Summary
O presente protocolo descreve um modelo murino de ablação de inervação adrenérgica através da identificação e ressecção do gânglio cervical superior.
Abstract
Evidências crescentes sugerem que o sistema nervoso simpático desempenha um papel importante na progressão do câncer. A inervação adrenérgica regula a secreção das glândulas salivares, o ritmo circadiano, a degeneração macular, a função imune e a fisiologia cardíaca. A simpatectomia cirúrgica murina é um método para estudar os efeitos da inervação adrenérgica, permitindo a ablação adrenérgica completa e unilateral, evitando a necessidade de intervenção farmacológica repetida e os efeitos colaterais associados. No entanto, a simpatectomia cirúrgica em camundongos é tecnicamente desafiadora devido ao pequeno tamanho do gânglio cervical superior. Este estudo descreve uma técnica cirúrgica para identificar e ressecar de forma confiável o gânglio cervical superior para abater o sistema nervoso simpático. A identificação e remoção bem-sucedidas do gânglio são validadas por imagem dos gânglios simpáticos fluorescentes usando um camundongo transgênico, identificando a síndrome de Horner pós-ressecção, marcando para marcadores adrenérgicos nos gânglios ressecados e observando imunofluorescência adrenérgica diminuída nos órgãos-alvo após simpatectomia. Este modelo possibilita estudos futuros da progressão do câncer, bem como de outros processos fisiológicos regulados pelo sistema nervoso simpático.
Introduction
Vários estudos têm relatado que os nervos no microambiente tumoral desempenham um papel ativo no suporte à progressão tumoral. Demonstrou-se que a ablação dos nervos simpáticos adrenérgicos prejudica o desenvolvimento e a disseminação tumoral no câncer de próstata e gástrico in vivo 1,2,3, enquanto o bloqueio farmacológico dos receptores adrenérgicos inibe o crescimento tumoral no câncer de cabeça epescoço4. O envolvimento simpático neural também tem sido descrito na progressão dos carcinomas pancreáticos, cervicais e basocelulares5,6,7.
Dentro do sistema nervoso simpático, o gânglio cervical superior (GCS) é o único gânglio do tronco simpático que inerva a cabeça. O GCE regula várias funções fisiológicas, como secreção salivar e ritmo circadiano, e inerva diretamente os linfonodos cervicais 8,9,10. A GCE também tem sido implicada em processos patológicos como a degeneração macular11 e a progressão da dissecção aórtica12. Além disso, foi relatado que a ressecção da GCE agrava a lesão renal aguda induzida por isquemia e reperfusão13 e também altera a microbiota intestinal em ratos14.
A ablação completa do SCG em um modelo de camundongo representaria uma técnica experimental valiosa para viabilizar a pesquisa do câncer e do sistema nervoso autônomo. Enquanto muitos estudos têm utilizado o bloqueio farmacológico dos receptores adrenérgicos como ablação adrenérgica 15,16,17,18,19,20, a ressecção cirúrgica permite a ablação adrenérgica completa e unilateral, evitando a necessidade de repetidas intervenções farmacológicas e os efeitos colaterais associados 21,22,23.
A ressecção cirúrgica do GCE tem sido descrita emratos24, e a maioria dos relatos estudando o efeito da ganglionectomia cervical superior (GCSx) tem empregado o modelo de ratos. Em comparação com o modelo de rato, SCGx é tecnicamente mais desafiador em camundongos devido ao pequeno tamanho do SCG. No entanto, os camundongos são comparativamente mais fáceis de manusear, mais econômicos e mais passíveis de manipulação genética. Garcia e col. foram um dos primeiros a relatar a SCGx em camundongos, e descobriu-se que ela afeta a liberação de insulina25. Mais recentemente, Ziegler e col. descreveram a SCGx em camundongos com base na técnica publicada descrita pararatos24,26. Este e outros artigos descrevem um método no qual a artéria carótida comum (ACC) é primeiramente identificada e dissecada, e o GCS é posteriormente removido da bifurcação da ACC21,22,27,28. Neste artigo, uma técnica menos invasiva e segura é descrita em camundongos que evita a dissecção da ACC, minimizando assim a complicação mais grave desse procedimento – o sangramento de uma lesão na ACC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Os procedimentos com animais aqui descritos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Camundongos NSG machos e fêmeas com oito semanas de idade foram usados aqui. Os animais foram obtidos de fonte comercial (ver Tabela de Materiais). Os instrumentos são esterilizados, a superfície de trabalho cirúrgica é desinfetada, a superfície da pele do animal é desinfetada e o cirurgião usa luvas estéreis durante todo o procedimento.
1. Preparo dos camundongos e posicionamento pré-operatório
- Na véspera da cirurgia, anestesiar o camundongo com isoflurano a 2% em câmara de indução (3,75 de largura x 9 de profundidade x 3,75 de altura, ver Tabela de Materiais).
NOTA: Um plano cirúrgico de anestesia é geralmente alcançado em 3-5 min, dependendo do animal individual. Avaliar a adequação da anestesia por pinça dos dedos dos pés e aumentar a porcentagem de isoflurano conforme apropriado.- Faça a barba no aspecto ventral do pescoço ou use um agente químico de depilação de acordo com as instruções do fabricante (consulte a Tabela de Materiais).
- No dia da cirurgia, anestesiar o camundongo com isoflurano a 2% em câmara de indução. Avaliar a adequação da anestesia por pinça dos dedos dos pés e aumentar a porcentagem de isoflurano conforme apropriado.
- Administrar 2 mg/kg de meloxicam por via subcutânea para analgesia sistêmica preemptiva. Aplique pomada oftálmica tópica (ver Tabela de Materiais) para evitar lesões oculares e ressecamento sob anestesia.
- Coloque o camundongo sob um microscópio dissecante em seu lado dorsal e forneça suporte térmico. Manter anestesia inalatória com isoflurano a 2%-2,5% com vaporizador de precisão e cone nasal. Fixe suavemente ambos os membros anteriores com fita hipoalergénica (ver Tabela de Materiais).
- Limpe o aspecto ventral raspado do pescoço com iodopovidona e, em seguida, limpe com álcool a 70%. Repita esse processo mais duas vezes. Certifique-se de que o local cirúrgico esteja livre de qualquer cabelo solto.
NOTA: Um par de pinças curvas curtas também pode ser usado. Certifique-se de usar um par de pinças finas ou oftálmicas para trabalhar adequadamente neste espaço confinado. Ajustes pré-operatórios adicionais podem ser incluídos de acordo com as diretrizes institucionais.
2. Dissecção
- Faça uma incisão cutânea mediana de 1,5 cm na face ventral do pescoço com uma pequena tesoura de aproximadamente 2 mm abaixo do queixo até 2 mm acima da fúrcula esternal.
- Retrair as bordas da pele lateralmente com pinça para expor a fáscia subjacente e as glândulas salivares submandibulares. Separe a pele da fáscia subjacente inserindo tesouras pontiagudas sob a pele de cada lado e espalhando. Puxe as glândulas submandibulares caudalmente com pinça para revelar os músculos subjacentes.
- Localiza-se a junção do ventre posterior do músculo digástrico com o músculo omo-hioideo (Figura 1A, círculo preto). A veia jugular anterior é vista correndo longitudinalmente e lateralmente ao músculo omo-hioideo.
OBS: O músculo omo-hioideo recobre longitudinalmente a traqueia, enquanto o digástrico situa-se transversalmente na face cranial da traqueia (Figura 1C).- Inserir a ponta da pinça angulada de 45° nessa junção, lateral à veia jugular anterior, para perfurar e espalhar uma abertura na fáscia cervical profunda sobrejacente.
- Mantenha esta janela criada na etapa 2.3.1 aberta com a pinça angulada de 45°. Expanda essa abertura mais largamente realizando manobras de espalhamento com um par de pinças curvas na outra mão.
3. Identificação e ressecção do gânglio
- Localizar o gânglio cervical superior (GCS) na parede lateral do espaço revelado. Aparece como um tecido redondo e perolado.
NOTA: Se o SCG não for identificado, os tecidos neste espaço precisam ser examinados mais lateral e superiormente. O GCE pode ser facilmente confundido com a gordura, que muitas vezes está presente nessa região. A gordura tem uma coloração levemente amarelada, enquanto em contraste, o SCG aparece branco pérola. - Enquanto mantém a abertura com pinça com a outra mão, segure suavemente o SCG com pinças e puxe-o para fora da abertura para trazê-lo para melhor visualização.
- Uma vez que o GCE esteja em vista, segure a base lateral do GCS, onde ele ainda está aderido aos tecidos circundantes. Com a outra mão, retrair lenta e suavemente o GCE no sentido ventral e caudal.
- Retrair o SCG várias vezes para gradualmente avular o gânglio pouco a pouco. Mantenha o gânglio intacto durante esta manobra para garantir que nenhum remanescente de gânglio residual seja deixado para trás.
NOTA: Puxe o gânglio suavemente, pois pode ocorrer sangramento durante esta etapa. Se ocorrer um pequeno sangramento, use celulose regenerada oxidada ou uma pequena tira de gaze estéril para manter a pressão sobre a abertura por 30 s a 1 min. Em seguida, levante lentamente a gaze e reavalie. Repita o processo de manter a pressão sobre a abertura, conforme necessário, até que o sangramento tenha parado.
- Retrair o SCG várias vezes para gradualmente avular o gânglio pouco a pouco. Mantenha o gânglio intacto durante esta manobra para garantir que nenhum remanescente de gânglio residual seja deixado para trás.
- Solte lentamente a outra pinça que segura a base do gânglio. Verifique se há sangramento procurando acúmulo de sangue.
NOTA: Ligeira exsudação neste momento é normal. Monitore e certifique-se de que não há sangramento persistente ou significativo antes de fechar e terminar o procedimento. Se tal ocorrer, manter a pressão sobre a abertura, conforme descrito no passo 3.3.1. - Mover as glândulas salivares de volta para suas posições anatômicas normais. Aproximar e fechar a pele usando pontos de náilon 5-0 simples interrompidos (ver Tabela de Materiais).
- Coloque o rato numa gaiola limpa por si só para permitir a recuperação total da anestesia.
NOTA: Pode levar 5-15 minutos para o rato acordar totalmente da anestesia. Não deixe o rato sozinho até que ele tenha recuperado a consciência suficiente para manter a decúbito esternal. Não coloque o rato numa gaiola com outros ratinhos até que esteja totalmente recuperado. Avaliar o camundongo para recuperação pós-cirúrgica pelo menos uma vez a cada 24 h por 72 h.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Este protocolo descreve a remoção cirúrgica do GCE em um modelo de camundongo. A Figura 2 ilustra os pontos anatômicos, incluindo a ACC, a veia jugular anterior e o GCE. Com a dissecção (Figura 2A), observa-se a veia jugular anterior direita cursando ao longo da borda lateral da traqueia. Por localizar-se mais profundamente que a veia jugular anterior, a ACC esquerda e sua bifurcação na artéria carótida interna (ACI) e na artéria carótida externa (ECA) são vistas apenas discretamente lateralmente à veia. Ao examinar isso no NSG. Camundongo transgênico B6-P0TdTomato (um camundongo P0-Cre TdTomato onde as células de Schwann são vermelho-fluorescentes, trabalho inédito) com neurônios fluorescentes vermelhos sob microscópio fluorescente, o nervo vago fluorescente pode ser visto cursando lateralmente à ACC, e o SCG fluorescente pode ser visto na bifurcação da ACC, lateral à veia jugular anterior (Figura 2B).
Após a ressecção do GCE em camundongo normal e transgênico, o tecido ressecado foi confirmado por sua fluorescência vermelha comparada ao controle de SCG não fluorescente (Figura 3A) e imunofluorescência para tirosina hidroxilase (TH), marcador para nervos adrenérgicos 13,29 (Figura 3B).
Se o procedimento for realizado corretamente, o camundongo desenvolve a síndrome de Horner ipsilateral imediatamente após a cirurgia, ao recuperar a consciência plena24. Observou-se ptose, queda da pálpebra, sinal de síndrome de Horner (Figura 4B).
A glândula salivar submandibular é um dos tecidos inervados pelo GCE. Para validar o sucesso do GSCx, a coloração por imunofluorescência para HT foi realizada na glândula salivar submandibular direita após a GSCx direita e confirmou o sucesso da ablação da sinalização adrenérgica com ausência de marcação do nervo HT (lado direito da linha pontilhada, Figura 5A). Em contraste, a glândula submandibular de controle esquerdo (sem GCS) manteve sua entrada adrenérgica e a coloração intacta do nervo HT (lado esquerdo da linha pontilhada, Figura 5A). Esses achados foram confirmados pela quantificação (Figura 5B). A quantificação de noradrenalinapor ELISA 13,30,31 nesses tecidos confirmou ainda uma redução significativa na expressão de noradrenalina na glândula submandibular do lado do GCSx, em contraste com o lado da cirurgia simulada de controle (Figura 6). A quantificação para ambos foi analisada pelo teste t de Student bicaudal não pareado.
Figura 1: A veia jugular anterior esquerda serve como marco anatômico. (A) A veia jugular anterior esquerda (seta azul) pode ser vista percorrendo longitudinalmente e ao longo da borda lateral do músculo omo-hioideo. Ao perfurar a fáscia cervical profunda entre o ângulo do ventre posterior dos músculos digástrico e omo-hioideo, o piercing também deve ser lateral à veia jugular anterior (círculo preto). (B) Quando a fáscia cervical profunda está levemente esticada, observam-se o nervo vago (seta branca) e a artéria carótida comum com sua bifurcação (seta vermelha). (C) Ilustração estilizada de (B). Barra de escala = 100 μm. Abreviação: M = músculo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: O GCE e sua relação com pontos anatômicos em camundongo transgênico com neurônios fluorescentes. (A) Dissecção em camundongo transgênico com neurônios fluorescentes vermelhos, ilustrando a artéria carótida comum direita (seta vermelha apontando para sua bifurcação) e a veia jugular anterior. A artéria carótida comum se bifurca na artéria carótida externa (ECA) e na artéria carótida interna (ACI). A seta amarela aponta para o nervo vago correndo lateralmente à artéria carótida comum. A distância entre a artéria carótida comum e o nervo vago parece maior aqui, à medida que a cabeça do rato é girada para capturar todas as estruturas nesta imagem. (B) A mesma dissecção examinada com imagem fluorescente. O nervo vago (seta amarela) tem fluorescência vermelha e é novamente visto correndo lateralmente à artéria carótida comum (seta vermelha apontando para sua bifurcação). O GSC fluorescente localiza-se na bifurcação da artéria carótida (cabeça de seta amarela). A veia jugular anterior (seta azul) corre medialmente à artéria carótida comum. A fáscia cervical profunda que recobre essas estruturas pode ser vista com seu reflexo cintilante. Barra de escala = 1 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Imagens microscópicas do gânglio ressecado . (A) Gânglios cervicais superiores ressecados sob microscopia fluorescente. A esquerda mostra o SCG ressecado de um mouse normal, servindo como um controle não fluorescente. A direita mostra um SCG fluorescente ressecado de um camundongo transgênico com neurônios fluorescentes vermelhos. Barra de escala = 500 μm. (B) Coloração imunofluorescente para tirosina hidroxilase (TH), marcador de nervos adrenérgicos, no gânglio vermelho fluorescente ressecado (P0). Barra de escala = 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Desenvolvimento da síndrome de Horner após a SCGx. (A) Um camundongo normal antes da SCGx. (B) O desenvolvimento de ptose (seta preta), a queda da pálpebra, após a SCGx ipsilateral, que é um sinal da síndrome de Horner. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Imunofluorescência e coloração correspondente de H&E para o marcador adrenérgico no tecido-alvo após SCGx versus cirurgia simulada. (A) Esquerda, coloração por imunofluorescência para tirosina hidroxilase (HT) na glândula salivar submandibular após SCGx ou cirurgia simulada. À direita, a correspondente coloração H&E do mesmo tecido. Barra de escala = 200 μm. (B) Quantificação da coloração HT. Os dados representam a média ± EPM. Análise estatística pelo teste t de Student bicaudal não pareado, p < 0,0001. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Quantificação ELISA de noradrenalina na glândula salivar após SCGx versus cirurgia simulada. Os dados representam a média ± EPM. Análise estatística pelo teste t de Student bicaudal não pareado, p < 0,0001. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Este protocolo descreve um modelo de camundongo para ablação unilateral cirúrgica da entrada do SCG. Esta técnica permite estudar os efeitos da inervação adrenérgica em vários contextos. Além disso, o gânglio simpático ressecado também pode ser cultivado em cultura matrigel3D para experimentos in vitro30.
Estudos envolvendo GCSx têm sido realizados principalmente em ratos, pois sua anatomia maior permite fácil visualização anatômica e dissecção. Enquanto a GCSx em camundongos já foi descrita anteriormente por Ziegler et al.26 e brevemente relatada em outros estudos21,22,27,28, a técnica foi baseada na utilizada em ratos, na qual a CCA é exposta e dissecada antes da ressecção da GCS. Em contraste com o modelo de rato, a CCA em camundongos é menor e mais fina, tornando a dissecção mais difícil e, portanto, mais propensa à complicação grave de sangramento maior da ACC. Além disso, a exposição da ACC requer manipulação mais extensa, incluindo o deslocamento do músculo esternocleidomastoideo, bem como a dissecção e rotação lateral da glândula salivar26. Em contraste, o presente método utiliza a veia jugular anterior em vez da ACC como marco anatômico. Em comparação com a ACC, a veia jugular anterior localiza-se mais superficialmente e estende-se mais cranialmente (Figura 2A). Isso oferece algumas vantagens. Primeiro, esse marco é mais facilmente visto sem a dissecção e o deslocamento da glândula salivar e do músculo esternocleidomastoideo, tornando a cirurgia menos invasiva; Esse protocolo, portanto, exige apenas que a saliva seja puxada levemente para baixo (passo 2.2). A dissecção mínima também encurta o tempo cirúrgico e a duração da anestesia para o animal. Além disso, ao evitar a dissecção extensa da ACC, isso minimiza as chances de lesão da ACC, o que pode levar a sangramento maior e fatal em casos graves. A manipulação da ACC é inevitável, pois o GCE está localizado na bifurcação da ACC, mas ao abordar essa região posteromedialmente através de um piercing próximo à veia jugular anterior ao invés de abrir a fáscia diretamente sobrejacente à ACC, esse protocolo minimiza o contato e, portanto, o risco de lesão dessa grande artéria.
Dois grandes desafios são enfrentados na realização desta cirurgia. A primeira é a identificação bem sucedida do GCS, especialmente devido ao tamanho muito pequeno dos pontos anatômicos e do próprio gânglio em modelos de camundongos. A dissecção cuidadosa e a identificação dos pontos de referência são, portanto, essenciais. No passo 2.3, a pinça angulada deve ser inserida para perfurar a fáscia cervical profunda no ângulo do ventre posterior dos músculos digástrico e omo-hioideo. Durante essa etapa, a veia jugular anterior geralmente é vista correndo ao lado da borda lateral do músculo omo-hioideo e deve ser mantida medialmente ao ponto de inserção (Figura 1); este é um marco importante e ajudará a entrar no espaço correto para encontrar o SCG. Se o GCE não for visto na região lateral desse espaço, os tecidos precisam ser explorados mais lateral e superiormente. Durante essa dissecção, a bainha carotídea é visualizada lateralmente ao campo de visão para evitar sangramento dos tecidos circunvizinhos e ajudar a identificar o GCE medial a essa estrutura.
O segundo grande desafio para esse procedimento é o gerenciamento do risco de sangramento. Existem múltiplas estruturas vasculares críticas adjacentes ao GCE, incluindo a ACC, a artéria carótida externa e a veia jugular interna. Em nossa experiência, se ocorrer sangramento, ele é encontrado no intraoperatório e não no pós-operatório. Pode ser detetado hemorragia durante o passo de despinçamento da pinça no passo 3.4. A lesão nos vasos é mais provável de ocorrer ao tentar descascar e avular suavemente o gânglio dos vasos e tecidos circundantes. O sangramento ativo pode não ser visto imediatamente porque um par de pinças é pinçado perto dos vasos nessa região. Portanto, o sangramento pode ser identificado uma vez que a pinça é liberada, e é importante inspecionar a área cuidadosamente após a remoção do gânglio. No raro caso de exsanguinação devido a uma ruptura em um grande vaso, manter a pressão sobre a área é inútil devido à rápida taxa de sangramento. Nessa situação, a cirurgia deve ser encerrada e o camundongo deve ser eutanasiado.
Diante dos desafios da identificação do SCG e das possíveis complicações hemorrágicas, recomenda-se a prática da dissecção e remoção do SCG em camundongos cadáveres para familiarizar-se com a anatomia antes da realização da cirurgia experimental de sobrevivência.
Este método também pode ser afetado pela lateralidade do cirurgião. O procedimento é mais fácil de ser realizado do mesmo lado da mão dominante do cirurgião. Por exemplo, ao realizar a GCSx no lado direito do camundongo, a mão esquerda do cirurgião seria usada para agarrar a base do gânglio, e a mão direita seria usada para descascar o gânglio, o que significa que a cirurgia exigiria mais finesse com a mão direita. Se a GCSx bilateral for realizada, pode ser mais demorada e exigir mais treinamento para ser realizada no lado não dominante do cirurgião.
Esta técnica cirúrgica de GCSx em modelo murino possibilita futuros estudos experimentais que examinem os efeitos do sistema nervoso simpático em contextos oncológicos e fisiológicos. O modelo de camundongo apresenta múltiplas vantagens em relação a outros modelos in vivo , incluindo o baixo custo, a facilidade de manuseio e a facilidade de manipulação genética, permitindo a criação de modelos experimentais mais potentes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Q. W. foi apoiado pelo NIH T32CA009685. R. J. W. foi apoiado pelo NIH R01CA219534. As instalações centrais do Memorial Sloan Kettering Cancer Center foram apoiadas pelo NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
References
- Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341 (6142), 1236361 (2013).
- Zhao, C. M., et al.
- Zahalka, A. H., et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science. 358 (6361), 321-326 (2017).
- Amit, M., et al. Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer. Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).
- Renz, B. W., et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).
- Lucido, C. T., et al. Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes. Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).
- Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).
- Maronde, E., Stehle, J. H. The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets. Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).
- Yamazaki, S., et al.
- Huang, J., et al. S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs. Scientific Reports. 3 (1), 1114 (2013).
- Dieguez, H. H., et al. Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice. Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643 (2020).
- Liu, H., et al. Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats. Life Sciences. 193, 200-206 (2018).
- Zhang, W., et al. The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats. Frontiers in Medicine. 9, 792000 (2022).
- Zhang, W., et al. Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats. American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).
- Wang, X., et al. β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control. Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).
- Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice. Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).
- Smith, B., Butler, M. The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse. The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).
- Sucharov, C. C., et al. β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease. Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).
- Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).
- Grisanti, L. A., et al. Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury. JCI Insight. 5 (9), 99485 (2019).
- Alito, A. E., et al. Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation. Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).
- Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice. Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).
- Haug, S. R., Heyeraas, K. J. Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats. Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).
- Savastano, L. E., et al. A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).
- Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices. Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).
- Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain. Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).
- Dieguez, H. H., et al. Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice. Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641 (2018).
- Zhang, B., et al. Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells. Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).
- Pirzgalska, R. M., et al. Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine. Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).
- Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo. Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).
