Summary
Den foreliggende protokollen beskriver en musemodell av ablasjon av adrenerg innervering ved å identifisere og resektere den overlegne cervikale ganglion.
Abstract
Økende bevis tyder på at det sympatiske nervesystemet spiller en viktig rolle i kreftprogresjon. Adrenerg innervering regulerer spyttkjertel sekresjon, sirkadisk rytme, makuladegenerasjon, immunfunksjon og hjertefysiologi. Murine kirurgisk sympatektomi er en metode for å studere effekten av adrenerg innervering ved å muliggjøre fullstendig, ensidig adrenerg ablasjon samtidig som man unngår behovet for gjentatt farmakologisk intervensjon og tilhørende bivirkninger. Imidlertid er kirurgisk sympatektomi hos mus teknisk utfordrende på grunn av den lille størrelsen på den overlegne cervikale ganglion. Denne studien beskriver en kirurgisk teknikk for pålitelig identifisering og resecting av overlegen cervikal ganglion for å ablate det sympatiske nervesystemet. Den vellykkede identifiseringen og fjerningen av ganglion valideres ved å avbilde de fluorescerende sympatiske gangliene ved hjelp av en transgen mus, identifisere postreseksjon Horners syndrom, farging for adrenerge markører i resekterte ganglier og observere redusert adrenerg immunfluorescens i målorganene etter sympatektomi. Denne modellen muliggjør fremtidige studier av kreftprogresjon samt andre fysiologiske prosesser regulert av det sympatiske nervesystemet.
Introduction
Flere studier har rapportert at nerver i tumormikromiljøet spiller en aktiv rolle i å støtte tumorprogresjon. Ablasjon av adrenerge sympatiske nerver har vist seg å svekke tumorutvikling og spredning i prostata- og magekreft in vivo 1,2,3, mens den farmakologiske blokaden av adrenerge reseptorer hemmer tumorvekst i hode- og nakkekreft4. Sympatisk nevral involvering er også beskrevet i progresjon av bukspyttkjertel, cervikalt og basalcellekarsinom 5,6,7.
Innenfor det sympatiske nervesystemet er overlegen cervikal ganglion (SCG) den eneste ganglion av den sympatiske stammen som innerverer hodet. SCG regulerer ulike fysiologiske funksjoner, som spyttsekresjon og døgnrytme, og innerverer direkte livmorhalsk lymfeknuter 8,9,10. SCG har også vært involvert i patologiske prosesser som makuladegenerasjon11 og progresjonen av aortadisseksjon12. I tillegg har reseksjon av SCG blitt rapportert å forverre iskemi reperfusjonsindusert akutt nyreskade13 og også endre tarmmikrobiota hos rotter14.
Den komplette ablasjonen av SCG i en musemodell vil representere en verdifull eksperimentell teknikk for å muliggjøre kreft og autonom nervesystemforskning. Mens mange studier har benyttet farmakologisk adrenerg reseptorblokade som en adrenerg ablasjon 15,16,17,18,19,20, tillater kirurgisk reseksjon fullstendig, ensidig adrenerg ablasjon samtidig som man unngår behovet for gjentatt farmakologisk intervensjon og tilhørende bivirkninger 21,22,23.
Kirurgisk reseksjon av SCG er beskrevet hos rotter24, og de fleste rapporter som studerer effekten av overlegen cervikal ganglionektomi (SCGx) har benyttet rottemodellen. Sammenlignet med rottemodellen er SCGx teknisk mer utfordrende hos mus på grunn av den lille størrelsen på SCG. Imidlertid er mus relativt lettere å håndtere, mer kostnadseffektive og mer mottagelige for genetisk manipulasjon. Garcia et al. var en av de første som rapporterte SCGx hos mus, og det ble funnet å påvirke insulinfrigivelse25. Mer nylig beskrev Ziegler et al. SCGx hos mus basert på den publiserte teknikken beskrevet for rotter24,26. Denne og andre artikler beskriver en metode der arteria carotis communis (CCA) først identifiseres og dissekeres, og SCG deretter fjernes fra bifurkasjonen av CCA21,22,27,28. I denne artikkelen er en mindre invasiv og sikrere teknikk beskrevet hos mus som unngår disseksjon av CCA, og dermed minimerer den mest alvorlige komplikasjonen av denne prosedyren - blødning fra en skade på CCA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyreprosedyrene beskrevet her ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee ved Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Åtte uker gamle mannlige og kvinnelige NSG-mus ble brukt her. Dyrene ble hentet fra en kommersiell kilde (se materialtabell). Instrumentene steriliseres, den kirurgiske arbeidsflaten desinfiseres, dyrets hudoverflate desinfiseres, og kirurgen bærer sterile hansker gjennom hele prosedyren.
1. Forberedelse av musene og preoperativt oppsett
- Dagen før operasjonen, bedøv musen med 2% isofluran i et induksjonskammer (3,75 i bredde x 9 i dybde x 3,75 i høyde, se materialfortegnelse).
MERK: Et kirurgisk anestesiplan oppnås vanligvis på 3-5 minutter, avhengig av det enkelte dyret. Vurder adekvat anestesi ved tåklemme, og øk isofluran prosentandel etter behov.- Barber det ventrale aspektet av nakken eller bruk et kjemisk hårfjerningsmiddel i henhold til produsentens instruksjoner (se materialfortegnelse).
- På operasjonsdagen, bedøv musen med 2% isofluran i et induksjonskammer. Vurder adekvat anestesi ved tåklemme, og øk isofluran prosentandel etter behov.
- Administrer 2 mg/kg meloksikam subkutant for forebyggende systemisk analgesi. Påfør aktuell oftalmisk salve (se materialfortegnelse) for å forhindre okulære skader og tørrhet under anestesi.
- Plasser musen under et dissekerende mikroskop på dorsalsiden og gi termisk støtte. Oppretthold inhalasjonsanestesi med 2% -2,5% isofluran ved hjelp av en presisjonsfordamper og nesekjegle. Fest forsiktig begge forbenene med hypoallergen tape (se materialfortegnelse).
- Rengjør det barberte, ventrale aspektet av nakken med povidon-jod, og tørk deretter med 70% alkohol. Gjenta denne prosessen to ganger til. Sørg for at operasjonsstedet er fritt for løst hår.
MERK: Et par korte buede tanger kan også brukes. Sørg for å bruke et par fine eller oftalmiske tang for å fungere tilstrekkelig i dette trange rommet. Ytterligere preoperativt oppsett kan inkluderes i henhold til institusjonelle retningslinjer.
2. Disseksjon
- Lag et 1,5 cm midtlinjet hudsnitt på det ventrale aspektet av nakken ved hjelp av liten saks fra ca. 2 mm under haken til 2 mm over sternalhakket.
- Trekk tilbake kantene på huden lateralt med tang for å eksponere de underliggende fascia og submandibulære spyttkjertler. Separer huden fra den underliggende fascia ved å sette spiss saks under huden på hver side og spre seg. Trekk ned de submandibulære kjertlene kaudalt med tang for å avsløre de underliggende musklene.
- Finn krysset mellom den bakre buken av digastrisk muskel og omohyoid muskel (figur 1A, svart sirkel). Vena jugularis anterior ses løpende i lengderetningen og lateralt for omohyoidmuskelen.
MERK: Den omohyoide muskelen dekker luftrøret i lengderetningen, mens den digastriske muskelen ligger tverrgående ved kranialdelen av luftrøret (figur 1C).- Sett spissen av 45° vinklet tang i dette krysset, lateralt til vena jugularis anterior, for å stikke hull og spre en åpning i den overliggende dype cervikale fascien.
- La dette vinduet som ble opprettet i trinn 2.3.1, åpne med de 45° vinklede tangene. Utvid denne åpningen bredere ved å utføre spredningsmanøvrer med et par buede tang i den andre hånden.
3. Identifisering og reseksjon av ganglion
- Finn den overlegne cervikale ganglion (SCG) på sideveggen av det avslørte rommet. Det ser ut som et rundt, perlevev.
MERK: Hvis SCG ikke er identifisert, må vevene i dette rommet undersøkes mer lateralt og overlegent. SCG kan lett forveksles med fett, som ofte er tilstede i denne regionen. Fett har et litt gult skjær, mens SCG derimot virker perlehvitt. - Mens du opprettholder åpningen med tang med den andre hånden, ta forsiktig tak i SCG med tang, og trekk den ut av åpningen for å bringe den bedre til syne.
- Når SCG er i sikte, ta tak i den laterale basen av SCG, der den fortsatt er festet til det omkringliggende vevet. Bruk den annen side, sakte og forsiktig trekke SCG i ventral og kaudal retning.
- Trekk SCG flere ganger for gradvis å avulse ganglion litt etter litt. Hold ganglion intakt under denne manøveren for å sikre at ingen gjenværende ganglionrester blir etterlatt.
MERK: Trekk ganglion forsiktig, da blødning kan oppstå i løpet av dette trinnet. Hvis det oppstår mindre blødninger, bruk oksidert regenerert cellulose eller en liten stripe sterilt gasbind for å holde trykket over åpningen i 30 s til 1 min. Løft deretter gasbindet sakte og revurdere. Gjenta prosessen med å holde trykket over åpningen etter behov til blødningen har stoppet.
- Trekk SCG flere ganger for gradvis å avulse ganglion litt etter litt. Hold ganglion intakt under denne manøveren for å sikre at ingen gjenværende ganglionrester blir etterlatt.
- Slipp sakte de andre tangene som holder bunnen av ganglion. Sjekk for blødning ved å se etter blodansamling.
MERK: Svak oser på dette tidspunktet er normalt. Overvåk og sørg for at det ikke er vedvarende eller signifikant blødning før du lukker og fullfører prosedyren. Hvis dette skjer, holder du trykket over åpningen, som beskrevet i trinn 3.3.1. - Flytt spyttkjertlene tilbake til sine normale anatomiske stillinger. Omtrentlig og lukk huden ved hjelp av enkle avbrutte 5-0 nylonsuturer (se materialtabell).
- Plasser musen i et rent bur av seg selv for å tillate full gjenoppretting fra anestesi.
MERK: Det kan ta 5-15 min for musen å våkne helt fra anestesien. Ikke la musen være uten tilsyn før den har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet til å opprettholde sternal recumbency. Ikke plasser musen i et bur med andre mus før den er fullstendig gjenopprettet. Vurder musen for postkirurgisk utvinning minst en gang hver 24. time i 72 timer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne protokollen beskriver kirurgisk fjerning av SCG i en musemodell. Figur 2 illustrerer de anatomiske landemerkene, inkludert CCA, vena jugularis anterior og SCG. Ved disseksjon (figur 2A) kan man se høyre vena jugularis anterior langs luftrørets laterale grense. Siden den ligger dypere enn vena jugularis anterior, ses venstre CCA og dens bifurkasjon i a. carotis interna (ICA) og arteria carotis external (ECA) svakt sideveis for venen. Ved undersøkelse av dette i NSG. B6-P0TdTomato transgen mus (en P0-Cre TdTomato-mus der Schwann-cellene er fluorescerende røde, upubliserte arbeider) med røde fluorescerende nevroner under et fluorescerende mikroskop, den fluorescerende vagusnerven kan sees som går lateralt til CCA, og fluorescerende SCG kan ses ved bifurkasjonen av CCA, lateralt til den fremre vena jugularis (figur 2B).
Etter reseksjon av SCG i en normal mus og en transgen mus ble resektert vev bekreftet av sin røde fluorescens sammenlignet med ikke-fluorescerende SCG-kontroll (figur 3A) og immunfluorescerende farging for tyrosinhydroksylase (TH), en markør for adrenerge nerver 13,29 (figur 3B).
Hvis inngrepet utføres korrekt, utvikler musen ipsilateralt Horners syndrom umiddelbart etter operasjonen etter å ha gjenvunnet full bevissthet24. Ptose, hengende øyelokk, ble observert, noe som er et tegn på Horners syndrom (figur 4B).
Den submandibulære spyttkjertelen er et av vevene som er innervert av SCG. For å validere vellykket SCGx ble immunfluorescensfarging for TH utført på høyre submandibulære spyttkjertel etter høyre SCGx og bekreftet vellykket ablasjon av adrenerg signalering med fraværende TH-nervefarging (høyre side av den stiplede linjen, figur 5A). I kontrast opprettholdt venstre kontroll submandibulær kjertel (ingen SCGx) sin adrenerge inngang og intakte TH-nervefarging (venstre side av den stiplede linjen, figur 5A). Disse funnene ble bekreftet ved kvantifisering (figur 5B). ELISA-kvantifisering av noradrenalin 13,30,31 i disse vevene bekreftet ytterligere en signifikant reduksjon i noradrenalinuttrykk i submandibulær kjertel på siden av SCGx, i motsetning til kontroll-sham kirurgi-siden (figur 6). Kvantifiseringen for begge ble analysert med en uparet, tosidig Student t-test.
Figur 1 Venstre vena jugularis anterior fungerer som et anatomisk landemerke. (A) Venstre vena jugularis anterior (blå pil) kan sees løpende i lengderetningen og langs sidekanten av omohyoidmuskelen. Når piercing den dype cervikale fascia mellom vinkelen på den bakre magen av digastrisk og omohyoid muskler, bør piercingen også være lateral til den fremre jugularvenen (svart sirkel). (B) Når den dype cervikale fascien er lett strukket, kan også vagusnerven (hvit pil) og arteria carotis communis med bifurkasjon (rød pil) sees. (C) Stilisert illustrasjon av (B). Skala bar = 100 μm. Forkortelse: M = muskel. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: SCG og dens forhold til anatomiske landemerker i en transgen mus med fluorescerende nevroner. (A) Disseksjon i transgen mus med røde fluorescerende nevroner, som illustrerer høyre arteria carotis communis (rød pil som peker mot bifurkaturen) og vena jugularis anterior. arteria carotis communis forgrener seg til arteria carotis external (ECA) og arteria carotis interna (ICA). Den gule pilen peker på vagusnerven som går sideveis til arteria carotis communis. Avstanden mellom arteria carotis communis og nervus vagus vises større her ved at musens hode vendes for å fange opp alle strukturene i dette bildet. (B) Den samme disseksjonen undersøkt med fluorescerende avbildning. Vagusnerven (gul pil) har rød fluorescens og ses igjen løpende sideveis til arteria carotis communis (rød pil som peker mot bifurkaturen). Den fluorescerende SCG ligger ved bifurkasjonen av halspulsåren (gul pilspiss). Vena jugularis anterior (blå pil) går medialt til arteria carotis communis. Den dype cervikale fascia som ligger over disse strukturene kan ses med sin glinsende refleksjon. Skala bar = 1 mm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Mikroskopiske bilder av resektert ganglion . (A) Resektert cervikale ganglier superior under fluorescerende mikroskopi. Venstre viser SCG resektert fra en vanlig mus, som fungerer som en ikke-fluorescerende kontroll. Høyre viser en fluorescerende SCG resektert fra en transgen mus med røde fluorescerende nevroner. Skalastang = 500 μm. (B) Immunfluorescerende farging for tyrosinhydroksylase (TH), en markør for adrenerge nerver, i det resekterte røde fluorescerende ganglion (P0). Skala bar = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Utvikling av Horners syndrom etter SCGx. (A) En normal mus før SCGx. (B) Utvikling av ptosis (svart pil), hengende øyelokk, etter ipsilateral SCGx, som er et tegn på Horners syndrom. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5 Immunfluorescens og korresponderende H&E-farging for adrenerg markør i målvevet etter SCGx versus narrekirurgi. (A) Venstre, immunfluorescensfarging for tyrosinhydroksylase (TH) i submandibulær spyttkjertel etter SCGx eller narreoperasjon. Høyre, den tilsvarende H&E-fargingen av samme vev. Skalastang = 200 μm. (B) Kvantifisering av TH-farging. Data representerer gjennomsnitt ± SEM. Statistisk analyse ved uparet, tosidig Student t-test, p < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6 ELISA-kvantifisering av noradrenalin i spyttkjertelen etter SCGx versus narrekirurgi. Data representerer gjennomsnittlig ± SEM. Statistisk analyse med uparet, tosidig Student t-test, p < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne protokollen beskriver en musemodell for kirurgisk ensidig ablasjon av SCG-inngang. Denne teknikken gjør det mulig å studere effekten av adrenerg innervering i ulike innstillinger. I tillegg kan det resekterte sympatiske ganglion også dyrkes i 3D matrigel kultur for in vitro eksperimenter30.
Studier som involverer SCGx har for det meste blitt utført på rotter, da deres større anatomi muliggjør enklere anatomisk visualisering og disseksjon. Mens SCGx hos mus har blitt beskrevet tidligere av Ziegler et al.26 og kort rapportert i andre studier21,22,27,28, var teknikken basert på den som ble brukt hos rotter, hvor CCA eksponeres og dissekeres før reseksjon av SCG. I motsetning til rottemodellen er CCA hos mus mindre og tynnere, noe som gjør disseksjonen vanskeligere og derfor mer utsatt for den alvorlige komplikasjonen av større blødninger fra CCA. I tillegg krever eksponeringen av CCA mer omfattende manipulasjon, inkludert forskyvning av sternokleidomastoidmuskelen, samt disseksjon og lateral rotasjon av spyttkjertelen26. I motsetning til dette bruker den nåværende metoden den fremre jugularvenen i stedet for CCA som det anatomiske landemerket. Sammenlignet med CCA er vena jugularis anterior lokalisert mer overfladisk og strekker seg videre kranialt (figur 2A). Dette gir noen fordeler. For det første er dette landemerket lettere sett uten disseksjon og forskyvning av spyttkjertelen og sternocleidomastoid-muskelen, noe som gjør operasjonen mindre invasiv; Denne protokollen krever derfor bare at spyttet trekkes litt ned (trinn 2.2). Den minimale disseksjonen forkorter også operasjonstiden og varigheten av anestesi for dyret. Videre, ved å unngå omfattende disseksjon av CCA, minimerer dette sjansene for å skade CCA, noe som kan føre til store og dødelige blødninger i alvorlige tilfeller. Manipulering av CCA er uunngåelig, da SCG ligger ved bifurkasjonen av CCA, men ved å nærme seg denne regionen posteromedialt via en piercing ved siden av den fremre jugularvenen i stedet for å åpne fascia direkte overliggende CCA, minimerer denne protokollen kontakten med og dermed risikoen for skade på denne hovedarterien.
To store utfordringer står overfor når du utfører denne operasjonen. Den første er vellykket identifisering av SCG, spesielt gitt den svært lille størrelsen på de anatomiske landemerkene og ganglion selv i musemodeller. Forsiktig disseksjon og identifisering av landemerkene er derfor avgjørende. I trinn 2.3 må vinklet tang settes inn for å stikke hull på den dype cervikale fascien i vinkelen til den bakre buken til de digastriske og omohyoide musklene. I dette trinnet ses vanligvis vena jugularis anterior løpende langs sidekanten av omohyoidmuskelen og bør holdes medialt til innstikkspunktet (figur 1); dette er et viktig landemerke og vil bidra til å komme inn i riktig plass for å finne SCG. Hvis SCG ikke ses i den laterale delen av dette rommet, må vevene utforskes mer lateralt og overlegent. Under denne disseksjonen visualiseres carotishylsen lateralt til synsfeltet for å unngå blødning i det omkringliggende vevet og for å bidra til å identifisere SCG-medialt til denne strukturen.
Den andre store utfordringen for denne prosedyren er å håndtere risikoen for blødning. Det er flere kritiske vaskulære strukturer ved siden av SCG, inkludert CCA, den eksterne halspulsåren og den indre jugularvenen. Vår erfaring er at ved blødning oppstår oppstår intraoperativt snarere enn postoperativt. Det kan oppstå blødning under trinnet med å løsne tangen i trinn 3.4. Skader på fartøyene er mest sannsynlig å oppstå når du prøver å skrelle og forsiktig avulse ganglion fra de omkringliggende karene og vevene. Aktiv blødning kan ikke sees umiddelbart fordi et par tang er klemt nær fartøyene i den regionen. Derfor kan blødning identifiseres når tangen slippes, og det er viktig å inspisere området nøye etter at ganglion er fjernet. I sjeldne tilfeller av ekssanguinering på grunn av en rift i et stort fartøy, er det nytteløst å holde trykket over området på grunn av den raske blødningshastigheten. I denne situasjonen må operasjonen avsluttes, og musen må avlives.
Gitt utfordringene med SCG-identifikasjon og mulige blødningskomplikasjoner, anbefales det å først praktisere SCG-disseksjon og fjerning på kadaveriske mus for å bli kjent med anatomien før du utfører eksperimentell overlevelseskirurgi.
Denne metoden kan også påvirkes av kirurgens handedness. Inngrepet er lettere å utføre på samme side som kirurgens dominerende hånd. For eksempel, når du utfører SCGx på høyre side av musen, vil kirurgens venstre hånd bli brukt til å gripe bunnen av ganglion, og høyre hånd vil bli brukt til å skrelle ut ganglion, noe som betyr at operasjonen vil kreve mer finesse med høyre hånd. Hvis bilateral SCGx skal utføres, kan det være mer tidkrevende og kreve mer trening for å utføre på kirurgens ikke-dominerende side.
Denne kirurgiske teknikken for SCGx i en murinmodell muliggjør fremtidige eksperimentelle studier som undersøker effekten av det sympatiske nervesystemet i både onkologiske og fysiologiske omgivelser. Musemodellen har flere fordeler i forhold til andre in vivo-modeller , inkludert lave kostnader, enkel håndtering og tilgjengelighet til genetisk manipulasjon, slik at kraftigere eksperimentelle modeller kan opprettes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Q. W. ble støttet av NIH T32CA009685. R. J. W. ble støttet av NIH R01CA219534. Memorial Sloan Kettering Cancer Center Core Facilities ble støttet av NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
References
- Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341 (6142), 1236361 (2013).
- Zhao, C. M., et al.
- Zahalka, A. H., et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science. 358 (6361), 321-326 (2017).
- Amit, M., et al. Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer. Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).
- Renz, B. W., et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).
- Lucido, C. T., et al. Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes. Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).
- Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).
- Maronde, E., Stehle, J. H. The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets. Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).
- Yamazaki, S., et al.
- Huang, J., et al. S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs. Scientific Reports. 3 (1), 1114 (2013).
- Dieguez, H. H., et al. Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice. Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643 (2020).
- Liu, H., et al. Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats. Life Sciences. 193, 200-206 (2018).
- Zhang, W., et al. The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats. Frontiers in Medicine. 9, 792000 (2022).
- Zhang, W., et al. Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats. American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).
- Wang, X., et al. β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control. Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).
- Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice. Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).
- Smith, B., Butler, M. The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse. The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).
- Sucharov, C. C., et al. β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease. Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).
- Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).
- Grisanti, L. A., et al. Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury. JCI Insight. 5 (9), 99485 (2019).
- Alito, A. E., et al. Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation. Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).
- Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice. Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).
- Haug, S. R., Heyeraas, K. J. Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats. Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).
- Savastano, L. E., et al. A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).
- Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices. Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).
- Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain. Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).
- Dieguez, H. H., et al. Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice. Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641 (2018).
- Zhang, B., et al. Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells. Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).
- Pirzgalska, R. M., et al. Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine. Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).
- Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo. Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).
