyl och midazolam. Anslut dessa till djuret via en gemensam linje.
- Ge intravenöst vätskestöd med 0,9 % natriumklorid eller Hartmanns lösning (se materialtabell) med en hastighet av 5 ml/kg/h.
- Övervaka djuret med blodtrycksmätningar, kapnografi, anestesigasövervakning, temperatur, pulsoximetri och elektrokardiografi.
- Under alla procedurer, ge ytterligare smärtlindring i form av 0,2 mg/kg metadon intravenöst var 4:e timme efter premedicinering.
OBS: Analgesi kan administreras med kortare intervall om djuret visar tecken på smärta under narkos (takykardi, minskat anestesidjup utan ändringar av underhållsläkemedel).
3. Placering av central linje
- Placera grisen i ryggläge med bakbenen utsträckta, vänster framben utsträckt och höger framben böjt och säkrat med ett band.
- Förbered grisens hals aseptiskt och täck den med ett draperi.
- Använd en linjär ultraljudssond (se materialförteckning) med ett sterilt hölje för att lokalisera den högra halsvenen. Detta uppnås bäst genom att sonden är orienterad vinkelrätt mot luftstrupen och långsamt flyttar den i sidled från struphuvudet.
- Aktivera färgdopplerläget för att identifiera halsvenen. Halsvenen kan skiljas från halspulsådern genom att uppvisa hopfällbarhet och kontinuerligt, icke-pulserande flöde.
- Använd en 18 G koknål (se materialförteckning) för att komma åt venen under ultraljudsvägledning. När åtkomst har uppnåtts, för en 0.035 tums J-tip-tråd (se materialförteckning) genom nålen och trä in den i kärlet. Ta bort nålen över tråden.
- Trä en förspolad mittlinje över tråden och tryck igenom in i venen. Se till att tråden alltid är synlig när den kommer ut från den distala änden av ledningen.
OBS: En 5 Fr, central venkateter med två lumen (se materialtabell) användes för patienter som behövde intravenös åtkomst under en 1-4 veckors period. - Om det är svårt att föra linan genom huden, använd en skalpell nr 11 för att skapa ett litet snitt på 2-4 mm för att underlätta linans passage över tråden. Applicera undertryck följt av en spolning på varje extern ledning för att säkerställa öppenhet. Kläm fast varje lina.
- Fäst de medföljande ankarna på de yttre ledningarna och fäst dem på plats med 2-0 eller 3-0 icke-upplösbara suturer (se materialförteckning). Placera ytterligare suturer för att säkra de yttre linjerna dorsalt för att undvika att djuret tuggar på dem.
- Fäst spolade förlängningsslangar på de externa kateterslangarna och kläm av.
- Förse djuret med en kommersiell grisjacka (se Materialförteckning) och fäst linorna inuti. Om andra ingrepp ännu inte har utförts under samma bedövning, sätt på jackan precis innan djuret återhämtar sig.
4. Hjärtinfarkt
OBS: Djur som används i denna modell fick en hjärtinfarkt enligt en tidigare publicerad metod7.
- Utför hjärtinfarkt 2 veckor före transepikardiell och transendokardiell injektion 8,9,10. Osmotisk minipumpimplantation utfördes omedelbart efter koronar reperfusion inom samma procedur.
5. Administrering av läkemedel eller celler
- Thorakotomi och epikardiell cellinjektion
- Administrera intravenös profylaktisk antibiotika i form av 22 mg/kg cefazolin (se Materialförteckning). Fortsätt var 90:e minut under hela proceduren.
- Placera djuret i höger sidoliggande läge.
- Applicera ett 100 μg/h fentanylplåster (se materialförteckning) på den plana ytan bakom grisens öron. Täck med ett självhäftande förband eller 2-0 sutur.
OBS: Detta plåster anses vara "aktivt" 12 timmar efter insättning och ger smärtlindring i 72 timmar. - Ställ in det elektroanatomiska mappningssystemets kablar och patchar enligt produktspecifikationerna (se materialförteckning).
- Markera en 10 cm horisontell linje mellan revbenen 4 och 5 på djuret med en krita eller kirurgisk markör.
- Bered en blandning av lidokain (2 mg/kg) och bupivakain (1 mg/kg) i en enda spruta med en 25 G nål.
- Förbered operationsområdet aseptiskt och drapera djuret. Utför en blockering av hudlinjen vid det markerade snittstället genom att föra in nålen i huden i en grund vinkel, dra ut kolven något för att säkerställa att inget återflöde av blod kommer in i sprutan och långsamt injicera lösningen när nålen dras ut från huden. Upprepa denna process medan du rör dig nedåt i linjen.
OBS: Sprutan måste ha ett undertryck vid varje nytt injektionsställe för att säkerställa att bupivakain inte administreras intravaskulärt. Intravaskulärt bupivakain kan snabbt vara dödligt. - Använd en skalpell nr 22 och gör ett 10 cm långt hudsnitt längs den markerade linjen.
- Använd monopolär kauteri (se materialtabell), fördjupa snittet genom de underliggande muskellagren tills de interkostala musklerna har nåtts.
- Bered en steril spruta med 0,5 mg/kg bupivakain och 1 mg/kg lignokain och fäst en 25 G nål.
- Stick in nålen i en grund vinkel på stjärtkanten på det fjärde revbenet. Applicera negativt tryck på kolven för att säkerställa att nålen inte har passerat genom den interkostala venen eller artären. Injicera långsamt en fjärdedel av sprutans volym samtidigt som nålen hålls stilla.
- Upprepa steg 5.1.12 på ytterligare tre ställen, med 3-5 cm mellanrum längs stjärtkanten på det fjärde revbenet.
- Använd Metzenbaum-saxen (se materialtabellen) för att snitta interkostalmusklerna noggrant och snitta sedan lungsäcken efter bekräftelse med narkosläkaren.
- När lungsäcken är snittad, stäng av ventilatorn så att lungorna kan falla bort från lungsäcken. Efter att snittet har gjorts, slå på ventilatorn igen och justera det positiva slutexpiratoriska trycket till 4 cmH2O.
- Placera självhållande revbensupprullare mellan revbenen och öppna långsamt för att exponera hjärtat. Använd en vävnadstång, ta försiktigt tag i hjärtsäcken och snitta med Metzenbaum-sax så att hjärtat kan exterioriseras.
OBS: Under detta steg och de följande stegen är arytmier vanliga. EKG måste övervakas noggrant och all hjärtmanipulation måste avbrytas tillfälligt om djuret blir hemodynamiskt instabilt (genomsnittligt artärtryck under 55 mmHg). Intravenösa bolusdoser av metaraminol (0,25 mg) ska administreras efter behov för att förbättra blodtrycket. - Placera tillfälliga 2-0 stagsuturer i båda ändarna och sidorna av perikardiellt snitt för att fixera det på bröstkorgsväggen och skapa en perikardiell brunn. Se till att perikardiets sidor stöds för att göra hjärtsäcksbrunnen så grund som möjligt.
- Använd fuktade svabbar eller laparotomisvampar för att packa området runt hjärtat. Detta hjälper till att hålla hjärtat stabilt och förhindra uttorkning av exponerade vävnader.
- Försörj hjärtats topp inifrån hjärtsäcken med ett pekfinger bakom vänster kammare. Var noga med att minimera kompression av vänster kammare.
OBS: Ett friskt hjärta kan slå bekvämt med apex pekande vertikalt, sitta på basen med försiktigt stöd men ingen kompression. Det finns en initial sänkning av blodtrycket i samband med manipulationen, men denna måste återhämta sig till en acceptabel nivå i frånvaro av extern ventrikel kompression.- Om ingen eller mycket långsam återhämtning inträffar inom 15 sekunder, återförs hjärtat omedelbart till perikardiell kavitet och nödvändiga åtgärder vidtas för att förbättra hemodynamiska parametrar innan ytterligare dislokation.
OBS: Om ventrikeln kan förskjutas kan spetsens position utanför hjärtsäcken bibehållas genom att placera gasbindor av lämplig storlek i hjärtsäcken för att stödja kammaren. På samma sätt kan en långsträckt, fuktad pinne placeras under hjärtats bas, där den fungerar som en "slinga" som styr hjärtats spets uppåt mot snittet (Figur 1A).
- Om ingen eller mycket långsam återhämtning inträffar inom 15 sekunder, återförs hjärtat omedelbart till perikardiell kavitet och nödvändiga åtgärder vidtas för att förbättra hemodynamiska parametrar innan ytterligare dislokation.
- Skapa en elektroanatomisk spänningskarta över den vänstra kammarens epikardiella yta med hjälp av en elektrofysiologisk kartläggningskateter (Figur 1B). Identifiera ärr-, gräns- och fjärrzoner med standardspänningsavstängningar.
OBS: Ärr och fjärrzon definierades med bipolära gränsvärden på <0.5 mV eller >1.5 mV och unipolära gränsvärden på <3 mV respektive >8.3 mV,11,12. - Böj nålen på den terapeutiska injektionssprutan på 27 G till ungefär 80-90° vinkel.
- För in nålen i målvävnaden i en grund vinkel och tryck på sprutkolven för att tömma 1/4 till 1/3 av den totala volymen. Blekning av vävnaden måste observeras (Figur 1C). Använd den elektrofysiologiska kartläggningskatetern för att kommentera injektionsställets läge på den genererade epikardiella spänningskartan (Figur 1D).
OBS: Vehikelinjektioner bestående av cellodlingsmediet (RPMI 1640) användes för demonstrationsändamål i videoprotokollet. - Dra ut nålen delvis och rikta den mot myokardiumet. Töm ytterligare 1/4 till 1/3 av sprutans volym. Fortsätt tills sprutan är tom.
- Upprepa steg 5.1.20-5.1.24 tills önskad dos har levererats.
- Ta bort pinnarna som packar av hjärtat och ta försiktigt bort "slingan" under hjärtat så att den återgår till neutralt läge. Arytmier är vanliga under detta steg och försiktighet måste iakttas enligt beskrivningen i steg 5.1.17.
- Ta bort 2-0-stagssuturerna från hjärtsäcken. Lossa upprullningsdonet och ta bort det från bröstkorgen.
- Använd polydioxanonsuturer i storlek 1 (PDS) med en trubbig rundnål för att stänga bröstkorgen genom att föra den genom mellanrummen mellan revbenen 3 och 4 och revbenen 5 och 6.
OBS: Smala åttasuturer ger en remskiveeffekt för att approximera revbenen. Två eller tre sådana suturer måste användas, beroende på djurets storlek. - Innan du drar åt och knyter av de revbensapproximerande suturerna, sätt in en kort bit silikonslang i snittets ventrala kant.
- Placera den fria änden av slangen i en skål med steril koksaltlösning för förseglad dränering av pleurahålan under vattnet.
- Stäng de överliggande muskellagren i ett enkelt kontinuerligt mönster med 2-0 absorberbara suturer. Stäng huden i ett enkelt kontinuerligt eller vad-sammankopplat mönster13 med en 2-0 eller 3-0 icke-absorberbar sutur.
- När sårförslutningen är klar, driv ut den fria luften från bröstkorgen genom effekten av övertrycksventilation.
- Vrid ventilatorn till inställningen "fri andning". Använd reservoarpåsen på återandningskretsen för att ge ett konsekvent positivt tryck till luftvägarna (håll 20-30 cmH2O).
- Fortsätt detta tryck tills bubblor inte längre observeras i saltlösningen, vilket indikerar att det inte finns någon fri luft i bröstkorgen.
- Ta bort silikonröret.
- Applicera ett självhäftande förband på operationsstället och placera spridda enkla avbrutna suturer för att hjälpa till att hålla förbandet på plats.
- Vid återhämtning administreras 0,3 mg/kg metadon subkutant och 0,2-0,5 mg/kg ondansetron (se materialtabell) intravenöst.
- Implantation av osmotisk minipump i halsvenen
- Placera djuret enligt beskrivningen i steg 3.1. Förbered och drapera den högra sidan av djurets hals aseptiskt.
- Använd ett skalpellblad nr 22 och gör ett 8-10 cm snitt som sträcker sig kraniellt från en punkt 2-3 cm lateralt om manubrium sterni. Detta snitt måste bli något mer lateralt när det rör sig kraniellt.
- Använd Metzenbaum-saxen för att dissekera genom de kutana colli-, sternohyoideus- och sternocephalicusmusklerna. Använd trubbig dissektionsteknik för att fördjupa snittet tills den yttre halsvenen är synlig.
- Placera självhållande upprullningsdon i snittet och öppna dem för att förbättra sikten.
- Använd Adson brun vävnadstång (se materialtabell) och Metzenbaum-sax för att ta bort den mjuka vävnaden som omger halsvenen, både ovanför och under (Figur 2A). Detta är ett avgörande steg, eftersom mjukvävnad som ligger över kärlet i senare skeden kan hindra passagen av minipumpslangen.
- Använd en 5-0 absorberbar sutur genom den kaudalt exponerade änden av venen, cirka 1 cm kraniellt från den mest kaudala synliga kanten av kärlet. För suturen i 5 mm "bett" på följande sätt: kranial-till-kaudal på höger sida, höger till vänster och kaudal-till-kranial på vänster sida. Det resulterande mönstret måste visas som "tre sidor av en kvadrat". Se till att sutursvansarna från båda ändarna är lika långa.
- Montera minipumpen enligt beskrivningen i produktens bruksanvisning (se materialförteckning).
- Knyt elastiska kärlband runt kärlet i både kranial- och stjärtändarna. Håll dessa lösa från början. Låt en assistent placera spänning på kärlbanden för att täppa till kärlet.
- Använd en 14 G nål för att göra en punktering i venen i mitten av den "tresidiga fyrkanten" som skapats med suturmaterial (steg 5.2.7; Figur 2B).
- Trä in minipumpslangen i punkteringen. Det måste lätt passera in i kärlet. Om motstånd uppstår, fortsätt inte att trycka; Dra istället ut slangen och försök igen.
- För fram slangen tills 1-2 cm återstår utanför kärlet. Dra åt suturmaterialet runt kateterslangen och knyt av den i en enkel avbruten knut. Låt assistenten släppa och ta bort de vaskulära banden.
- Linda en 2-0 icke-absorberbar sutur runt minipumpkroppen flera gånger och knyt av så att suturen sitter säkert på pumpen. Fäst sedan pumpen vid den närliggande mjukvävnaden med en enkel avbruten knut (Figur 2C,D).
- Ta bort upprullningsdonen från snittet. Stäng snittet i en standard trelagers enkel kontinuerlig stängning.
- Administrera 0,2 mg/kg meloxikam subkutant under återhämtningen.
- Perkutan transendokardiell injektion
- Placera djuret i ryggläge med utsträckta framben och bakben och fäst med band.
- Förbered djurets stjärtbuk och mediala lår aseptiskt. Drapera djuret med ett fenestrerat femoralt angiografidraperi (se materialförteckning).
- Ställ in det elektroanatomiska mappningssystemets kablar och patchar enligt produktspecifikationerna (se materialförteckning).
- Använd en linjär ultraljudssond för att identifiera lårbensartären. Under ultraljudsvägledning, punktera lårbensartären med en koknål och trä in en 0.035 tums styrtråd i kärlet via nålen. Ta bort nålen över tråden.
- Trä en 8 Fr artärskida och introducer över artärtråden och tryck igenom tills endast navet exponeras för huden. Se till att tråden alltid är synlig och kommer ut från mantelns nav.
OBS: Eftersom detta är en större slida kan det ibland krävas en skalpell nr 11 för att skapa ett litet hudsnitt för att underlätta passagen. - Ta bort mantelinföraren och tråden. Administrera intravenöst heparin (100-200 enheter/kg).
- För in den transendokardiella injektionskatetern genom hylsan och gå vidare till vänster kammare via en retrograd aortametod.
- Skapa en elektroanatomisk karta över vänster kammare genom att försiktigt dra katetern över endokardiell yta. Utför axiell rotation och mjuka förändringar av spetsflexionen för att uppnå god endokardiell kontakt. Identifiera ärr, gränser och avlägsna zoner med standardspänningsavstängningar.
- Rikta katetern med fluoroskopisk och elektroanatomisk vägledning till önskad injektionsplats. Utför en försiktig axiell rotation med avböjning av den distala spetsen för att koppla in och bibehålla stabil endokardiell kontakt.
- Bekräfta placeringen av kateterspetsen med minst två fluoroskopiska vyer. För fram kärnkatetern försiktigt och sträck sedan ut nålen till ett kontrollerat intramyokarddjup (3,5 mm för apikal injektion, 5 mm för septal injektion).
- Spola 4-6 ml jodkontrast (se materialtabell) genom injektionskatetern tills den syns på genomlysning. Observera kontrasten under de kommande 10-30 sekunderna för att säkerställa att den stannar kvar i vävnaden (Figur 3A).
- Observera EKG noga under förlängningen av nålen och injektionen, eftersom det är vanligt med ventrikelektopi.
OBS: Ventrikulär ektopi är när nålspetsen har kommit i myokardkontakt. - Om kontrastinjektionen lyckas, följ upp med en injektion av det aktuella medlet. Spola igenom detta med kontrast tills det observeras fluoroskopiskt.
OBS: Medlet av intresse är specifikt för användaren, beroende på vilken terapi de testar. - Dra tillbaka nålen. Ta bort injektionskatetern från artärskidan.
- Ta bort artärskidan och tryck på ställena i upp till 20 minuter tills hemostas uppnås.
6. Återhämtning av allmän anestesi
- Stäng av inhalationsanestesi- eller intravenösa anestesipumpar som används. Sänk andningsfrekvensen i respiratorn till 8-10 andetag/min.
- Efter 2-5 minuter växlar du ventilatorn till "fri andning"-läge i högst 30 s åt gången. Observera djuret och kapnografen för spontan andning.
- Om spontanandning har inträffat, låt ventilatorn vara avstängd. Om djuret är apnéaktigt, slå på ventilatorn igen i ytterligare 1-2 minuter och försök igen tills spontanandning uppnås.
OBS: Tidsramen för återhämtning varierar beroende på procedur och djuregenskaper, men kan variera från 15 min till 1 timme. - När djuret andas bekvämt (andningsfrekvens på 15-30 andetag/min, endtidal koldioxid mindre än 60, SpO2 över 95%), koppla bort syrgasen och lämna annan övervakning ansluten.
- Ta bort tillfälliga kärlåtkomstställen och tryck för att förhindra att hematom bildas. Om djuret förblir stabilt och fortsätter att syresätta väl under de följande 5 minuterna kan det transporteras till sitt återhämtningsområde.
- Efter tre spontana sväljningar i följd tömmer du manschetten på endotrakealtuben och tar försiktigt bort den.
- Övervaka djuret i minst 5 minuter till för att säkerställa att det fortsätter att syresätta på rätt sätt och inte stöter på andningsbesvär. Flödessyrgas ska användas vid behov om ett djur desaturerar efter extubation.
Representative Results
Thorakotomi och epikardiell cellinjektion
Av de 29 djur som genomgick torakotomi och epikardiell injektion överlevde 26. Histologisk analys bekräftade att humana celler som levererats med denna metod var invecklade hos alla överlevande djur (figur 1E). Ett djur drabbades av dödliga arytmier under cellinjektionen och kunde inte återupplivas. En annan upplevde pulslös elektrisk aktivitet under stängning och långvarig applicering av övertryck i luftvägarna och kunde inte återhämta sig. Ett tredje djur både kräktes och fick andningsstillestånd vid extubation. Detta djur kunde inte återupplivas.
Två djur drabbades av stora komplikationer men kunde återhämta sig. Ett djur utvecklade ventrikelflimmer under intramyokardinjektion och kunde återupplivas med interna defibrilleringspaddlar och hjärtmassage. Det andra djuret kräktes vid extubation och fick ett kort andningsstillestånd men kunde snabbt återintuberas och återhämta sig väl. Alla dessa händelser inträffade under tidiga experiment, med färre biverkningar i takt med att teamets erfarenhet av protokollet ökade (tabell 1).
Implantation av osmotisk minipump i halsvenen
Ingen rapporterad mortalitet eller större komplikationer var förknippade med jugulär osmotisk minipumpimplantation. De flesta av de sju djuren upplevde en mild svullnad vid operationsstället inom de första 24 timmarna, som försvann utan ingrepp. ELISA utfört på serum dag 3 efter pumpimplantation visade pumpens effekt och uppnådde en signifikant blodkoncentration av trombocythärledd tillväxtfaktor-AB human (PDGF-AB) i blodet jämfört med kontroller7 (figur 2E).
Perkutan transendokardiell injektion
Totalt 22 djur fick endokardiella injektioner. Av dessa injektioner ansågs 17 vara "framgångsrika", vilket bestämdes genom fluorescens eller bläckfärgning som observerades i målvävnaden vid obduktion (Figur 3B). Det förekom ingen dödlighet i samband med detta ingrepp. Ett djur utvecklade en liten volym perikardiell utgjutning från höger kammares perforation. Detta var självbegränsande och resulterade inte i kardiovaskulär kompromiss. Samma djur dog; Detta berodde dock på en orelaterad ytterligare procedur efter den intramyokardinjektionen.
Figur 1: Transepikardiell kardiomyocytinjektion möjliggör direkt hjärtvisualisering och uppnår en hög andel livskraftiga celler som levereras till hjärtmuskeln. (A) Hjärtats spets exponeras genom en fuktad gasbinda som förs under hjärtats bas. (B) En epikardiell kartläggningskateter avgränsar ärr- och gränszoner och kommenterar injektionsställen. C) En nål på 31 G används för att transepikardiellt injicera celler i hjärtmuskeln. (D) Epikardiell spänningskarta med anteckning om injektionsstället. Lila: normal spänning, friskt myokardium; Röd: onormal spänning, sjukt myokardiet; Grå prickar: injektionsställen. Efter avlivning samlas hjärtat in och formalinfixeras för histologisk bedömning nedströms. I (E) detekteras transplanterade humana celler genom immunfärgning för den humana antinukleära antikroppen, Ku80, och en anti-GFP-antikropp. Skalstapel = 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Insättning av minipump i halsvenen ger en säker och tillförlitlig metod för PDGF-tillförsel under en 7-dagarsperiod . (A) Den högra halsvenen exponeras och mjukvävnad rensas bort från kärlet. (B) Kärlband täpper till kärlet medan en 14 G nål används för att göra en punktering, genom vilken minipumpslangen träs. (C) Minipumpslangen förs in i venen och minipumpkroppen är fäst vid intilliggande mjukvävnad. (D) Minipumpkroppen och slangen före implantation. (E) Serumkoncentrationen av det rekombinanta proteinet som levererades via minipumpen och PDGF-AB mättes med ELISA från varje djur dag 3 efter implantationen. Djur som fick PDGF-AB visade sig ha en signifikant högre blodkoncentration av PDGF-AB än kontrolldjur, vilket bekräftar effekten av den osmotiska minipumpadministreringsmetoden. **betecknar en statistiskt signifikant skillnad mellan grupperna (p = 0,005, Mann-Whitney U-test) Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Transendokardiell intramyokardinjektion möjliggör en minimalt invasiv terapeutisk administreringsmetod. A) En höger främre sned fluoroskopisk bild som visar injektionskatetern (vit pil) som administrerar kontrastmedel (gul pil) i myokardium. Kontrastmedelsinjektionen både föregår och följer den terapeutiska injektionen så att nålens placering i hjärtmuskeln kan bekräftas. (B) Den injicerade vektorn uttryckte grönt fluorescerande protein (GFP) så att det injicerade materialet fluorescerade vid vävnadsinsamling, vilket bekräftade att injektionen lyckades. Klicka här för att se en större version av denna figur.
| Transepikardiell injektion (n = 29) | Transendokardiell injektion (n = 22) | Osmotisk minipump (n = 7) | |
| Dödlighet | 3 | 0 | 0 |
| Postoperativa kräkningar och andningsstillestånd | 1 | 0 | 0 |
| Ventrikulärt flimmer under injektion | 1 | 0 | 0 |
| Pulslös elektrisk aktivitet under bröststängning | 1 | 0 | 0 |
| Sjuklighet | 0 | 1 | 0 |
| Pneumothorax | 0 | 0 | 0 |
| Pleuravätska | 0 | 0 | 0 |
| Perforering av hjärtkammare | 0 | 1 | 0 |
| Blödning | 0 | 0 | 0 |
Tabell 1: Lista över komplikationer.
Discussion
Transepikardiell intramyokardinjektion
Denna procedur har fördelen av direkt hjärtvisualisering och har visat sig ge större lokal retention av terapier än systemiska administreringsmetoder 9,10,14. Torakotomier är dock invasiva, kräver stor teknisk skicklighet och utgör en större risk för sjuklighet och dödlighet än andra metoder som diskuterats10,15. Kunskap om de kritiska och osäkra stadierna i förfarandet kan hjälpa till att hantera denna ökade risk.
Stor försiktighet måste iakttas vid manipulering av hjärtat för att exponera hjärtats apex på grund av den höga risken för arytmi och tillhörande hemodynamisk kompromettering. Kontinuerlig invasiv blodtrycksövervakning och elektrokardiografi möjliggör snabb identifiering av hypotoni eller instabila arytmier, vilket underlättar snabbt ingripande och korrigering. Övergående hypotoni kan i allmänhet behandlas med metaraminolbolusar. Ihållande hypotoni kan temporeras genom att minska inhalationsanestesien (noggrann övervakning av anestesidjupet) och påbörja en vasopressorinfusion, samtidigt som orsaken till förändrad hemodynamik fastställs. Instabila arytmier, såsom kammartakykardi eller kammarflimmer, kan behandlas med elkonvertering med eller utan intravenösa antiarytmika.
Lika viktigt för djurens överlevnad är att framgångsrikt avlägsna fri gas från pleurahålan innan bröstkorgen stängs. Om man inte gör det kan det leda till att man utvecklar en pneumothorax, vilket gör att djuret löper stor risk att drabbas av andningsproblem och dö när det kopplas bort från den mekaniska respiratorn vid återhämtning. Det positiva luftvägstrycket måste bibehållas i minst 30 s tills bubblor inte längre observeras. Silikonslangen avlägsnas omedelbart när bubblingen upphör, och bröstkorgen stängs sedan snabbt. Det är också möjligt att kirurgiskt placera en torakostomisond vid stängning, vilket möjliggör manuellt avlägsnande av luft och inflammatorisk vätska under de kommande 24-72 timmarna. Detta är dock svårt att hålla rent och intakt, särskilt om djuren hålls tillsammans. Skada eller kontaminering av sonden kan leda till pyothorax, pneumothorax eller sepsis. Enligt vår erfarenhet är det inte nödvändigt att sätta in ett tillfälligt thoraxdränage om fri gas avlägsnas tillräckligt innan bröstkorgen stängs.
Perkutan transendokardiell intramyokardinjektion
Fördelen med denna metod är att den möjliggör lokal vävnadstillförsel med lägre risk på grund av dess mindre invasiva karaktär jämfört med en kirurgisk metod10,14. Denna teknik används redan i stordjursstudier, med både fluoroskopi och elektromekanisk kartläggning som vägledning i avsaknad av direkt visualisering10,16,17.
Med tanke på att hjärtat inte är under direkt syn, är det klokt för proceduralisten att använda ortogonala fluoroskopiska vyer när han väljer ett injektionsställe. Dessutom är injektion av utspädd jodkontrast före och leverans av läkemedlet extremt värdefullt för att bekräfta myokardkontakt. Lämplig kontakt kan bekräftas genom att observera en karakteristisk "myokardrodnad", som kan vara en av de enda markörerna för lyckad injektion före vävnadsskörd. På grund av risken för kammarperforering rekommenderas också att myokardväggens tjocklek vid det valda injektionsstället är större än 9 mm14,16.
Jugulär venös osmotisk minipump
Den osmotiska minipumpen är en populär enhet som ofta används i smådjursstudier. Det har funnits ett ökande intresse för att använda denna enhet i stora djurmodeller 7,18,19, med tanke på dess unika fördel att administrera ett terapeutiskt medel i en jämn takt under en viss tidsperiod. En möjlig begränsning av denna metod är oförmågan att ändra eller stoppa infusionshastigheten av läkemedlet utan att byta ut eller ta bort pumpen. Detta bör övervägas innan man provar behandling på detta sätt.
Denna studie visade att denna metod kunde utföras med en hög framgångsfrekvens i svin, med låg sjuklighet och dödlighet. Det måste noteras att många vitala strukturer ligger intill operationsstället, inklusive lymfkörtlar, bräss och halspulsådern. Att följa metoden och konsultera anatomiska texter20 rekommenderas starkt för att förhindra oavsiktlig skada på någon av dessa strukturer. Den mest oroande komplikationen av denna metod är hemorragisk chock på grund av oavsiktlig skada på halsvenen eller en omgivande struktur. Det är därför viktigt att den mjuka vävnaden som omger halsvenen avlägsnas försiktigt. Om detta steg inte slutförs korrekt kan det leda till svårigheter att placera minipumpslangen eller kontrollera oavsiktlig blödning.
Den här artikeln har beskrivit tre metoder för leverans av kardioaktiva läkemedel. Trots den rapporterade framgången för varje teknik finns det inneboende begränsningar att ta hänsyn till. Invasiva procedurer (transepikardiell injektion) möjliggör ökad noggrannhet i terapeutisk leverans; De medför dock en större risk för potentiellt dödliga komplikationer. Dessutom har invasiv förlossning ett större krav på teknisk kompetens för att minimera risken för komplikationer. På samma sätt kräver fluoroskopstyrd, transendokardiell injektion en viss grad av teknisk skicklighet för kateterisering och manipulering av hårdvara. Om denna metod utförs felaktigt kan injektionsfel och dödliga komplikationer uppstå.
De beskrivna direktinjektionsmetoderna gör det möjligt att administrera ett läkemedel vid ett enstaka tillfälle i målvävnaden. Den jugularvenösa osmotiska minipumpen möjliggör systemisk administrering av en terapeutisk behandling under en 7-dagarsperiod. Jämförelsevis är denna metod enklare och förknippad med mindre risk, men den bygger på att en systemisk terapi hittar sin väg till hjärtmuskeln. När pumpen väl är på plats är det dessutom omöjligt att avbryta administreringen eller ändra dosraten utan att bedöva djuret på nytt och ta bort pumpen.
Alla metoder som beskrivs i denna artikel utfördes på djur dagen eller 2 veckor efter hjärtinfarkt. Därför kan detta arbete inte rapportera framgången med nämnda metoder hos friska djur eller djur som utsätts för en alternativ hjärtpatologi. Slutligen bör farmakologi och bioteknik för alla avsedda medel övervägas noggrant, eftersom detta i sig kommer att vara kopplat till effektiviteten hos den valda leveransvägen. En detaljerad diskussion om detta ligger utanför ramen för detta manuskript.
Omfattande skildringar av prekliniska metoder gynnar djurens välbefinnande och det bredare vetenskapliga samfundet. Den resulterande förbättrade reproducerbarheten av förfaranden och resultat leder till färre djurhälsokomplikationer, minskat antal djur som krävs för att producera betydande resultat och större förtroende för experimentella resultat21,22. Tre metoder för administrering av nya läkemedel beskrivs i denna artikel för behandling av hjärtinfarkt i en svinmodell. Genom att beskriva de tekniker som används och formulera fördelarna och riskerna med var och en, förväntas det att forskare bekvämt kommer att kunna skapa konsekventa och tillförlitliga prekliniska modeller som passar deras forskningsmål.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete finansierades av anslag från National Health and Medical Research Council APP1194139/APP1126276 (JC), National Stem Cell Foundation of Australia och New South Wales Government Office of Health and Medical Research (JC). DS stöddes av Royal Australasian College of Physicians, Institute of Clinical Pathology and Medical Research och Australian Government Research Training Program. TD stöddes av Institute of Clinical Pathology and Medical Research, Penfolds Family Scholarship, National Health and Medical Research Council (APP2002783) och National Heart Foundation of Australia (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
- Vogel, B., et al.
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483 (2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y.
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392 (2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897 (2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
