Summary
Le présent protocole décrit un modèle murin de l’ablation de l’innervation adrénergique par identification et réséquence du ganglion cervical supérieur.
Abstract
De plus en plus de preuves suggèrent que le système nerveux sympathique joue un rôle important dans la progression du cancer. L’innervation adrénergique régule la sécrétion des glandes salivaires, le rythme circadien, la dégénérescence maculaire, la fonction immunitaire et la physiologie cardiaque. La sympathectomie chirurgicale murine est une méthode permettant d’étudier les effets de l’innervation adrénergique en permettant une ablation adrénergique complète et unilatérale tout en évitant la nécessité d’une intervention pharmacologique répétée et les effets secondaires associés. Cependant, la sympathectomie chirurgicale chez la souris est techniquement difficile en raison de la petite taille du ganglion cervical supérieur. Cette étude décrit une technique chirurgicale permettant d’identifier et de réséquer de manière fiable le ganglion cervical supérieur afin d’ablater le système nerveux sympathique. L’identification et l’ablation réussies du ganglion sont validées par l’imagerie des ganglions sympathiques fluorescents à l’aide d’une souris transgénique, l’identification du syndrome de Horner post-résection, la coloration des marqueurs adrénergiques dans les ganglions réséqués et l’observation d’une diminution de l’immunofluorescence adrénergique dans les organes cibles après sympathectomie. Ce modèle permet d’étudier à l’avenir la progression du cancer ainsi que d’autres processus physiologiques régulés par le système nerveux sympathique.
Introduction
De nombreuses études ont rapporté que les nerfs du microenvironnement tumoral jouent un rôle actif dans le soutien de la progression tumorale. Il a été démontré que l’ablation des nerfs sympathiques adrénergiques altère le développement et la dissémination des tumeurs dans les cancers de la prostate et de l’estomac in vivo 1,2,3, tandis que le blocage pharmacologique des récepteurs adrénergiques inhibe la croissance tumorale dans les cancers de la tête et du cou4. Une atteinte neuronale sympathique a également été décrite dans la progression du carcinome pancréatique, cervical et basocellulaire 5,6,7.
Dans le système nerveux sympathique, le ganglion cervical supérieur (GCS) est le seul ganglion du tronc sympathique qui innerve la tête. Le SCG régule diverses fonctions physiologiques, telles que la sécrétion salivaire et le rythme circadien, et innerve directement les ganglions lymphatiques cervicaux 8,9,10. Le SCG a également été impliqué dans des processus pathologiques tels que la dégénérescence maculaire11 et la progression de la dissection aortique12. De plus, il a été rapporté que la résection du SCG aggrave les lésions rénales aiguës induites par l’ischémie13 et altère également le microbiote intestinal chez le rat14.
L’ablation complète du SCG dans un modèle murin représenterait une technique expérimentale précieuse pour permettre la recherche sur le cancer et le système nerveux autonome. Alors que de nombreuses études ont utilisé le blocage pharmacologique des récepteurs adrénergiques comme ablation adrénergique 15,16,17,18,19,20, la résection chirurgicale permet une ablation adrénergique complète et unilatérale tout en évitant la nécessité d’une intervention pharmacologique répétée et les effets secondaires associés 21,22,23.
La résection chirurgicale de la SCG a été décrite chez le rat24, et la plupart des rapports étudiant l’effet de la ganglionectomie cervicale supérieure (SCGx) ont utilisé le modèle du rat. Par rapport au modèle de rat, le SCGx est techniquement plus difficile chez la souris en raison de la petite taille du SCG. Cependant, les souris sont comparativement plus faciles à manipuler, plus rentables et plus susceptibles d’être manipulées génétiquement. Garcia et al. ont été parmi les premiers à signaler le SCGx chez la souris, et il a été constaté qu’il affectait la libération d’insuline25. Plus récemment, Ziegler et al. ont décrit SCGx chez la souris en se basant sur la technique publiée décrite pour les rats24,26. Cet article et d’autres décrivent une méthode dans laquelle l’artère carotide commune (ACC) est d’abord identifiée et disséquée, et le SCG est ensuite retiré de la bifurcation de l’ACC21,22,27,28. Dans cet article, une technique moins invasive et plus sûre est décrite chez la souris qui évite la dissection de l’ACC, minimisant ainsi la complication la plus grave de cette procédure – le saignement d’une blessure à l’ACC.
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Protocol
Les procédures sur les animaux décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Memorial Sloan Kettering Cancer Center. Des souris NSG mâles et femelles âgées de huit semaines ont été utilisées ici. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Les instruments sont stérilisés, la surface de travail chirurgicale est désinfectée, la surface cutanée de l’animal est désinfectée et le chirurgien porte des gants stériles tout au long de l’intervention.
1. Préparation des souris et mise en place préopératoire
- La veille de la chirurgie, anesthésier la souris avec 2 % d’isoflurane dans une chambre d’induction (3,75 po de largeur x 9 po de profondeur x 3,75 po de hauteur, voir le tableau des matériaux).
REMARQUE: Un plan chirurgical d’anesthésie est généralement réalisé en 3 à 5 minutes, selon l’animal. Évaluer l’adéquation de l’anesthésie par pincement des orteils et augmenter le pourcentage d’isoflurane au besoin.- Rasez la face ventrale du cou ou utilisez un agent d’épilation chimique selon les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux).
- Le jour de l’opération, anesthésiez la souris avec de l’isoflurane à 2 % dans une chambre d’induction. Évaluer l’adéquation de l’anesthésie par pincement des orteils et augmenter le pourcentage d’isoflurane au besoin.
- Administrer 2 mg/kg de méloxicam par voie sous-cutanée pour une analgésie systémique préventive. Appliquez une pommade ophtalmique topique (voir le tableau des matériaux) pour prévenir les blessures oculaires et la sécheresse sous anesthésie.
- Placez la souris sous un microscope à dissection sur sa face dorsale et offrez-lui un soutien thermique. Maintenez l’anesthésie par inhalation avec de l’isoflurane à 2 % à 2,5 % à l’aide d’un vaporisateur de précision et d’un cône nasal. Fixez délicatement les deux membres antérieurs avec du ruban hypoallergénique (voir le tableau des matériaux).
- Nettoyez la face ventrale rasée du cou avec de la povidone iodée, puis essuyez avec de l’alcool à 70%. Répétez ce processus deux fois de plus. Assurez-vous que le site chirurgical est exempt de poils lâches.
REMARQUE: Une paire de pinces courtes et incurvées peut également être utilisée. Assurez-vous d’utiliser une paire de pinces fines ou ophtalmiques pour travailler adéquatement dans cet espace confiné. Une configuration préopératoire supplémentaire peut être incluse conformément aux directives de l’établissement.
2. Dissection
- Faites une incision cutanée médiane de 1,5 cm sur la face ventrale du cou à l’aide de petits ciseaux d’environ 2 mm sous le menton à 2 mm au-dessus de l’encoche sternale.
- Rétractez les bords de la peau latéralement à l’aide d’une pince pour exposer le fascia sous-jacent et les glandes salivaires sous-maxillaires. Séparez la peau du fascia sous-jacent en insérant des ciseaux pointus sous la peau de chaque côté et en les écartant. Tirez les glandes sous-maxillaires vers le bas caudalement avec des pinces pour révéler les muscles sous-jacents.
- Localisez la jonction du ventre postérieur du muscle digastrique et du muscle omohyoïdien (Figure 1A, cercle noir). La veine jugulaire antérieure s’étend longitudinalement et latéralement au muscle omohyoïdien.
REMARQUE: Le muscle omohyoïdien recouvre la trachée longitudinalement, tandis que le muscle digastrique se trouve transversalement à la face crânienne de la trachée (Figure 1C).- Insérez l’extrémité de la pince coudée à 45° à cette jonction, latéralement à la veine jugulaire antérieure, pour percer et écarter une ouverture dans le fascia cervical profond sus-jacent.
- Gardez cette fenêtre créée à l’étape 2.3.1 ouverte avec la pince coudée à 45°. Élargissez cette ouverture en effectuant des manœuvres d’écartement avec une paire de pinces incurvées dans l’autre main.
3. Identification et résection du ganglion
- Localisez le ganglion cervical supérieur (SCG) sur la paroi latérale de l’espace révélé. Il se présente sous la forme d’un tissu rond et nacré.
REMARQUE: Si le SCG n’est pas identifié, les tissus de cet espace doivent être examinés plus latéralement et plus haut. Le SCG peut être facilement confondu avec la graisse, qui est souvent présente dans cette région. La graisse a une teinte légèrement jaune, tandis qu’en revanche, le SCG apparaît blanc perle. - Tout en maintenant l’ouverture avec une pince de l’autre main, saisissez doucement le SCG avec une pince et retirez-le de l’ouverture pour le mettre en évidence.
- Une fois que le SCG est en vue, saisissez la base latérale du SCG, où il est toujours attaché aux tissus environnants. À l’aide de l’autre main, rétractez lentement et doucement le SCG dans une direction ventrale et caudale.
- Rétractez le SCG plusieurs fois pour évacuer progressivement le ganglion petit à petit. Gardez le ganglion intact pendant cette manœuvre pour vous assurer qu’aucun reste ganglionnaire résiduel n’est laissé derrière.
REMARQUE: Tirez doucement sur le ganglion, car des saignements peuvent survenir pendant cette étape. En cas de saignement mineur, utilisez de la cellulose régénérée oxydée ou une petite bande de gaze stérile pour maintenir la pression sur l’ouverture pendant 30 s à 1 min. Ensuite, soulevez lentement la gaze et réévaluez. Répétez le processus de maintien de la pression sur l’ouverture si nécessaire jusqu’à ce que le saignement ait cessé.
- Rétractez le SCG plusieurs fois pour évacuer progressivement le ganglion petit à petit. Gardez le ganglion intact pendant cette manœuvre pour vous assurer qu’aucun reste ganglionnaire résiduel n’est laissé derrière.
- Relâchez lentement l’autre pince qui maintient la base du ganglion. Vérifiez s’il y a des saignements en recherchant l’accumulation de sang.
REMARQUE: Un léger suintement à ce moment-là est normal. Surveillez et assurez-vous qu’il n’y a pas de saignement persistant ou important avant de fermer et de terminer la procédure. Si cela se produit, maintenez la pression sur l’ouverture, comme décrit à l’étape 3.3.1. - Remettez les glandes salivaires dans leurs positions anatomiques normales. Approximez et fermez la peau à l’aide de simples sutures en nylon 5-0 interrompues (voir le tableau des matériaux).
- Placez la souris dans une cage propre pour permettre une récupération complète de l’anesthésie.
REMARQUE: Cela peut prendre 5 à 15 minutes pour que la souris se réveille complètement de l’anesthésie. Ne laissez pas la souris sans surveillance jusqu’à ce qu’elle ait retrouvé suffisamment de conscience pour maintenir la position couchée sternale. Ne placez pas la souris dans une cage avec d’autres souris jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie. Évaluez la récupération postopératoire de la souris au moins une fois toutes les 24 h pendant 72 h.
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Representative Results
Ce protocole décrit l’ablation chirurgicale du SCG dans un modèle murin. La figure 2 illustre les repères anatomiques, y compris l’ACC, la veine jugulaire antérieure et le SCG. Lors de la dissection (figure 2A), on peut voir la veine jugulaire antérieure droite longer le bord latéral de la trachée. Comme il est situé plus profondément que la veine jugulaire antérieure, l’ACC gauche et sa bifurcation dans l’artère carotide interne (ICA) et l’artère carotide externe (ECA) ne sont que faiblement visibles latéralement à la veine. Lors de l’examen de cela dans NSG. B6-P0TdSouris transgénique de tomate (une souris P0-Cre TdTomato dont les cellules de Schwann sont rouge fluorescent, travaux non publiés) avec des neurones fluorescents rouges sous un microscope fluorescent, le nerf vague fluorescent peut être vu se dirigeant latéralement vers l’ACC, et le SCG fluorescent peut être vu à la bifurcation de l’ACC, latéralement à la veine jugulaire antérieure (Figure 2B).
Après la résection du SCG chez une souris normale et une souris transgénique, le tissu réséqué a été confirmé par sa fluorescence rouge par rapport au témoin SCG non fluorescent (Figure 3A) et par la coloration immunofluorescente de la tyrosine hydroxylase (TH), un marqueur des nerfs adrénergiques 13,29 (Figure 3B).
Si la procédure est effectuée correctement, la souris développe le syndrome de Horner ipsilatéral immédiatement après l’intervention chirurgicale lorsqu’elle reprend pleinement conscience24. Une ptose, c’est-à-dire l’affaissement de la paupière, a été observée, ce qui est un signe du syndrome de Horner (Figure 4B).
La glande salivaire sous-maxillaire est l’un des tissus innervés par le SCG. Pour valider le succès de la SCGx, une coloration par immunofluorescence de la TH a été effectuée sur la glande salivaire sous-maxillaire droite après la SCGx droite et a confirmé la réussite de l’ablation de la signalisation adrénergique avec une coloration du nerf TH absente (côté droit de la ligne pointillée, Figure 5A). En revanche, la glande sous-maxillaire de contrôle gauche (pas de SCGx) a conservé son entrée adrénergique et sa coloration intacte du nerf TH (côté gauche de la ligne pointillée, Figure 5A). Ces résultats ont été confirmés par quantification (figure 5B). La quantification ELISA de la noradrénaline 13,30,31 dans ces tissus a confirmé une réduction significative de l’expression de la noradrénaline dans la glande sous-maxillaire du côté de SCGx par rapport au côté de la chirurgie fictive de contrôle (Figure 6). La quantification pour les deux a été analysée à l’aide d’un test t de Student bilatéral non apparié.
Figure 1 : La veine jugulaire antérieure gauche sert de repère anatomique. (A) La veine jugulaire antérieure gauche (flèche bleue) peut être vue s’étendant longitudinalement et le long du bord latéral du muscle omohyoïdien. Lors du perçage du fascia cervical profond entre l’angle du ventre postérieur des muscles digastrique et omohyoïdien, le piercing doit également être latéral à la veine jugulaire antérieure (cercle noir). (B) Lorsque le fascia cervical profond est légèrement étiré, le nerf vague (flèche blanche) et l’artère carotide commune avec sa bifurcation (flèche rouge) peuvent également être vus. (C) Illustration stylisée de (B). Barre d’échelle = 100 μm. Abréviation : M = muscle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Le SCG et sa relation avec les repères anatomiques chez une souris transgénique à neurones fluorescents. (A) Dissection chez une souris transgénique avec des neurones fluorescents rouges, illustrant l’artère carotide commune droite (flèche rouge pointant vers sa bifurcation) et la veine jugulaire antérieure. L’artère carotide commune se divise en artère carotide externe (ECA) et artère carotide interne (ICA). La flèche jaune indique le nerf vague qui s’étend latéralement vers l’artère carotide commune. La distance entre l’artère carotide commune et le nerf vague semble plus grande ici car la tête de la souris est tournée pour capturer toutes les structures de cette image. (B) La même dissection examinée par imagerie fluorescente. Le nerf vague (flèche jaune) a une fluorescence rouge et est à nouveau vu en train de courir latéralement vers l’artère carotide commune (flèche rouge pointant vers sa bifurcation). Le SCG fluorescent est situé à la bifurcation de l’artère carotide (pointe de flèche jaune). La veine jugulaire antérieure (flèche bleue) est médiale à l’artère carotide commune. Le profond fascia cervical recouvrant ces structures peut être vu avec son reflet scintillant. Barre d’échelle = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Images microscopiques du ganglion réséqué. (A) Ganglions cervicaux supérieurs réséqués en microscopie fluorescente. La photo de gauche montre le SCG réséqué à partir d’une souris normale, servant de témoin non fluorescent. La photo de droite montre un SCG fluorescent réséqué à partir d’une souris transgénique avec des neurones fluorescents rouges. Barre d’échelle = 500 μm. (B) Marquage immunofluorescent de la tyrosine hydroxylase (TH), un marqueur des nerfs adrénergiques, dans le ganglion fluorescent rouge (P0) réséqué. Barre d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Évolution du syndrome de Horner après SCGx. (A) Une souris normale avant SCGx. (B) Le développement d’une ptose (flèche noire), l’affaissement de la paupière, après un SCGx ipsilatéral, qui est un signe du syndrome de Horner. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Immunofluorescence et coloration H&E correspondante pour le marqueur adrénergique dans le tissu cible après SCGx versus chirurgie simulée. (A) À gauche, coloration par immunofluorescence de la tyrosine hydroxylase (TH) dans la glande salivaire sous-maxillaire après une SCGx ou une chirurgie simulée. À droite, la coloration H&E correspondante du même tissu. Barre d’échelle = 200 μm. (B) Quantification de la coloration TH. Les données représentent la moyenne ± MEB. Analyse statistique par test t de Student bilatéral non apparié, p < 0,0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Quantification ELISA de la noradrénaline dans les glandes salivaires après SCGx par rapport à une chirurgie simulée. Les données représentent la moyenne ± SEM. Analyse statistique par test t de Student bilatéral non apparié, p < 0,0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ce protocole décrit un modèle murin pour l’ablation chirurgicale unilatérale de l’entrée SCG. Cette technique permet d’étudier les effets de l’innervation adrénergique dans divers contextes. De plus, le ganglion sympathique réséqué peut également être cultivé en culture de matrigel 3D pour des expériences in vitro 30.
Les études impliquant SCGx ont principalement été réalisées sur des rats, car leur anatomie plus large permet une visualisation anatomique et une dissection plus faciles. Bien que le SCGx chez la souris ait déjà été décrit par Ziegler et al.26 et brièvement rapporté dans d’autres études21,22,27,28, la technique était basée sur celle utilisée chez le rat, dans laquelle le CCA est exposé et disséqué avant la résection du SCG. Contrairement au modèle du rat, l’ACC chez la souris est plus petite et plus fine, ce qui rend la dissection plus difficile et, par conséquent, plus sujette à la complication grave d’une hémorragie majeure due à l’ACC. De plus, l’exposition de l’ACC nécessite des manipulations plus poussées, y compris le déplacement du muscle sterno-cléido-mastoïdien, ainsi que la dissection et la rotation latérale de la glande salivaire26. En revanche, la méthode actuelle utilise la veine jugulaire antérieure au lieu de l’ACC comme point de repère anatomique. Par rapport à l’ACC, la veine jugulaire antérieure est située plus superficiellement et s’étend plus loin au niveau crânien (Figure 2A). Cela offre quelques avantages. Tout d’abord, ce point de repère est plus facilement visible sans la dissection et le déplacement de la glande salivaire et du muscle sterno-cléido-mastoïdien, ce qui rend la chirurgie moins invasive ; Ce protocole ne nécessite donc que de tirer légèrement le salivaire vers le bas (étape 2.2). La dissection minimale raccourcit également le temps de chirurgie et la durée de l’anesthésie pour l’animal. De plus, en évitant une dissection étendue de l’ACC, cela minimise les risques de blessure à l’ACC, ce qui peut entraîner une hémorragie majeure et mortelle dans les cas graves. La manipulation de l’ACC est inévitable, car le SCG est situé à la bifurcation de l’ACC, mais en s’approchant de cette région postéromédiale par un piercing à côté de la veine jugulaire antérieure plutôt que d’ouvrir le fascia directement recouvrant l’ACC, ce protocole minimise le contact et, par conséquent, le risque de blessure à cette artère majeure.
Deux défis majeurs sont rencontrés lors de la réalisation de cette chirurgie. Le premier est l’identification réussie du SCG, en particulier compte tenu de la très petite taille des repères anatomiques et du ganglion lui-même dans les modèles murins. La dissection et l’identification minutieuses des points de repère sont donc essentielles. À l’étape 2.3, des pinces coudées doivent être insérées pour percer le fascia cervical profond à l’angle du ventre postérieur des muscles digastrique et omohyoïdien. Au cours de cette étape, la veine jugulaire antérieure longe généralement le bord latéral du muscle omohyoïdien et doit être maintenue médiale au point d’insertion (Figure 1) ; il s’agit d’un point de repère important qui aidera à entrer dans le bon espace pour trouver le SCG. Si le SCG n’est pas visible dans la région latérale de cet espace, les tissus doivent être explorés plus latéralement et plus haut. Au cours de cette dissection, la gaine carotidienne est visualisée latéralement au champ de vision afin d’éviter le saignement des tissus environnants et d’aider à identifier le SCG médial à cette structure.
Le deuxième défi majeur de cette procédure est la gestion du risque d’hémorragie. Il existe plusieurs structures vasculaires critiques adjacentes au SCG, y compris l’ACC, l’artère carotide externe et la veine jugulaire interne. D’après notre expérience, si un saignement se produit, il est rencontré en peropératoire plutôt qu’en postopératoire. Des saignements peuvent survenir lors de l’étape de déserrage de la pince à l’étape 3.4. Les lésions des vaisseaux sont plus susceptibles de se produire lorsque vous essayez de peler et d’évacuer doucement le ganglion des vaisseaux et des tissus environnants. Les saignements actifs peuvent ne pas être observés immédiatement parce qu’une paire de pinces est serrée près des vaisseaux de cette région. Par conséquent, un saignement peut être identifié une fois que les forceps sont relâchés, et il est important d’inspecter soigneusement la zone après l’ablation du ganglion. Dans les rares cas d’exsanguination due à une déchirure d’un vaisseau majeur, il est inutile de maintenir une pression sur la zone en raison du taux rapide de saignement. Dans cette situation, l’opération doit être terminée et la souris doit être euthanasiée.
Compte tenu des défis liés à l’identification des GCS et des complications hémorragiques possibles, il est recommandé de pratiquer d’abord la dissection et l’ablation des GCS sur des souris cadavériques afin de se familiariser avec l’anatomie avant d’effectuer la chirurgie expérimentale de survie.
Cette méthode peut également être affectée par la main du chirurgien. L’intervention est plus facile à réaliser du même côté que la main dominante du chirurgien. Par exemple, lors de la réalisation de SCGx sur le côté droit de la souris, la main gauche du chirurgien serait utilisée pour saisir la base du ganglion, et la main droite serait utilisée pour décoller le ganglion, ce qui signifie que la chirurgie nécessiterait plus de finesse avec la main droite. Si un SCGx bilatéral doit être effectué, il peut prendre plus de temps et nécessiter plus de formation pour effectuer du côté non dominant du chirurgien.
Cette technique chirurgicale de SCGx dans un modèle murin permet de futures études expérimentales examinant les effets du système nerveux sympathique dans des contextes oncologiques et physiologiques. Le modèle murin présente de multiples avantages par rapport aux autres modèles in vivo , notamment son faible coût, sa facilité de manipulation et sa facilité de manipulation génétique, ce qui permet de créer des modèles expérimentaux plus puissants.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Q. W. a reçu le soutien du NIH T32CA009685. R. J. W. a été soutenu par le NIH R01CA219534. Les installations de base du Memorial Sloan Kettering Cancer Center ont été soutenues par le NIH P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
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