Summary
El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento mediante: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular.
Abstract
El infarto de miocardio es una de las principales causas de muerte y discapacidad en todo el mundo, y existe una necesidad urgente de nuevas estrategias cardioprotectoras o regenerativas. Un componente esencial del desarrollo de fármacos es determinar cómo se va a administrar un nuevo tratamiento. Los modelos animales grandes fisiológicamente relevantes son de vital importancia para evaluar la viabilidad y eficacia de diversas estrategias de administración terapéutica. Debido a sus similitudes con los humanos en fisiología cardiovascular, anatomía vascular coronaria y relación entre el peso cardíaco y el peso corporal, los cerdos son una de las especies preferidas en la evaluación preclínica de nuevas terapias para el infarto de miocardio. El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Después del infarto de miocardio inducido por vía percutánea, las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento con agentes novedosos a través de: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular. Los procedimientos empleados para cada técnica son reproducibles, lo que da como resultado una administración fiable de fármacos cardioactivos. Estos modelos se pueden adaptar fácilmente para adaptarse a los diseños de estudio individuales, y cada una de estas técnicas de administración se puede utilizar para investigar una variedad de posibles intervenciones. Por lo tanto, estos métodos son una herramienta útil para los científicos traslacionales que buscan nuevos enfoques biológicos en la reparación cardíaca después de un infarto de miocardio.
Introduction
La enfermedad de las arterias coronarias (EAC) y el infarto de miocardio con elevación del segmento ST asociado (IAMCEST) son las principales causas de muerte en todo el mundo. En las últimas dos décadas, se han logrado grandes avances en la reducción de la mortalidad intrahospitalaria de los pacientes con IAMCEST, a través del advenimiento de la intervención coronaria percutánea, las terapias fibrinolíticas y la estandarización de los algoritmos de tratamiento para garantizar que la reperfusión se logre de manera oportuna 1,2,3. A pesar de ello, la morbilidad asociada al IAMCEST sigue siendo una carga importante, lo que crea una gran necesidad de desarrollar nuevas terapias cardioprotectoras y regenerativas 2,3. Un componente esencial del desarrollo terapéutico es la determinación de cómo se administrará una nueva terapia4. La seguridad, eficacia y viabilidad de cada método deben coincidir con las características de la terapia en sí.
Los modelos animales grandes fisiológicamente relevantes son fundamentales para evaluar estos atributos de diversas estrategias de administración terapéutica5. Debido a sus similitudes con los humanos en fisiología cardiovascular, anatomía vascular coronaria y relación peso/peso corporal, los cerdos son una de las especies preferidas en la evaluación preclínica de nuevas terapias para el infarto de miocardio6. Anteriormente hemos utilizado un modelo de IAMCEST porcino para demostrar la capacidad reparadora de una terapia de proteínas recombinantes7, y continuamos investigando nuevas terapias farmacológicas, celulares y genéticas utilizando este modelo. En este trabajo se describen tres técnicas de administración terapéutica utilizadas en modelos porcinos tras la creación del infarto: toracotomía e inyección transepicárdica, inyección transendocárdica percutánea e implante de minibomba osmótica venosa yugular. Los dos primeros métodos permiten la administración local de tejidos, reduciendo las dosis requeridas, los efectos fuera del objetivo y el metabolismo hepático de primer paso 8,9,10. La minibomba osmótica permite la administración continua de un fármaco con una vida media corta, lo que elimina la dependencia de una bomba de infusión y una cánula intravenosa patentada, que son difíciles de instituir en modelos animales grandes.
Al describir estas técnicas, se espera que este artículo pueda ayudar a los científicos traslacionales en la investigación de nuevos agentes cardioprotectores o regenerativos después de un infarto de miocardio en modelos animales grandes.
Protocol
Todos los experimentos se realizaron siguiendo el "código australiano para el cuidado y uso de animales con fines científicos" y fueron aprobados por el Comité de Ética Animal del Distrito de Salud Local de Western Sydney. Para el presente estudio se utilizaron primerizas blancas x autóctonas prepúberes, con un peso de 18-20 kg.
1. Ganadería
- Aloje a los animales de acuerdo con las regulaciones del comité local de ética animal.
NOTA: Los animales incluidos en este protocolo se alojan individualmente para evitar peleas y lesiones y garantizar que no haya competencia por la comida. Sin embargo, todos los animales podían ver, oír y oler a sus congéneres. Sus corrales tienen pisos de concreto para facilitar la limpieza y tienen una parte protegida tanto en el interior como en el exterior. A los cerdos se les proporciona ropa de cama de paja en la parte interior y "juguetes" de enriquecimiento en la parte exterior.
2. Sedación y anestesia general
- Sedación
- Asegúrese de que el animal haya estado en ayunas durante al menos 12 horas antes de comenzar cualquier sedación fuerte o anestesia general.
- Si el animal aún no tiene acceso vascular en forma de vía central, utilice un protocolo de sedación intramuscular.
- La sedación intramuscular consiste en 8 mg/kg de ketamina, 0,3 mg/kg de midazolam, 0,2 mg/kg de metadona y 10 μg/kg de medetomidina (ver Tabla de materiales). Administrar esta mezcla en la musculatura epaxial del animal con una aguja de 21 G. En promedio, los animales tardan entre 5 y 10 minutos en estar muy sedados.
NOTA: Un cerdo estresado es más resistente a la sedación; Asegúrese de que un cuidador tranquilo y confiado seda al animal y que el animal no esté excesivamente estresado. Si el animal se estresa, lo mejor es dejarlo solo durante 5-10 minutos y volver a intentarlo. - Realizar sedación intravenosa si se coloca una vía central y es permeable. La sedación intravenosa consiste en 2 mg/kg de ketamina, 0,2 mg/kg de midazolam, 0,2 mg/kg de metadona y 2 μg/kg de medetomidina.
- Enjuague primero la vía intravenosa con cloruro de sodio al 0,9% para asegurar la permeabilidad. Luego, empuje lentamente la mitad de la jeringa mezclada a través de la línea y enjuague con cloruro de sodio al 0,9%.
- Observe al animal, que debe estar fuertemente sedado dentro de los 20-30 s. Si el animal aún no está sedado, enjuague la mitad restante de la jeringa, como se describe en el paso 2.1.5.
- Acceso vascular
- Una vez que esté adecuadamente sedado, transporte al cerdo al quirófano.
- Preoxigenar al cerdo con una mascarilla y un caudal de oxígeno de 5 L/min. Conecte un oxímetro de pulso a la cola, las orejas o la lengua del cerdo para monitorear al animal en todo momento.
- Con una cánula de 22 o 24 G, acceda a las venas marginales del oído izquierdo y derecho y asegúrelas con cinta adhesiva.
- Anestesia general
- Coloque al cerdo en decúbito esternal.
- Administrar 1-3 mg/kg de propofol (ver Tabla de Materiales) por vía intravenosa como un empuje lento ajustado al efecto. Pídele a un asistente que mantenga la boca del animal abierta (la mandíbula debe estar floja en esta etapa) y extienda el cuello.
- Use un laringoscopio (ver Tabla de materiales) para presionar la base de la lengua y la epiglotis para exponer los cartílagos aritenoides de la laringe.
- Pase un tubo endotraqueal lubricado (tamaño 5.5 o 6.0; ver Tabla de materiales) con un estilete a través de los cartílagos aritenoides y dentro de la tráquea. Ocasionalmente, se puede sentir resistencia al pasar a través de la laringe; Esto se puede contrarrestar con una rotación suave del tubo endotraqueal. Si el animal se resiste a la intubación, administre más propofol por vía intravenosa.
- Retire el estilete del tubo endotraqueal. Infle el manguito del tubo endotraqueal hasta que esté satisfecho de que no haya fugas de aire alrededor del tubo. Generalmente, se requieren 4-6 mL de aire, aunque el volumen puede variar según el tamaño del tubo y el animal.
- Asegure el tubo endotraqueal detrás de las orejas del animal.
- Conecte al animal a un circuito de anestesia de reinhalación con función de ventilación con control de volumen. Cuando el animal esté conectado, haga que el ventilador esté apagado.
NOTA: Asegúrese de que, en todo momento, la válvula limitadora de presión ajustable (APL) o "válvula de salida" esté abierta. Si no se deja la válvula abierta, el animal puede sufrir un barotrauma mortal. - Reducir el caudal de oxígeno del circuito anestésico a 2 L/min.
- Ponga el ventilador de presión positiva en el modo de "control de volumen". Ajuste el volumen corriente a 10 ml/kg y la frecuencia respiratoria a 20 respiraciones/min. Asegúrese de que la relación inspiratorio:espiratorio esté establecida en 1:2.
- A lo largo del procedimiento, manipule la frecuencia respiratoria para asegurarse de que el dióxido de carbono al final de la espiración se encuentre entre 35 y 50 mmHg.
NOTA: La presión inspiratoria no debe exceder los 20 cmH2O. Los aumentos en la presión inspiratoria impulsan la investigación de torceduras u obstrucciones en los tubos. Para aliviar el aumento de las presiones que no están asociadas con los tubos, la relación inspiratorio:espiratorio se puede reducir a 1:1,5 y el volumen corriente se puede reducir. - Si el animal está hemodinámicamente estable, manténgalo con anestesia inhalante. Si el animal no está hemodinámicamente estable, manténgalo con anestesia intravenosa total, como se describe en el paso 2.3.14.
- Si al animal se le va a administrar anestesia inhalante, se debe comenzar con isoflurano al 2,5% desde el momento en que se conecta por primera vez el circuito anestésico.
- A lo largo de los siguientes 30 min, destetar progresivamente al animal a isoflurano inhalado al 1,5%. Mantener al animal con isoflurano al 1,5% hasta el final del procedimiento.
- Evalúe la profundidad anestésica cada 10 minutos comprobando los reflejos palpebrales y el tono de la mandíbula. Ajuste el isoflurano según sea necesario para mantener la profundidad anestésica.
- Si el animal es hemodinámicamente inestable, mantenerlo con anestesia intravenosa total, lo que permite un mayor control de la profundidad anestésica sin las complicaciones cardiovasculares asociadas a los agentes anestésicos inhalantes.
- Prepare bombas de jeringa o bombas de fluido estándar con propofol, fentanilo y midazolam. Conéctelos al animal a través de una línea común.
NOTA: El propofol puede funcionar a 0,1-0,6 mg/kg/min, el fentanilo puede funcionar a 1-5 μg/kg/h y el midazolam puede funcionar a 0,05-0,2 mg/kg/h. - Al igual que con la anestesia inhalante, se deben ajustar estos fármacos para que surtan efecto durante toda la anestesia y mantengan la profundidad anestésica adecuada.
- Prepare bombas de jeringa o bombas de fluido estándar con propofol, fentanilo y midazolam. Conéctelos al animal a través de una línea común.
- Proporcionar soporte de líquidos intravenosos con cloruro de sodio al 0,9% o solución de Hartmann (ver Tabla de Materiales) a una tasa de 5 mL/kg/h.
- Monitorizar al animal con mediciones de presión arterial, capnografía, monitorización de gases anestésicos, temperatura, oximetría de pulso y electrocardiografía.
- A lo largo de cualquier procedimiento, proporcione analgesia adicional en forma de 0,2 mg/kg de metadona por vía intravenosa cada 4 h después de la premedicación.
NOTA: La analgesia puede administrarse a intervalos más cortos si el animal muestra signos de dolor mientras está bajo anestesia (taquicardia, disminución de la profundidad anestésica sin cambios en los fármacos de mantenimiento).
3. Colocación de la vía central
- Coloque al cerdo en decúbito dorsal con las extremidades traseras extendidas, la extremidad anterior izquierda extendida y la extremidad anterior derecha flexionada y asegurada con un lazo.
- Prepara asépticamente el cuello del cerdo y cúbrelo con una cortina.
- Utilice una sonda de ultrasonido lineal (ver Tabla de materiales) con una cubierta estéril para localizar la vena yugular derecha. Esto se logra mejor con la sonda orientada perpendicularmente a la tráquea y moviéndola lentamente lateralmente desde la laringe.
- Habilite el modo Doppler color para ayudar a identificar la vena yugular. La vena yugular se puede distinguir de la arteria carótida demostrando colapsabilidad y flujo continuo y no pulsátil.
- Utilice una aguja de cocción de 18 g (consulte la tabla de materiales) para acceder a la vena bajo la guía de una ecografía. Una vez que se logra el acceso, pase un alambre de punta en J de 0.035 pulgadas (consulte la Tabla de materiales) a través de la aguja y enrósquelo en el recipiente. Retire la aguja sobre el alambre.
- Pase una línea central previamente lavada sobre el alambre y empújela hacia la vena. Asegúrese de que el cable esté visible saliendo del extremo distal de la línea en todo momento.
NOTA: Se utilizó un catéter venoso central de dos lúmenes de 5 Fr (ver Tabla de materiales) para los sujetos que requirieron acceso intravenoso durante un período de 1 a 4 semanas. - Si hay dificultad para hacer avanzar la vía a través de la piel, utilice un bisturí n.º 11 para crear una pequeña incisión de 2-4 mm para facilitar el paso de la vía sobre el alambre. Aplique presión negativa seguida de un lavado a cada línea externa para garantizar la permeabilidad. Sujete cada línea.
- Fije los anclajes provistos a las líneas externas y asegúrelos en su lugar con suturas no solubles 2-0 o 3-0 (consulte la Tabla de materiales). Coloque suturas adicionales para asegurar las líneas externas dorsalmente para evitar que el animal las muerda.
- Conecte las líneas de extensión enrojecidas a las líneas externas del catéter y sujételas con una pinza.
- Coloque al animal una chaqueta de cerdo comercial (consulte la Tabla de materiales) y asegure las líneas en el interior. Si aún no se han realizado otros procedimientos durante la misma anestesia, coloque la chaqueta justo antes de la recuperación del animal.
4. Infarto de miocardio
NOTA: Los animales utilizados en este modelo recibieron un infarto de miocardio siguiendo un método previamente publicado7.
- Realizar el infarto de miocardio 2 semanas antes de los procedimientos de inyección transepicárdica y transendocárdica 8,9,10. El implante de minibomba osmótica se realizó inmediatamente después de la reperfusión coronaria dentro del mismo procedimiento.
5. Administración de fármacos o células
- Toracotomía e inyección de células epicárdicas
- Administrar antibióticos profilácticos intravenosos en forma de 22 mg/kg de cefazolina (ver Tabla de Materiales). Continúe cada 90 minutos durante todo el procedimiento.
- Coloque al animal en la posición de decúbito lateral derecho.
- Aplique un parche de fentanilo de 100 μg/h (consulte la Tabla de materiales) en el plano plano detrás de las orejas del cerdo. Cubra con un apósito adhesivo o sutura 2-0.
NOTA: Este parche se considera "activo" 12 h después de su colocación, y proporciona analgesia durante 72 h. - Configure el cableado y los parches del sistema de mapeo electroanatómico siguiendo las especificaciones del producto (consulte la Tabla de materiales).
- Marque una línea horizontal de 10 cm entre las costillas 4 y 5 en el animal con un crayón o marcador quirúrgico.
- Preparar una mezcla de lidocaína (2 mg/kg) y bupivacaína (1 mg/kg) en una sola jeringa con aguja de 25 G.
- Prepare asépticamente el sitio quirúrgico y cubra al animal. Realice un bloqueo cutáneo de la vía en el sitio de la incisión marcado insertando la aguja en la piel en un ángulo poco profundo, retirando ligeramente el émbolo para asegurarse de que no haya reflujo de sangre en la jeringa e inyectando lentamente la solución a medida que la aguja se retira de la piel. Repita este proceso mientras avanza por la línea.
NOTA: Se debe aplicar presión negativa a la jeringa en cada nuevo sitio de inyección para garantizar que la bupivacaína no se administre por vía intravascular. La bupivacaína intravascular puede ser rápidamente mortal. - Con un bisturí n.º 22, haga una incisión en la piel de 10 cm a lo largo de la línea marcada.
- Usando cauterio monopolar (ver Tabla de Materiales), profundice la incisión a través de las capas musculares subyacentes hasta que se hayan alcanzado los músculos intercostales.
- Preparar una jeringa estéril de 0,5 mg/kg de bupivacaína y 1 mg/kg de lignocaína, y colocar una aguja de 25 G.
- Inserte la aguja en un ángulo poco profundo en el borde caudal de la cuarta costilla. Aplique presión negativa sobre el émbolo para asegurarse de que la aguja no haya pasado a través de la vena o arteria intercostal. Inyecte lentamente una cuarta parte del volumen de la jeringa mientras mantiene la aguja inmóvil.
- Repita el paso 5.1.12 en tres lugares más, separados por 3-5 cm a lo largo del borde caudal de la cuarta costilla.
- Utilice las tijeras Metzenbaum (ver Tabla de materiales) para incidir los músculos intercostales con cuidado, luego incidir la pleura después de la confirmación con el anestesista.
- A medida que se incide la pleura, apague el ventilador para permitir que los pulmones se separen de la pleura. Una vez realizada la incisión, vuelva a encender el respirador y ajuste la presión positiva al final de la espiración a 4 cmH2O.
- Coloque retractores de costillas autoretenedores entre las costillas y ábralos lentamente para exponer el corazón. Con unas pinzas de tejido, agarre suavemente el pericardio e incida con unas tijeras Metzenbaum para exteriorizar el corazón.
NOTA: Durante este paso y los siguientes, las arritmias son comunes. El ECG debe ser monitoreado de cerca, y cualquier manipulación cardíaca debe detenerse temporalmente si el animal se vuelve hemodinámicamente inestable (presión arterial media por debajo de 55 mmHg). Los bolos intravenosos de metaraminol (0,25 mg) deben administrarse según sea necesario para mejorar la presión arterial. - Coloque suturas temporales de 2-0 en ambos extremos y lados de la incisión pericárdica para fijarla a la pared torácica y crear un pozo pericárdico. Asegúrese de que los lados del pericardio estén apoyados para que el pozo pericárdico sea lo más superficial posible.
- Use hisopos humedecidos o esponjas de laparotomía para empacar la región que rodea el corazón. Esto ayudará a mantener el corazón estable y evitará la sequedad de los tejidos expuestos.
- Extraiga el vértice del corazón desde el interior de la cavidad pericárdica con un dedo índice detrás del ventrículo izquierdo. Tenga cuidado de minimizar la compresión del ventrículo izquierdo.
NOTA: Un corazón sano puede latir cómodamente con el vértice apuntando verticalmente, sentado sobre su base con un apoyo suave pero sin compresión. Hay una disminución inicial de la presión arterial asociada a la manipulación, pero esta debe recuperarse a un nivel aceptable en ausencia de compresión ventricular externa.- Si la recuperación es nula o muy lenta en 15 s, regrese el corazón inmediatamente a la cavidad pericárdica y tome las medidas necesarias para mejorar los parámetros hemodinámicos antes de una nueva luxación.
NOTA: Si el ventrículo se puede dislocar, se puede mantener la posición del ápice fuera del pericardio colocando compresas de gasa del tamaño adecuado dentro del pericardio para sostener el ventrículo. Del mismo modo, se puede colocar un hisopo alargado y humedecido debajo de la base del corazón, donde actúa como un "cabestrillo" que guía el ápice cardíaco hacia arriba, hacia la incisión (Figura 1A).
- Si la recuperación es nula o muy lenta en 15 s, regrese el corazón inmediatamente a la cavidad pericárdica y tome las medidas necesarias para mejorar los parámetros hemodinámicos antes de una nueva luxación.
- Cree un mapa de voltaje electroanatómico de la superficie epicárdica del ventrículo izquierdo utilizando un catéter de mapeo electrofisiológico (Figura 1B). Identifique las cicatrices, los bordes y las zonas remotas mediante cortes de voltaje estándar.
NOTA: La cicatriz y la zona remota se definieron con puntos de corte bipolares de <0,5 mV o >1,5 mV, y puntos de corte unipolares de <3 mV o >8,3 mV, respectivamente11,12. - Doble la aguja de la jeringa de administración terapéutica de 27 G en un ángulo aproximado de 80-90°.
- Haga avanzar la aguja en el tejido objetivo en un ángulo poco profundo y aplique presión al émbolo de la jeringa para descargar de 1/4 a 1/3 del volumen total. Se debe observar el blanqueamiento del tejido (Figura 1C). Utilice el catéter de mapeo electrofisiológico para anotar la ubicación del lugar de la inyección en el mapa de voltaje epicárdico generado (Figura 1D).
NOTA: Se utilizaron inyecciones de vehículos consistentes en el medio de cultivo celular (RPMI 1640) con fines de demostración en el protocolo de vídeo. - Retire parcialmente la aguja y rediríjala dentro del miocardio. Descargue otro 1/4 a 1/3 del volumen de la jeringa. Continúe hasta que la jeringa esté vacía.
- Repita los pasos 5.1.20 a 5.1.24 hasta que se haya administrado la dosis deseada.
- Retire los hisopos que envuelven el corazón y retire suavemente el "cabestrillo" debajo del corazón, para que vuelva a la posición neutral. Las arritmias son comunes durante este paso, y se debe tener precaución como se describe en el paso 5.1.17.
- Retire las suturas de estancia 2-0 del pericardio. Afloje el retractor y retírelo del tórax.
- Use suturas de polidioxanona (PDS) de tamaño 1 con una aguja redonda de punta roma para cerrar el tórax pasándola a través de los espacios entre las costillas 3 y 4, y las costillas 5 y 6.
NOTA: Las suturas estrechas en forma de ocho proporcionan un efecto de polea para aproximar las costillas. Se deben emplear dos o tres suturas de este tipo, dependiendo del tamaño del animal. - Antes de apretar y atar las suturas que se aproximan a las costillas, inserte un trozo corto de tubo de silicona en el borde ventral de la incisión.
- Coloque el extremo libre del tubo en un recipiente con solución salina estéril para el drenaje sellado bajo el agua de la cavidad pleural.
- Cierre las capas musculares suprayacentes en un patrón continuo simple con suturas absorbibles 2-0. Cierre la piel en un patrón simple continuo o entrelazado de Ford13 con una sutura no absorbible 2-0 o 3-0.
- A medida que se completa el cierre de la herida, expulse el aire libre del tórax por efecto de la ventilación con presión positiva.
- Coloque el ventilador en la configuración de 'respiración libre'. Utilice la bolsa de depósito en el circuito de reinhalación para proporcionar una presión positiva constante a las vías respiratorias (mantener a 20-30 cmH2O).
- Continúe esta presión hasta que ya no se observe burbujeo en el recipiente salino, lo que indica que no hay aire libre dentro del tórax.
- Retire el tubo de silicona.
- Aplique un apósito adhesivo en el sitio quirúrgico y coloque suturas interrumpidas simples dispersas para ayudar a mantener el apósito en su lugar.
- En el momento de la recuperación, administrar 0,3 mg/kg de metadona por vía subcutánea y 0,2-0,5 mg/kg de ondansetrón (ver Tabla de materiales) por vía intravenosa.
- Implante de minibomba osmótica de la vena yugular
- Coloque el animal como se describe en el paso 3.1. Prepare y cubra asépticamente el lado derecho del cuello del animal.
- Con una hoja de bisturí n.º 22, haga una incisión de 8-10 cm que se extienda cranealmente desde un punto 2-3 cm lateral al manubrium sterni. Esta incisión debe volverse un poco más lateral a medida que se mueve cranealmente.
- Utilice las tijeras de Metzenbaum para diseccionar los músculos cutáneos colli, sternohyoideus y sternocephalicus. Use técnicas de disección roma para profundizar la incisión hasta que la vena yugular externa sea visible.
- Coloque retractores de retención automática en la incisión y ábralos para mejorar la visibilidad.
- Con unas pinzas de tejido marrón Adson (ver Tabla de materiales) y unas tijeras Metzenbaum, retire el tejido blando que rodea la vena yugular, tanto por encima como por debajo (Figura 2A). Este es un paso crucial, ya que en etapas posteriores, el tejido blando que recubre el vaso puede obstruir el paso del tubo de la minibomba.
- Utilice una sutura absorbible 5-0 a través del extremo caudal expuesto de la vena, aproximadamente a 1 cm craneal del borde visible más caudal del vaso. Pase la sutura en "mordidas" de 5 mm de la siguiente manera: de cráneo a caudal en el lado derecho, de derecha a izquierda y de caudal a cráneo en el lado izquierdo. El patrón resultante debe aparecer como 'tres lados de un cuadrado'. Asegúrese de que las colas de sutura de ambos extremos tengan la misma longitud.
- Ensamble la minibomba como se describe en el manual de instrucciones del producto (consulte la Tabla de materiales).
- Lazo de amarre: lazos vasculares elásticos alrededor del vaso tanto en el extremo craneal como en el caudal. Manténgalos sueltos inicialmente. Pídale a un asistente que ejerza tensión en los lazos vasculares para ocluir el vaso.
- Con una aguja de 14 G, realice una punción en la vena en el centro del "cuadrado de tres lados" creado con material de sutura (paso 5.2.7; Figura 2B).
- Enrosque el tubo de la minibomba en la punción. Debe pasar fácilmente al recipiente. Si encuentra resistencia, no siga presionando; En su lugar, saque el tubo y vuelva a intentarlo.
- Avance el tubo hasta que quede 1-2 cm fuera del recipiente. Apriete el material de sutura alrededor del tubo del catéter y átelo con un simple nudo interrumpido. Pídale al asistente que suelte y retire las ataduras vasculares.
- Envuelva una sutura no absorbible 2-0 alrededor del cuerpo de la mini bomba varias veces y átela para que la sutura quede segura en la bomba. Luego, asegure la bomba al tejido blando cercano con un simple nudo interrumpido (Figura 2C, D).
- Retire los retractores de la incisión. Cierre la incisión en un cierre continuo simple estándar de tres capas.
- Administrar 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea durante la recuperación.
- Inyección transendocárdica percutánea
- Coloque al animal en decúbito dorsal con las extremidades delanteras y traseras extendidas, y asegúrelo con ataduras.
- Preparar asépticamente el abdomen caudal y la parte media de los muslos del animal. Cubra al animal con un paño de angiografía femoral fenestrada (ver Tabla de Materiales).
- Configure el cableado y los parches del sistema de mapeo electroanatómico siguiendo las especificaciones del producto (consulte la Tabla de materiales).
- Use una sonda de ultrasonido lineal para identificar la arteria femoral. Bajo la guía de ultrasonido, perfore la arteria femoral con una aguja de cocción y enhebre una guía de 0.035 pulgadas en el vaso a través de la aguja. Retire la aguja sobre el alambre.
- Pase una vaina arterial de 8 Fr y un introductor sobre el alambre arterial y empuje hasta que solo el cubo quede expuesto a la piel. Asegúrese de que el cable esté siempre visible, saliendo del cubo de la funda.
NOTA: Como se trata de una vaina más grande, en ocasiones, puede ser necesario un bisturí n.º 11 para crear una pequeña incisión en la piel que facilite el paso. - Retire el introductor de la funda y el alambre. Administrar heparina intravenosa (100-200 unidades/kg).
- Introducir el catéter de inyección transendocárdica a través de la vaina y avanzar hasta el ventrículo izquierdo mediante un abordaje aórtico retrógrado.
- Crear un mapa electroanatómico del ventrículo izquierdo arrastrando suavemente el catéter a través de la superficie endocárdica. Realizar rotación axial y alteraciones suaves de la flexión de la punta para lograr un buen contacto endocárdico. Identifique las cicatrices, los bordes y las zonas remotas mediante cortes de voltaje estándar.
- Dirija el catéter con guía fluoroscópica y electroanatómica al lugar preferido para la inyección. Realice una rotación axial suave con desviación de la punta distal para enganchar y mantener un contacto endocárdico estable.
- Confirme la colocación de la punta del catéter con al menos dos proyecciones fluoroscópicas. Avance suavemente el catéter central y, a continuación, extienda la aguja hasta una profundidad intramiocárdica controlada (3,5 mm para la inyección apical, 5 mm para la inyección septal).
- Enjuague 4-6 mL de contraste yodado (ver Tabla de materiales) a través del catéter de inyección hasta que sea visible en la fluoroscopia. Observe el contraste durante los siguientes 10-30 s para asegurarse de que permanezca en el tejido (Figura 3A).
- Observe el ECG de cerca durante la extensión de la aguja y la inyección, ya que las corridas de ectopia ventricular son comunes.
NOTA: La ectopia ventricular es cuando la punta de la aguja ha entrado en contacto con el miocardio. - Si la inyección de contraste es exitosa, haga un seguimiento con una inyección del agente de interés. Enjuague esto con contraste hasta que se observe fluoroscópicamente.
NOTA: El agente de interés es específico para el usuario, dependiendo de la terapia que esté probando. - Retraiga la aguja. Retire el catéter de inyección de la vaina arterial.
- Retire la vaina arterial y aplique presión en los sitios durante un máximo de 20 minutos hasta que se logre la hemostasia.
6. Recuperación anestésica general
- Apague el anestésico inhalante o las bombas de anestesia intravenosa que esté utilizando. Reduzca la frecuencia respiratoria en el ventilador a 8-10 respiraciones/min.
- Después de 2-5 minutos, cambie el ventilador al modo de "respiración libre" durante no más de 30 segundos a la vez. Observe al animal y al capnógrafo para ver si respira espontáneamente.
- Si se ha producido una respiración espontánea, deje el respirador apagado. Si el animal está apneico, vuelva a encender el ventilador durante 1-2 minutos más e inténtelo de nuevo hasta que logre la respiración espontánea.
NOTA: El tiempo de recuperación es variable según el procedimiento y las características del animal, pero puede oscilar entre 15 min y 1 h. - Una vez que el animal esté respirando cómodamente (frecuencia respiratoria de 15-30 respiraciones/min, dióxido de carbono al final de la espiración inferior a 60, SpO2 superior al 95%), desconecte el oxígeno, dejando otro control conectado.
- Extirpar los sitios temporales de acceso vascular y aplicar presión para prevenir la formación de hematomas. Si el animal permanece estable y continúa oxigenándose bien durante los siguientes 5 min, puede ser transportado a su área de recuperación.
- Después de tres degluciones espontáneas consecutivas, desinfle el manguito del tubo endotraqueal y retire suavemente el tubo.
- Vigile al animal durante al menos otros 5 minutos para asegurarse de que continúa oxigenándose adecuadamente y no experimenta ninguna dificultad respiratoria. El oxígeno de flujo se utilizará según sea necesario si un animal se desatura después de la extubación.
Representative Results
Toracotomía e inyección de células epicárdicas
De los 29 animales que se sometieron a toracotomía e inyección epicárdica, 26 sobrevivieron. El análisis histológico confirmó el injerto de células humanas administradas por este método en todos los animales supervivientes (Figura 1E). Un animal experimentó arritmias fatales durante la inyección de células y no pudo ser reanimado. Otro experimentó actividad eléctrica sin pulso durante el cierre y la aplicación prolongada de presión positiva a las vías respiratorias y no pudo recuperarse. Un tercer animal vomitó y sufrió un paro respiratorio tras la extubación. Este animal no pudo ser reanimado.
Dos animales experimentaron complicaciones importantes, pero pudieron recuperarse. Un animal desarrolló fibrilación ventricular durante la inyección intramiocárdica y pudo ser reanimado con paletas de desfibrilación interna y masaje cardíaco. El segundo animal vomitó tras la extubación y tuvo un breve paro respiratorio, pero pudo ser reintubado rápidamente y se recuperó bien. Todos estos eventos ocurrieron durante los primeros experimentos, con una reducción de los eventos adversos a medida que aumentaba la experiencia del equipo con el protocolo (Tabla 1).
Implante de minibomba osmótica de la vena yugular
No se informó de mortalidad ni de complicaciones mayores con el implante de minibomba osmótica yugular. La mayoría de los siete animales experimentaron una leve hinchazón en el sitio quirúrgico dentro de las primeras 24 h, que se resolvió sin intervención. El ELISA realizado en suero el día 3 después de la implantación de la bomba demostró la eficacia de la bomba, logrando una concentración sanguínea significativa del factor de crecimiento derivado de plaquetas-AB humano (PDGF-AB) en comparación con los controles7 (Figura 2E).
Inyección transendocárdica percutánea
Un total de 22 animales recibieron inyecciones endocárdicas. De estas inyecciones, 17 se consideraron "exitosas", determinadas por la fluorescencia o la tinción de tinta observadas en el tejido diana en la autopsia (Figura 3B). No hubo mortalidades asociadas con este procedimiento. Un animal desarrolló un derrame pericárdico de pequeño volumen debido a la perforación del ventrículo derecho. Esto fue autolimitado y no resultó en compromiso cardiovascular. Este mismo animal murió; sin embargo, esto se debió a un procedimiento adicional no relacionado después de la inyección intramiocárdica.
Figura 1: La inyección transepicárdica de cardiomiocitos permite la visualización cardíaca directa y logra una alta proporción de células viables entregadas al miocardio. (A) El ápice cardíaco se expone a través de un cabestrillo de gasa humedecido guiado debajo de la base del corazón. (B) Un catéter de mapeo epicárdico delinea las zonas de cicatrices y bordes y anota los sitios de inyección. (C) Se utiliza una aguja de 31 G para inyectar células por vía transepicárdica en el miocardio. (D) Mapa de voltaje epicárdico con anotación en el lugar de la inyección. Morado: voltaje normal, miocardio sano; Rojo: voltaje anormal, miocardio enfermo; Puntos grises: sitios de inyección. Después del sacrificio, el corazón se recoge y se fija en formol para su evaluación histológica posterior. En (E), las células humanas injertadas se detectan mediante inmunotinción para el anticuerpo antinuclear humano, Ku80, y un anticuerpo anti-GFP. Barra de escala = 200 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: La inserción de la minibomba en la vena yugular proporciona un método seguro y confiable de administración de PDGF durante un período de 7 días . (A) Se expone la vena yugular derecha y se elimina el tejido blando del vaso. (B) Los lazos vasculares ocluyen el vaso mientras se usa una aguja de 14 G para hacer una punción, a través de la cual se enhebra el tubo de la minibomba. (C) El tubo de la minibomba se introduce en la vena y el cuerpo de la minibomba se fija al tejido blando adyacente. (D) El cuerpo de la minibomba y el tubo antes de la implantación. (E) La concentración sérica de la proteína recombinante administrada a través de la minibomba y el PDGF-AB se midió utilizando ELISA de cada animal el día 3 después de la implantación. Se demostró que los animales que recibieron PDGF-AB tenían una concentración sanguínea significativamente mayor de PDGF-AB que los animales control, lo que confirma la eficacia del método de administración de minibombas osmóticas. **denota una diferencia estadísticamente significativa entre los grupos (p = 0,005, prueba U de Mann-Whitney) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: La inyección intramiocárdica transendocárdica permite un método de administración terapéutica mínimamente invasivo. (A) Una imagen fluoroscópica oblicua anterior derecha que muestra el catéter de inyección (flecha blanca) administrando material de contraste (flecha amarilla) en el miocardio. La inyección de material de contraste precede y sigue a la inyección terapéutica para que se pueda confirmar la colocación de la aguja dentro del miocardio. (B) El vector inyectado expresaba proteína verde fluorescente (GFP) para que el material inyectado emitiera fluorescencia tras la recolección de tejido, confirmando así el éxito de la inyección. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Inyección transepicárdica (n = 29) | Inyección transendocárdica (n = 22) | Minibomba osmótica (n = 7) | |
| Mortalidad | 3 | 0 | 0 |
| Vómitos postoperatorios y paro respiratorio | 1 | 0 | 0 |
| Fibrilación ventricular durante la inyección | 1 | 0 | 0 |
| Actividad eléctrica sin pulso durante el cierre del tórax | 1 | 0 | 0 |
| Morbilidad | 0 | 1 | 0 |
| Neumotórax | 0 | 0 | 0 |
| Derrame pleural | 0 | 0 | 0 |
| Perforación de la cavidad cardíaca | 0 | 1 | 0 |
| Hemorragia | 0 | 0 | 0 |
Tabla 1: Lista de complicaciones.
Discussion
Inyección intramiocárdica transepicárdica
Este procedimiento tiene el beneficio de la visualización cardíaca directa y se ha demostrado que proporciona una mayor retención local de la terapéutica que los métodos de administración sistémica 9,10,14. Sin embargo, las toracotomías son invasivas, requieren una habilidad técnica considerable y presentan un mayor riesgo de morbilidad y mortalidad que otros métodos discutidos10,15. El conocimiento de las etapas críticas y precarias del procedimiento puede ayudar en la mediación de este mayor riesgo.
Se debe tener mucho cuidado al manipular el corazón para exponer el ápice cardíaco debido al alto riesgo de arritmia y compromiso hemodinámico asociado. La monitorización invasiva continua de la presión arterial y la electrocardiografía permiten una rápida identificación de la hipotensión o las arritmias inestables, lo que facilita la intervención y la corrección rápidas. La hipotensión transitoria generalmente se puede tratar con bolos de metaraminol. La hipotensión sostenida puede ser temporizada mediante la reducción del anestésico inhalante (monitorización cuidadosa de la profundidad anestésica) y el inicio de una infusión vasopresora, al tiempo que se determina la causa de la hemodinámica alterada. Las arritmias inestables, como la taquicardia ventricular o la fibrilación ventricular, se pueden tratar mediante cardioversión eléctrica con o sin antiarrítmicos intravenosos.
Igualmente importante para la supervivencia de los animales es la eliminación exitosa del gas libre de la cavidad pleural antes de cerrar el tórax. De lo contrario, puede culminar en el desarrollo de un neumotórax, lo que deja al animal en gran riesgo de compromiso respiratorio y muerte una vez desconectado del ventilador mecánico en el momento de la recuperación. La presión positiva en las vías respiratorias debe mantenerse durante al menos 30 s hasta que ya no se observe burbujeo. El tubo de silicona se retira rápidamente al cesar el burbujeo y el tórax se cierra rápidamente. También es posible colocar quirúrgicamente un tubo de toracostomía en el cierre, lo que permite la eliminación manual del aire y del líquido inflamatorio durante las siguientes 24-72 h. Esto, sin embargo, es difícil de mantener limpio e intacto, especialmente si los animales se alojan juntos. El daño o la contaminación de la sonda pueden provocar piotórax, neumotórax o sepsis. En nuestra experiencia, no es necesario insertar un drenaje torácico temporal si el gas libre se elimina adecuadamente antes del cierre del tórax.
Inyección intramiocárdica transendocárdica percutánea
Este método de administración terapéutica tiene la ventaja de permitir la administración local de tejido con menor riesgo debido a su naturaleza menos invasiva en comparación con un abordaje quirúrgico10,14. Esta técnica ya se utiliza en estudios con animales grandes, con fluoroscopia y mapeo electromecánico como guía en ausencia de visualización directa10,16,17.
Dado que el corazón no está bajo visión directa, es prudente que el procedimental utilice vistas fluoroscópicas ortogonales al seleccionar el lugar de la inyección. Además, la inyección de contraste de yodo diluido antes y la administración de la terapéutica es extremadamente valiosa para confirmar el contacto miocárdico. El contacto adecuado puede confirmarse mediante la observación de un "rubor miocárdico" característico, que puede ser uno de los únicos marcadores del éxito de la inyección antes de la extracción de tejidos. Debido al riesgo de perforación de la cámara, también se recomienda que el espesor de la pared miocárdica en el lugar de inyección seleccionado sea superior a 9 mm14,16.
Minibomba osmótica venosa yugular
La minibomba osmótica es un dispositivo popular comúnmente empleado en estudios con animales pequeños. Ha habido un creciente interés en el uso de este dispositivo en modelos animales grandes 7,18,19, dada su ventaja única de administrar un agente terapéutico a una velocidad constante durante un período de tiempo determinado. Una posible limitación de este método es la incapacidad de alterar o detener las tasas de infusión del fármaco sin reemplazar o quitar la bomba. Esto se debe considerar antes de probar la terapia de esta manera.
Este estudio demostró que este método podía realizarse con una alta tasa de éxito en cerdos, con baja morbimortalidad. Debe tenerse en cuenta que muchas estructuras vitales están adyacentes al sitio quirúrgico, incluidos los ganglios linfáticos, el timo y la arteria carótida. Se recomienda encarecidamente la adherencia al método y la consulta de textos anatómicos20 para evitar daños inadvertidos en cualquiera de estas estructuras. La complicación más preocupante de este método es el shock hemorrágico debido a una lesión inadvertida en la vena yugular o en una estructura circundante. Por lo tanto, es fundamental que el tejido blando que rodea la vena yugular se extirpe cuidadosamente. Si no se completa correctamente este paso, puede resultar difícil colocar el tubo de la minibomba o controlar el sangrado involuntario.
En este artículo se han descrito tres métodos para la administración de terapias cardioactivas. A pesar del éxito reportado de cada técnica, existen limitaciones inherentes a ser consideradas. Los procedimientos invasivos (inyección transepicárdica) permiten aumentar la precisión de la administración terapéutica; sin embargo, conllevan un mayor riesgo de complicaciones potencialmente mortales. Además, el parto invasivo requiere un mayor requerimiento de habilidades técnicas para minimizar el riesgo de complicaciones. De manera similar, la inyección transendocárdica guiada por fluoroscopia requiere un grado de habilidad técnica para el cateterismo y la manipulación del hardware. Si este método se realiza incorrectamente, es posible que la inyección falle y se produzcan complicaciones fatales.
Los métodos de inyección directa descritos permiten la administración única de un fármaco en el tejido diana. La minibomba osmótica venosa yugular permite la administración sistémica de un tratamiento durante un período de 7 días. Comparativamente, este método es más simple y se asocia con menos riesgo, sin embargo, se basa en una terapéutica sistémica que encuentra su camino hacia el miocardio. Además, una vez que la bomba está colocada, es imposible interrumpir la administración o alterar la tasa de dosis sin volver a anestesiar al animal y retirar la bomba.
Todos los métodos descritos en este artículo se realizaron en animales el día o 2 semanas después del infarto de miocardio. Por lo tanto, este trabajo no puede reportar el éxito de dichos métodos en animales sanos o sometidos a una patología cardíaca alternativa. Por último, la farmacología y la biotecnología de cualquier agente previsto deben considerarse cuidadosamente, ya que esto estará inherentemente relacionado con la eficacia de la vía de administración elegida. Una discusión detallada de esto está más allá del alcance de este manuscrito.
Las descripciones exhaustivas de los métodos preclínicos benefician al bienestar animal y a la comunidad científica en general. La mejora resultante de la reproducibilidad de los procedimientos y resultados conduce a menos complicaciones de salud animal, a una reducción del número de animales necesarios para producir resultados significativos y a una mayor confianza en los resultados experimentales21,22. En este artículo se describen tres métodos de administración de nuevas terapias para el tratamiento del infarto de miocardio en un modelo porcino. Al detallar las técnicas utilizadas y articular los beneficios y riesgos de cada una, se anticipa que los investigadores podrán crear cómodamente modelos preclínicos consistentes y confiables que se adapten a sus objetivos de investigación.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por subvenciones del Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica APP1194139/APP1126276 (JC), la Fundación Nacional de Células Madre de Australia y la Oficina de Salud e Investigación Médica (JC) del Gobierno de Nueva Gales del Sur. DS contó con el apoyo del Real Colegio de Médicos de Australasia, el Instituto de Patología Clínica e Investigación Médica y el Programa de Capacitación en Investigación del Gobierno de Australia. TD contó con el apoyo del Instituto de Patología Clínica e Investigación Médica, Penfolds Family Scholarship, el Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica (APP2002783) y la Fundación Nacional del Corazón de Australia (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
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