Summary
Il presente protocollo descrive un modello murino di ablazione dell'innervazione adrenergica mediante l'identificazione e la resezione del ganglio cervicale superiore.
Abstract
Prove crescenti suggeriscono che il sistema nervoso simpatico svolge un ruolo importante nella progressione del cancro. L'innervazione adrenergica regola la secrezione delle ghiandole salivari, il ritmo circadiano, la degenerazione maculare, la funzione immunitaria e la fisiologia cardiaca. La simpaticectomia chirurgica murina è un metodo per studiare gli effetti dell'innervazione adrenergica consentendo l'ablazione adrenergica completa e unilaterale, evitando la necessità di ripetuti interventi farmacologici e gli effetti collaterali associati. Tuttavia, la simpaticectomia chirurgica nei topi è tecnicamente impegnativa a causa delle piccole dimensioni del ganglio cervicale superiore. Questo studio descrive una tecnica chirurgica per identificare e resecare in modo affidabile il ganglio cervicale superiore per ablare il sistema nervoso simpatico. L'identificazione e la rimozione del ganglio sono convalidate mediante l'imaging dei gangli simpatici fluorescenti utilizzando un topo transgenico, l'identificazione della sindrome di Horner post-resezione, la colorazione per i marcatori adrenergici nei gangli resecati e l'osservazione di una diminuzione dell'immunofluorescenza adrenergica negli organi bersaglio dopo simpaticectomia. Questo modello consente studi futuri sulla progressione del cancro e su altri processi fisiologici regolati dal sistema nervoso simpatico.
Introduction
Diversi studi hanno riportato che i nervi nel microambiente tumorale svolgono un ruolo attivo nel sostenere la progressione del tumore. È stato dimostrato che l'ablazione dei nervi simpatici adrenergici compromette lo sviluppo e la diffusione del tumore nel cancro alla prostata e allo stomaco in vivo 1,2,3, mentre il blocco farmacologico dei recettori adrenergici inibisce la crescita tumorale nel cancro della testa e del collo4. Il coinvolgimento neurale simpatico è stato descritto anche nella progressione del carcinoma pancreatico, cervicale e basocellulare 5,6,7.
All'interno del sistema nervoso simpatico, il ganglio cervicale superiore (SCG) è l'unico ganglio del tronco simpatico che innerva la testa. L'SCG regola varie funzioni fisiologiche, come la secrezione salivare e il ritmo circadiano, e innerva direttamente i linfonodi cervicali 8,9,10. L'SCG è stato anche implicato in processi patologici come la degenerazione maculare11 e la progressione della dissezione aortica12. Inoltre, è stato riportato che la resezione dell'SCG aggrava il danno renale acuto indotto dalla riperfusione da ischemia13 e altera anche il microbiota intestinale nei ratti14.
L'ablazione completa dell'SCG in un modello murino rappresenterebbe una preziosa tecnica sperimentale per consentire la ricerca sul cancro e sul sistema nervoso autonomo. Mentre molti studi hanno utilizzato il blocco farmacologico del recettore adrenergico come ablazione adrenergica 15,16,17,18,19,20, la resezione chirurgica consente l'ablazione adrenergica completa e unilaterale evitando la necessità di ripetuti interventi farmacologici e gli effetti collaterali associati 21,22,23.
La resezione chirurgica dell'SCG è stata descritta nei ratti24 e la maggior parte dei rapporti che studiano l'effetto della ganglionectomia cervicale superiore (SCGx) hanno impiegato il modello di ratto. Rispetto al modello di ratto, SCGx è tecnicamente più impegnativo nei topi a causa delle piccole dimensioni dell'SCG. Tuttavia, i topi sono relativamente più facili da maneggiare, più convenienti e più suscettibili di manipolazione genetica. Garcia et al. sono stati tra i primi a riportare SCGx nei topi ed è stato riscontrato che influisce sul rilascio di insulina25. Più recentemente, Ziegler et al. hanno descritto SCGx nei topi sulla base della tecnica pubblicata descritta per i ratti24,26. Questo e altri articoli descrivono un metodo in cui l'arteria carotide comune (CCA) viene prima identificata e sezionata e l'SCG viene successivamente rimosso dalla biforcazione del CCA21,22,27,28. In questo articolo, viene descritta una tecnica meno invasiva e più sicura nei topi che evita la dissezione del CCA, riducendo così al minimo la complicanza più grave di questa procedura: il sanguinamento da una lesione al CCA.
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Protocol
Le procedure sugli animali qui descritte sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali presso il Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Qui sono stati utilizzati topi NSG maschi e femmine di otto settimane. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali). Gli strumenti vengono sterilizzati, la superficie di lavoro chirurgica viene disinfettata, la superficie cutanea dell'animale viene disinfettata e il chirurgo indossa guanti sterili durante tutta la procedura.
1. Preparazione dei topi e setup preoperatorio
- Il giorno prima dell'intervento, anestetizzare il topo con isoflurano al 2% in una camera di induzione (3,75 pollici di larghezza x 9 di profondità x 3,75 di altezza, vedere la tabella dei materiali).
NOTA: Un piano chirurgico di anestesia viene solitamente raggiunto in 3-5 minuti, a seconda del singolo animale. Valutare l'adeguatezza dell'anestesia pizzicando le dita dei piedi e aumentare la percentuale di isoflurano in modo appropriato.- Radere l'aspetto ventrale del collo o utilizzare un agente chimico per la depilazione secondo le istruzioni del produttore (vedere la tabella dei materiali).
- Il giorno dell'intervento, anestetizzare il topo con isoflurano al 2% in una camera di induzione. Valutare l'adeguatezza dell'anestesia pizzicando le dita dei piedi e aumentare la percentuale di isoflurano in modo appropriato.
- Somministrare 2 mg/kg di meloxicam per via sottocutanea per l'analgesia sistemica preventiva. Applicare un unguento oftalmico topico (vedere la tabella dei materiali) per prevenire lesioni oculari e secchezza sotto anestesia.
- Posizionare il topo sotto un microscopio da dissezione sul lato dorsale e fornire supporto termico. Mantenere l'anestesia inalatoria con isoflurano al 2%-2,5% utilizzando un vaporizzatore di precisione e un cono nasale. Fissare delicatamente entrambi gli arti anteriori con del nastro adesivo ipoallergenico (vedi Tabella dei materiali).
- Pulisci l'aspetto ventrale rasato del collo con iodio povidone, quindi pulisci con alcol al 70%. Ripeti questo processo altre due volte. Assicurarsi che il sito chirurgico sia libero da peli sciolti.
NOTA: È possibile utilizzare anche un paio di pinze curve corte. Assicurarsi di utilizzare un paio di pinze fini o oftalmiche per lavorare adeguatamente in questo spazio ristretto. È possibile includere un'ulteriore configurazione pre-operatoria secondo le linee guida istituzionali.
2. Dissezione
- Praticare un'incisione cutanea di 1,5 cm sulla parte ventrale del collo utilizzando piccole forbici da circa 2 mm sotto il mento a 2 mm sopra la tacca sternale.
- Ritrarre lateralmente i bordi della pelle con una pinza per esporre la fascia sottostante e le ghiandole salivari sottomandibolari. Separare la pelle dalla fascia sottostante inserendo delle forbici appuntite sotto la pelle su ciascun lato e allargandole. Tirare verso il basso le ghiandole sottomandibolari caudalmente con una pinza per rivelare i muscoli sottostanti.
- Localizzare la giunzione della ventre posteriore del muscolo digastrico e del muscolo omoioideo (Figura 1A, cerchio nero). La vena giugulare anteriore è vista correre longitudinalmente e lateralmente al muscolo omoioideo.
NOTA: Il muscolo omoioideo copre la trachea longitudinalmente, mentre il muscolo digastrico si trova trasversalmente all'aspetto cranico della trachea (Figura 1C).- Inserire la punta della pinza angolata a 45° in questa giunzione, lateralmente alla vena giugulare anteriore, per perforare e allargare un'apertura nella fascia cervicale profonda sovrastante.
- Tenere aperta questa finestra creata nel passaggio 2.3.1 con la pinza angolata a 45°. Espandi questa apertura eseguendo manovre di allargamento con un paio di pinze curve nell'altra mano.
3. Identificazione e resezione del ganglio
- Localizzare il ganglio cervicale superiore (SCG) sulla parete laterale dello spazio rivelato. Si presenta come un tessuto rotondo e perlaceo.
NOTA: Se l'SCG non viene identificato, i tessuti in questo spazio devono essere esaminati più lateralmente e superiormente. L'SCG può essere facilmente confuso con il grasso, che è spesso presente in questa regione. Il grasso ha una leggera sfumatura gialla, mentre al contrario, l'SCG appare bianco perla. - Mantenendo l'apertura con la pinza con l'altra mano, afferrare delicatamente l'SCG con una pinza ed estrarlo dall'apertura per renderlo più visibile.
- Una volta che l'SCG è in vista, afferrare la base laterale dell'SCG, dove è ancora attaccato ai tessuti circostanti. Con l'altra mano, ritrarre lentamente e delicatamente l'SCG in direzione ventrale e caudale.
- Ritrarre l'SCG più volte per avulsare gradualmente il ganglio a poco a poco. Mantieni intatto il ganglio durante questa manovra per assicurarti che non rimangano residui di gangli.
NOTA: Tirare delicatamente il ganglion, poiché durante questa fase potrebbe verificarsi un'emorragia. Se si verifica un sanguinamento minore, utilizzare cellulosa rigenerata ossidata o una piccola striscia di garza sterile per mantenere la pressione sull'apertura per 30 secondi a 1 minuto. Quindi, sollevare lentamente la garza e rivalutare. Ripetere il processo di mantenimento della pressione sull'apertura, se necessario, fino a quando l'emorragia non si è fermata.
- Ritrarre l'SCG più volte per avulsare gradualmente il ganglio a poco a poco. Mantieni intatto il ganglio durante questa manovra per assicurarti che non rimangano residui di gangli.
- Rilascia lentamente l'altra pinza che tiene la base del ganglio. Verificare la presenza di sanguinamento cercando il ristagno di sangue.
NOTA: Una leggera trasudazione in questo momento è normale. Monitorare e assicurarsi che non vi siano sanguinamenti persistenti o significativi prima di chiudere e terminare la procedura. In tal caso, mantenere la pressione sull'apertura, come descritto al punto 3.3.1. - Riportare le ghiandole salivari nelle loro normali posizioni anatomiche. Approssimare e chiudere la pelle utilizzando semplici suture di nylon 5-0 interrotte (vedi Tabella dei materiali).
- Metti il topo in una gabbia pulita da solo per consentire il pieno recupero dall'anestesia.
NOTA: Potrebbero essere necessari 5-15 minuti prima che il topo si risvegli completamente dall'anestesia. Non lasciare il topo incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere il decubito sternale. Non mettere il topo in una gabbia con altri topi fino a quando non si è completamente ripreso. Valutare il topo per il recupero post-chirurgico almeno una volta ogni 24 ore per 72 ore.
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Representative Results
Questo protocollo descrive la rimozione chirurgica dell'SCG in un modello murino. La Figura 2 illustra i punti di riferimento anatomici, tra cui il CCA, la vena giugulare anteriore e l'SCG. Con la dissezione (Figura 2A), la vena giugulare anteriore destra può essere vista scorrere lungo il bordo laterale della trachea. Poiché si trova più in profondità della vena giugulare anteriore, il CCA sinistro e la sua biforcazione nell'arteria carotide interna (ICA) e nell'arteria carotide esterna (ECA) sono solo debolmente visibili lateralmente alla vena. Quando si esamina questo aspetto in NSG. Topo transgenico B6-P0TdTomato (un topo P0-Cre TdTomato in cui le cellule di Schwann sono rosso fluorescente, lavoro non pubblicato) con neuroni fluorescenti rossi al microscopio fluorescente, il nervo vago fluorescente può essere visto scorrere lateralmente verso il CCA e l'SCG fluorescente può essere visto alla biforcazione del CCA, lateralmente alla vena giugulare anteriore (Figura 2B).
Dopo la resezione dell'SCG in un topo normale e in un topo transgenico, il tessuto resecato è stato confermato dalla sua fluorescenza rossa rispetto al controllo SCG non fluorescente (Figura 3A) e dalla colorazione immunofluorescente per la tirosina idrossilasi (TH), un marcatore per i nervi adrenergici 13,29 (Figura 3B).
Se la procedura viene eseguita correttamente, il topo sviluppa la sindrome di Horner omolaterale subito dopo l'intervento chirurgico dopo aver ripreso conoscenza24. È stata osservata la ptosi, l'abbassamento della palpebra, che è un segno della sindrome di Horner (Figura 4B).
La ghiandola salivare sottomandibolare è uno dei tessuti innervati dall'SCG. Per convalidare il successo di SCGx, è stata eseguita una colorazione a immunofluorescenza per TH sulla ghiandola salivare sottomandibolare destra dopo SCGx destra e ha confermato il successo dell'ablazione della segnalazione adrenergica con colorazione del nervo TH assente (lato destro della linea tratteggiata, Figura 5A). Al contrario, la ghiandola sottomandibolare di controllo sinistra (senza SCGx) ha mantenuto il suo input adrenergico e la colorazione intatta del nervo TH (lato sinistro della linea tratteggiata, Figura 5A). Questi risultati sono stati confermati dalla quantificazione (Figura 5B). La quantificazione ELISA della noradrenalina 13,30,31 in questi tessuti ha ulteriormente confermato una significativa riduzione dell'espressione della noradrenalina nella ghiandola sottomandibolare sul lato di SCGx in contrasto con il lato di controllo della chirurgia fittizia (Figura 6). La quantificazione per entrambi è stata analizzata da un test t di Student non accoppiato e a due code.
Figura 1: La vena giugulare anteriore sinistra funge da punto di riferimento anatomico. (A) La vena giugulare anteriore sinistra (freccia blu) può essere vista scorrere longitudinalmente e lungo il bordo laterale del muscolo omoioideo. Quando si perfora la fascia cervicale profonda tra l'angolo della pancia posteriore dei muscoli digastrico e omoioideo, il piercing deve essere anche laterale alla vena giugulare anteriore (cerchio nero). (B) Quando la fascia cervicale profonda è leggermente allungata, si possono vedere anche il nervo vago (freccia bianca) e l'arteria carotide comune con la sua biforcazione (freccia rossa). (C) Illustrazione stilizzata di (B). Barra della scala = 100 μm. Abbreviazione: M = muscolo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: L'SCG e la sua relazione con i punti di riferimento anatomici in un topo transgenico con neuroni fluorescenti. (A) Dissezione in un topo transgenico con neuroni fluorescenti rossi, che illustra l'arteria carotide comune destra (freccia rossa che indica la sua biforcazione) e la vena giugulare anteriore. L'arteria carotide comune si biforca nell'arteria carotide esterna (ECA) e nell'arteria carotide interna (ICA). La freccia gialla indica il nervo vago che corre lateralmente all'arteria carotide comune. La distanza tra l'arteria carotide comune e il nervo vago appare più ampia in questo caso, poiché la testa del topo viene girata per catturare tutte le strutture in questa immagine. (B) La stessa dissezione esaminata con l'imaging fluorescente. Il nervo vago (freccia gialla) ha fluorescenza rossa ed è di nuovo visto correre lateralmente all'arteria carotide comune (freccia rossa che indica la sua biforcazione). L'SCG fluorescente si trova in corrispondenza della biforcazione dell'arteria carotide (punta di freccia gialla). La vena giugulare anteriore (freccia blu) corre medialmente all'arteria carotide comune. La profonda fascia cervicale sovrastante queste strutture può essere vista con il suo riflesso scintillante. Barra della scala = 1 mm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Immagini microscopiche del ganglio resecato . (A) Gangli cervicali superiori resecati al microscopio a fluorescenza. A sinistra mostra l'SCG resecato da un topo normale, che funge da controllo non fluorescente. A destra mostra un SCG fluorescente resecato da un topo transgenico con neuroni fluorescenti rossi. Barra della scala = 500 μm. (B) Colorazione immunofluorescente per la tirosina idrossilasi (TH), un marcatore per i nervi adrenergici, nel ganglio fluorescente rosso resecato (P0). Barra della scala = 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Sviluppo della sindrome di Horner dopo SCGx. (A) Un topo normale prima di SCGx. (B) Lo sviluppo di ptosi (freccia nera), l'abbassamento della palpebra, a seguito di SCGx omolaterale, che è un segno della sindrome di Horner. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Immunofluorescenza e corrispondente colorazione H&E per il marcatore adrenergico nel tessuto bersaglio dopo SCGx rispetto alla chirurgia fittizia. (A) A sinistra, colorazione a immunofluorescenza per la tirosina idrossilasi (TH) nella ghiandola salivare sottomandibolare dopo SCGx o chirurgia fittizia. A destra, la corrispondente colorazione H&E dello stesso tessuto. Barra della scala = 200 μm. (B) Quantificazione della colorazione TH. I dati rappresentano la media ± SEM. Analisi statistica mediante test t di Student spaiato e a due code, p < 0,0001. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Quantificazione ELISA della noradrenalina nella ghiandola salivare dopo SCGx rispetto alla chirurgia fittizia. I dati rappresentano la media ± SEM. Analisi statistica mediante test t di Student spaiato e a due code, p < 0,0001. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Questo protocollo descrive un modello murino per l'ablazione chirurgica unilaterale dell'input SCG. Questa tecnica consente di studiare gli effetti dell'innervazione adrenergica in vari contesti. Inoltre, il ganglio simpatico resecato può anche essere coltivato in coltura matrigel 3D per esperimenti in vitro 30.
Gli studi che coinvolgono SCGx sono stati eseguiti principalmente nei ratti, poiché la loro anatomia più ampia consente una più facile visualizzazione e dissezione anatomica. Mentre la SCGx nei topi è stata descritta in precedenza da Ziegler et al.26 e brevemente riportata in altri studi21,22,27,28, la tecnica si è basata su quella utilizzata nei ratti, in cui il CCA viene esposto e sezionato prima della resezione dell'SCG. A differenza del modello di ratto, il CCA nei topi è più piccolo e più sottile, rendendo la dissezione più difficile e, quindi, più incline alla grave complicanza di sanguinamento maggiore dal CCA. Inoltre, l'esposizione del CCA richiede una manipolazione più estesa, tra cui lo spostamento del muscolo sternocleidomastoideo, nonché la dissezione e la rotazione laterale della ghiandola salivare26. Al contrario, il presente metodo utilizza la vena giugulare anteriore invece del CCA come punto di riferimento anatomico. Rispetto al CCA, la vena giugulare anteriore si trova più superficialmente e si estende ulteriormente a livello cranico (Figura 2A). Questo offre alcuni vantaggi. In primo luogo, questo punto di riferimento è più facilmente visibile senza la dissezione e lo spostamento della ghiandola salivare e del muscolo sternocleidomastoideo, rendendo l'intervento chirurgico meno invasivo; Questo protocollo, quindi, richiede solo che il salivare venga leggermente abbassato (passaggio 2.2). La dissezione minima riduce anche il tempo dell'intervento chirurgico e la durata dell'anestesia per l'animale. Inoltre, evitando un'estesa dissezione del CCA, si riducono al minimo le possibilità di lesioni al CCA, che possono portare a sanguinamenti gravi e fatali nei casi più gravi. La manipolazione del CCA è inevitabile, poiché l'SCG si trova alla biforcazione del CCA, ma avvicinandosi a questa regione posteromedialmente tramite un piercing vicino alla vena giugulare anteriore piuttosto che aprire la fascia direttamente sovrastante il CCA, questo protocollo riduce al minimo il contatto e, quindi, il rischio di lesioni a questa arteria principale.
Due sfide principali devono essere affrontate quando si esegue questo intervento chirurgico. Il primo è l'identificazione riuscita dell'SCG, soprattutto date le dimensioni molto ridotte dei punti di riferimento anatomici e del ganglio stesso nei modelli murini. L'attenta dissezione e identificazione dei punti di riferimento è, quindi, essenziale. Nella fase 2.3, è necessario inserire una pinza angolata per perforare la fascia cervicale profonda all'angolo della pancia posteriore dei muscoli digastrico e omoioideo. Durante questa fase, la vena giugulare anteriore è solitamente vista correre lungo il bordo laterale del muscolo omoioideo e deve essere mantenuta medialmente al punto di inserzione (Figura 1); questo è un punto di riferimento importante e aiuterà l'ingresso nello spazio corretto per trovare l'SCG. Se l'SCG non è visibile nella regione laterale di questo spazio, i tessuti devono essere esplorati più lateralmente e superiormente. Durante questa dissezione, la guaina carotide viene visualizzata lateralmente al campo visivo per evitare il sanguinamento dei tessuti circostanti e per aiutare a identificare l'SCG mediale a questa struttura.
La seconda grande sfida per questa procedura è la gestione del rischio di sanguinamento. Ci sono più strutture vascolari critiche adiacenti all'SCG, tra cui il CCA, l'arteria carotide esterna e la vena giugulare interna. Nella nostra esperienza, se si verifica un'emorragia, questa si verifica intraoperatoriamente piuttosto che dopo l'intervento. Il sanguinamento potrebbe verificarsi durante la fase di sbloccaggio della pinza nella fase 3.4. È più probabile che si verifichino lesioni ai vasi quando si cerca di staccare e avulsare delicatamente il ganglio dai vasi e dai tessuti circostanti. Il sanguinamento attivo potrebbe non essere visto immediatamente perché un paio di pinze sono bloccate vicino ai vasi in quella regione. Pertanto, il sanguinamento può essere identificato una volta che la pinza viene rilasciata ed è importante ispezionare attentamente l'area dopo che il ganglio è stato rimosso. Nel raro caso di dissanguamento dovuto a una lacerazione in un vaso principale, mantenere la pressione sull'area è inutile a causa del rapido tasso di sanguinamento. In questa situazione, l'intervento chirurgico deve essere interrotto e il topo deve essere soppresso.
Date le sfide dell'identificazione dell'SCG e le possibili complicanze emorragiche, si raccomanda di praticare prima la dissezione e la rimozione dell'SCG su topi cadaverici per acquisire familiarità con l'anatomia prima di eseguire l'intervento chirurgico di sopravvivenza sperimentale.
Questo metodo può anche essere influenzato dalla manualità del chirurgo. La procedura è più facile da eseguire sullo stesso lato della mano dominante del chirurgo. Ad esempio, quando si esegue SCGx sul lato destro del topo, la mano sinistra del chirurgo verrebbe utilizzata per afferrare la base del ganglio e la mano destra verrebbe utilizzata per staccare il ganglio, il che significa che l'intervento chirurgico richiederebbe più finezza con la mano destra. Se deve essere eseguita una SCGx bilaterale, potrebbe essere più dispendiosa in termini di tempo e richiedere una maggiore formazione per eseguire sul lato non dominante del chirurgo.
Questa tecnica chirurgica di SCGx in un modello murino consente futuri studi sperimentali che esaminano gli effetti del sistema nervoso simpatico sia in ambito oncologico che fisiologico. Il modello murino presenta molteplici vantaggi rispetto ad altri modelli in vivo , tra cui il basso costo, la facilità di gestione e l'adattabilità alla manipolazione genetica, consentendo così la creazione di modelli sperimentali più potenti.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Q. W. è stato sostenuto dal NIH T32CA009685. R. J. W. è stato sostenuto dal NIH R01CA219534. Le strutture principali del Memorial Sloan Kettering Cancer Center sono state supportate da NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
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