Summary
Ce protocole décrit une intervention chirurgicale pour l’établissement d’une fracture diaphysaire dans le fémur de souris, qui est stabilisée avec un fil intramédullaire, pour les études de cicatrisation des fractures.
Abstract
Les os ont une capacité de régénération importante. Cependant, la cicatrisation des fractures est un processus complexe et, en fonction de la gravité des lésions et de l’âge et de l’état de santé général du patient, des échecs peuvent survenir, entraînant un retard de l’union ou de la non-union. En raison du nombre croissant de fractures résultant de traumatismes et de vieillissements à haute énergie, le développement de stratégies thérapeutiques innovantes pour améliorer la réparation osseuse basées sur la combinaison de cellules souches squelettiques/mésenchymateuses/stromales et de biomatériaux biomimétiques est nécessaire de toute urgence. À cette fin, l’utilisation de modèles animaux fiables est fondamentale pour mieux comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires clés qui déterminent les résultats de guérison. De tous les modèles, la souris est le modèle de recherche préféré car elle offre une grande variété de souches et de réactifs transgéniques pour l’analyse expérimentale. Cependant, l’établissement de fractures chez la souris peut être techniquement difficile en raison de leur petite taille. Par conséquent, cet article vise à démontrer les procédures pour l’établissement chirurgical d’une fracture du fémur diaphysaire chez la souris, qui est stabilisée avec un fil intramédullaire et ressemble au processus de réparation osseuse le plus courant, par la formation de callosités cartilagineuses.
Introduction
Le squelette est un organe vital et fonctionnellement polyvalent. Les os du squelette permettent la posture et le mouvement du corps, protègent les organes internes, produisent des hormones qui intègrent les réponses physiologiques et sont le site de l’hématopoïèse et du stockage des minéraux1. S’ils sont fracturés, les os ont une capacité remarquable à se régénérer et à restaurer complètement leur forme et leur fonction d’avant la blessure. Le processus de guérison commence par la formation d’un hématome et d’une réponse inflammatoire, qui induit l’activation et la condensation des cellules souches squelettiques/progénitrices du périoste, de l’endoste et de la moelle osseuse et leur différenciation ultérieure pour former le cal cartilagineux mou. Le pontage des extrémités fracturées se produit alors par un processus qui ressemble à la formation osseuse endochondrale, dans lequel l’échafaudage cartilagineux se dilate puis se minéralise, formant le cal osseux dur. Enfin, le cal dur est progressivement remodelé par les ostéoclastes et les ostéoblastes pour restaurer la structure osseuse d’origine 2,3.
Bien que le processus de guérison de la fracture soit assez robuste, il implique une somme complexe d’événements et est influencé de manière significative par plusieurs facteurs individuels, y compris l’état de santé général, l’âge et le sexe du patient, ainsi que des facteurs de blessure, tels que le mode de stabilisation mécanique de l’os fracturé, la survenue d’une infection et la gravité de la lésion des tissus mous environnants4, 5,6. Par conséquent, les échecs sont fréquents, conduisant au développement de la non-union, ce qui a un impact considérable sur la réadaptation et la qualité de vie des patients 7,8. En raison du nombre croissant de fractures dues à des traumatismes et au vieillissement à haute énergie, ainsi que des coûts élevés des traitements, les fractures non syndicales sont devenues un fardeau pour les systèmes de santé du monde entier 9,10. Ce fardeau croissant met en évidence le besoin urgent de stratégies thérapeutiques innovantes pour améliorer la réparation osseuse11,12 basées sur la combinaison de cellules souches squelettiques/mésenchymateuses/stromales et de biomatériaux biomimétiques13,14.
Dans la poursuite de cet objectif, les modèles animaux ont été largement utilisés dans des études visant à comprendre la biologie fondamentale des mécanismes de cicatrisation des fractures et dans des études précliniques de preuve de concept visant à concevoir de nouvelles stratégies thérapeutiques pour favoriser la réparation osseuse 15,16,17. Les modèles de petits animaux, tels que la souris, sont excellents pour les études de cicatrisation des fractures en raison de la grande disponibilité de souches et de réactifs génétiquement modifiés pour les analyses expérimentales et de leurs faibles coûts de maintenance. De plus, les souris ont un temps de guérison rapide, ce qui permet l’analyse temporelle de toutes les étapes du processus de réparation15. Cependant, la petite taille de l’animal peut poser des défis pour la production chirurgicale de fractures avec des modes de fixation similaires à ceux appliqués chez l’homme. Ce protocole décrit un modèle simple et peu coûteux de cicatrisation des fractures chez la souris à l’aide d’une ostéotomie fémorale ouverte stabilisée avec un fil intramédullaire, qui ressemble au processus de réparation osseuse le plus courant, par la formation de callosités cartilagineuses, et peut être utilisé à la fois dans les investigations fondamentales et translationnelles dans lesquelles l’accès au site de fracture est nécessaire.
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Protocol
Toutes les expériences ont été approuvées par le Comité d’utilisation et de soins aux animaux du Centre des sciences de la santé de l’Université fédérale de Rio de Janeiro (Protocole numéro 101/21). Des souris mâles Balb/c âgées de 10 à 12 semaines (poids corporel de 25 à 30 g) ont été utilisées dans cette étude. L’intervention chirurgicale dure environ 15 à 20 minutes par souris. Avant chaque intervention, les instruments requis (énumérés dans le tableau des matériaux) doivent être organisés sur un champ chirurgical stérile recouvrant la table d’opération (Figure 1A). Les instruments chirurgicaux métalliques doivent être autoclavés dans des enveloppes auto-obturantes à 123 °C pendant 30 min. Les articles jetables, tels que les aiguilles et les compresses de gaze, doivent être obtenus stériles.
1. Préparation des animaux
- Anesthésier la souris et effectuer l’analgésie conformément au régime recommandé par le vétérinaire et approuvé par le programme de soins et d’utilisation des animaux de l’établissement.
REMARQUE : Si possible, une anesthésie par inhalation doit être effectuée de préférence. Une description du protocole d’anesthésie par inhalation se trouve dans le rapport d’Ewald et al.18. Cependant, si la fracture est produite pour des études d’ostéoimmunologie, ce type d’anesthésie doit être évité, car les preuves montrent que plusieurs anesthésiques volatils, y compris l’isoflurane, affectent l’activité des cellules immunitaires innées et adaptatives19,20. - Une fois la souris immobile, rasez la patte gauche, puis transférez-la sur la table d’opération sur un coussin chauffant chaud (voir Tableau des matériaux) à 37 °C recouvert d’un champ chirurgical stérile.
- Effectuez un lavage antiseptique de la zone d’incision en frottant la peau avec une éponge à 10% de povidone iodée. La désinfection doit commencer le long de la ligne d’incision et s’étendre vers l’extérieur selon un motif circulaire. Séchez la zone frottée avec des compresses de gaze stériles, lavez-la avec de l’éthanol à 70 % et séchez-la à nouveau avec une compresse de gaze stérile. Répétez cette procédure trois fois.
- Placez la souris en position de décubitus latéral droit et immobilisez les pattes avec du ruban adhésif chirurgical (Figure 1C).
- Drapez la souris de manière à ce que seule la région de l’incision soit visible (Figure 1D).
2. Intervention chirurgicale
- Pendant l’intervention chirurgicale, vérifiez constamment que la souris respire et fournissez des gouttes ophtalmiques dans ses yeux pour éviter la sécheresse et empêcher la souris de devenir aveugle.
REMARQUE : L’ensemble de la procédure chirurgicale prend généralement ~ 15 à 20 minutes lorsqu’elle est effectuée par un chirurgien qualifié. Par conséquent, l’application des gouttes ophtalmiques une fois au début de la procédure devrait suffire. Si la procédure commence à s’allonger, des applications supplémentaires peuvent être effectuées chaque fois qu’il est identifié que les yeux commencent à sécher. - Avant de procéder à l’incision, évaluez la profondeur de l’anesthésie en pinçant la queue pour vérifier le réflexe de réponse à la douleur et en inspectant visuellement le rythme respiratoire (en comptant le nombre de mouvements thoraciques par minute)21. Sous anesthésie optimale, la souris ne doit pas répondre à un pincement de la queue et le rythme respiratoire doit être d’environ 55 à 65 respirations/min21.
- Faire une incision parapatellaire latérale cutanée de 1 cm à l’aide d’une lame de scalpel (n° 11, voir tableau des matériaux), en commençant au niveau de la tubérosité tibiale et en s’étendant jusqu’au niveau de la rotule puis, sur une distance égale, vers le fémur distal (figure 1E).
- À l’aide de ciseaux émoussés, disséquez le fascia sous-cutané autour de la ligne d’incision pour exposer le fascia lata, le vaste latéral et les muscles du biceps fémoral22.
- À l’aide de la lame de scalpel numéro 11, faites une autre incision dans le fascia lata similaire à celle pratiquée dans la peau, en commençant au niveau de la tubérosité tibiale et en longeant l’aponévrose du biceps fémoral jusqu’au niveau du fémur distal, pour ouvrir la capsule articulaire et accéder à l’articulation du genou (Figure 1F, G).
- Effectuer une luxation médiale de la rotule en plaçant la pointe d’une pince à épiler de précision dentelée droite (voir tableau des matériaux) en dessous et en la poussant sur le côté avec les ligaments rotuliens et quadriceps, exposant ainsi les condyles du fémur (Figure 1H).
- En tenant le fémur à l’aide d’une pince à épiler à pointe dentelée, fléchissez le genou à 90° et perforez manuellement le canal intramédullaire du fémur à travers la fosse intercondylienne avec une aiguille hypodermique de 26 G (Figure 1I, J).
- En maintenant le genou fléchi à 90°, insérez un segment de 1,0 cm d’un fil de tige en acier inoxydable de 0,016 po (0,40 mm) (figure 1K, insert) (voir le tableau des matériaux) à travers l’ouverture dans le canal médullaire du fémur vers le grand trochanter (figure 1K).
REMARQUE : Le maintien du genou fléchi à 90° est crucial pour l’insertion correcte du fil dans le canal médullaire. Le non-respect de cette consigne entraînera l’extravasation du fil hors de l’os et des lésions des tissus mous environnantes. - Ajustez l’extrémité distale pré-pliée du fil à l’aide d’une pince à épiler droite à pointe dentelée pour le fixer fermement dans le condyle latéral (Figure 1L). En plus de fixer le fil en place, l’extrémité pliée facilitera le retrait post-mortem du fil.
- Séparez les muscles latéraux du vaste et du biceps fémoral par une dissection de l’extrémité émoussée à l’aide d’une pince à épiler à pointe dentelée pour accéder à la diaphyse distale du fémur (Figure 1M).
- Insérez un ciseau de dissection autour de la diaphyse du fémur à un angle d’environ 90° et effectuez doucement une ostéotomie corticale complète (Figure 1N).
REMARQUE : Les fémurs des souris sont faciles à couper. S’abstenir d’appliquer une force excessive pendant l’ostéotomie pour éviter la flexion du fil intramédullaire et la fragmentation étendue de la fracture. - Repositionnez les muscles et la rotule en poussant la pointe d’une pince à épiler droite dentelée de précision sur la région du condyle.
- Fermez le fascia musculaire avec une suture résorbable 6-0, puis la peau avec une suture en nylon 6-0 (voir le tableau des matériaux), les deux de manière simple et interrompue (Figure 1O).
- Transférez la souris dans une cage propre individuelle pour la récupérer. Une fois réveillée, la souris doit pouvoir se déplacer librement avec une mise en charge sans restriction.
- Dans les jours qui suivent la chirurgie, effectuer une analgésie conformément au régime recommandé par le vétérinaire et approuvé par le programme de soins et d’utilisation des animaux de l’établissement.
3. Imagerie par rayons X
- Anesthésiez la souris comme décrit à l’étape 1.1.
REMARQUE : Si la radiographie est réalisée juste après l’intervention chirurgicale et que la souris est toujours sous anesthésie optimale (étape 2.2), il n’est pas nécessaire d’effectuer cette étape. - Pour une vue latérale nette du fémur fracturé, placez la souris en position de décubitus dorsal et tirez légèrement le membre postérieur opéré sur le côté.
- Immobiliser les pattes avec du ruban adhésif chirurgical.
- Effectuer l’imagerie radiographique selon le protocole de l’équipement disponible.
REMARQUE : Pour cette étude, un générateur de rayons X dentaires numériques a été utilisé avec les paramètres suivants : tension de 70 kVp, courant de 7 mA et temps d’exposition de 0,2 s.
4. Traitement histologique et coloration H&E
- Euthanasier les souris en cas de surdose intrapéritonéale d’anesthésiques (veuillez vous référer au régime recommandé par le vétérinaire et approuvé par le programme de soins et d’utilisation des animaux de l’établissement). Après avoir vérifié la profondeur de l’anesthésie avec un pincement de la queue, effectuez une luxation cervicale. Ensuite, prélevez l’os fracturé, retirez l’excès de tissu musculaire environnant23 et fixez l’os dans une solution de formol tamponnée à 10% (pH 7,4) pendant 3 jours.
- Placer les échantillons d’os dans des cassettes d’histologie marquées (voir le tableau des matériaux) et les immerger dans de l’EDTA à 10 % dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), pH 7,4, pendant 14 jours pour la décalcification. Changez la solution de décalcification deux fois par semaine.
- Déshydrater les échantillons dans une série de solutions de concentrations croissantes d’éthanol (70 %, 80 %, 90 %, 100 %, 100 %) pendant 1 h chacune.
- Nettoyez les échantillons dans deux bains séquentiels de xylène pendant 30 minutes chacun.
- Pour l’infiltration de cire, immergez les échantillons dans deux bains de paraffine séquentiels à 60 °C pendant 30 min. Ensuite, intégrez les échantillons dans des blocs pour la section24.
REMARQUE : Pour mieux voir le durillon, enfoncez l’os avec son grand axe en position horizontale pour permettre des coupes longitudinales. - Coupez le tissu en sections de 4 μm d’épaisseur à l’aide d’un microtome (voir le tableau des matériaux).
- Faire flotter les coupes dans un bain-marie à 56 °C et monter les coupes sur des lames histologiques (voir Table des matériaux).
- Pour la coloration H&E, déparaffinez les lames dans trois bains séquentiels de xylène pendant 5 min et réhydratez le tissu dans une série de solutions de concentrations d’éthanol décroissantes (95 %, 80 % et 70 %) pendant 5 min.
- Rincez les lames à l’eau du robinet pendant 30 s, colorez les lames avec de l’hématoxyline Harris (voir tableau des matériaux) pendant 6 min et rincez-les à l’eau du robinet pendant 30 s supplémentaires.
- Plongez les lames dans de l’acide chlorhydrique à 1 % dans de l’éthanol pendant 30 s puis dans de l’éthanol à 70 % pendant 30 s.
- Teindre à l’éosine (voir tableau des matériaux) pendant 2 min et laver à l’eau du robinet pendant 30 s.
- Déshydrater les lames avec de l’éthanol (70 %, 80 % et 95 % pendant 5 min) et clarifier avec deux bains de xylène pendant 5 min chacun.
- Pour le montage, versez une à deux gouttes de support de montage (voir le tableau des matériaux) sur chaque lame et recouvrez la lame d’une lamelle propre.
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Representative Results
Le moyen le plus simple et le plus immédiat d’évaluer le succès de l’intervention chirurgicale dans la production de la fracture est l’imagerie radiographique. Des radiographies peuvent être effectuées immédiatement après la chirurgie, avec la souris encore sous anesthésie, puis 7 jours, 14 jours et 21 jours après la fracture pour évaluer la formation et la progression des callosités. Les schémas de fracture acceptables sont ceux dans lesquels les cortex sont complètement rompus, les fils sont correctement placés dans le canal médullaire et les lignes de fracture sont transversales (avec un angle de 90° par rapport à l’axe de l’os), obliques (motif courbé ou incliné sans déplacement de fragment) ou obliques courtes (environ 30° par rapport à l’axe de l’os) (Figure 2A-D). Ces modèles sont acceptables parce qu’ils progresseront tous vers la réparation par la formation osseuse endochondrale (c’est-à-dire avec la formation de callosités) si les fragments osseux sont correctement alignés (réduits), atteignant ainsi l’objectif principal du modèle. Par conséquent, les fractures inacceptables ne sont que celles qui présentent une fragmentation étendue (plusieurs petits fragments osseux), avec un raccourcissement du membre en raison d’un mauvais alignement et avec des fils mal placés (Figure 3). Les animaux présentant des schémas de fracture inacceptables doivent être exclus de l’étude. Avec le temps, un cal robuste et visible devrait être observé au site de fracture (Figure 4).
De plus, un examen histologique peut être effectué à 7 jours, 14 jours et 21 jours après la fracture pour évaluer la néoformation tissulaire dans la zone fracturée. Comme la fixation avec des fils intramédullaires permet un certain degré de mouvement des fragments osseux, le processus de régénération suit le mécanisme endochondral de l’ossification, dans lequel des zones robustes de cartilage hyalin sont observées autour de la ligne de fracture au jour 7 (Figure 5A,B). Au jour 14, des fronts d’ossification sont observés autour de la zone cartilagineuse, formant de l’os trabéculaire et des cavités remplies de moelle osseuse reconstituée (Figure 5C,D). Enfin, au jour 21, les zones cartilagineuses sont presque complètement remplacées par de l’os trabéculaire, ce qui indique un pontage osseux réussi (Figure 5E,F) et la validité du modèle pour les études de cicatrisation des fractures.
Figure 1 : Photomicrographies illustrant les étapes de l’intervention chirurgicale pour produire des fractures diaphysaires du fémur fixées à l’aide d’un fil intramédullaire chez la souris. (A) Organisation des instruments chirurgicaux stériles sur la table d’opération. (B) Injection intrapéritonéale des anesthésiques. (C) Positionnement de la souris en position de décubitus latéral et immobilisation des pattes. (D) Drapage de la souris, ne laissant exposée que la zone qui sera opérée. (E) L’incision parapatellaire latérale cutanée. (F,G) Vues de l’incision du fascia lata. (H) Luxation médiale de la rotule, exposant la région du condyle fémoral. (I) Positionnement de l’aiguille dans la fosse intercondylienne. (J) Perforation du canal médullaire fémoral. (K) Insertion du fil intramédullaire à travers l’ouverture fémorale. (L) Réglage de l’extrémité courbée du fil dans le condyle latéral. (M) Séparation émoussée des muscles environnants. (N) Ostéotomie fémorale corticale complète. (O) Fermeture des tissus mous. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Radiographies représentatives des schémas de fracture acceptables. (A,B) Fractures diaphysaires transversales (les lignes de fracture forment un angle de 90° par rapport à l’axe de l’os). (C) Fracture oblique courte (la ligne de fracture est inférieure à 30° par rapport à l’axe de l’os). (D) Fracture fragmentaire réductible (quelques petits fragments d’os sont visibles, mais l’alignement anatomique de l’os demeure). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Radiographies représentatives de fils mal placés. (A) Chez cette souris, le fil n’est pas à l’intérieur du canal médullaire du fragment de fémur proximal, ce qui entraîne une fixation incorrecte de l’os fracturé. (B) Dans ce cas, le fil n’a traversé aucun fragment d’os et l’os fracturé n’est pas du tout aligné. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Callosité visible au site de la fracture. Radiographies représentatives des callosités de fracture le jour 14 (A) et le jour 21 après la chirurgie, montrant que le processus de régénération du modèle suit la voie indirecte (endochondrique). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Analyse histologique des callosités fracturées. Images représentatives d’os fracturés le jour 7 (A, B), le jour 14 (C, D) et le jour 21 (E, F) après la chirurgie colorés avec H & E. Notez l’évolution du cal ; le cal se présente d’abord avec de vastes zones de cartilage hyalin autour de la ligne de fracture (insert en A, grossi en B), ces zones servent alors de modèles pour la formation de l’os trabéculaire (insert en C, grossi en D), et le processus aboutit au remplacement complet du cartilage par de l’os et, par conséquent, au pontage osseux (insert en E, grossi en F). Barres d’échelle : (A,C,D) 500 μm ; (B,D,F) 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Alors que le nombre de fractures augmente dans le monde 9,10,25, les traitements innovants pour les non-unions deviennent de plus en plus urgents. Comme la cicatrisation des fractures implique une somme complexe et étroitement orchestrée d’événements qui se produisent sur une longue échelle de temps3, l’utilisation de modèles animaux valides est essentielle pour améliorer notre compréhension des mécanismes qui déterminent le succès de la réparation osseuse et pour sélectionner des médicaments et des protocoles thérapeutiques efficaces16,17.
Chez la souris, le fémur et le tibia peuvent être utilisés pour les études de guérison des fractures des os longs. Dans ce modèle, le fémur a été choisi à la place du tibia car il s’agit d’un os droit avec un diamètre plus grand et une meilleure couverture des tissus mous. D’autre part, la diaphyse du tibia de souris est courbée et son calibre diminue progressivement le long de l’extrémité distale, ce qui complique l’insertion de dispositifs de fixation intramédullaire26. Par conséquent, les caractéristiques du fémur le rendent idéal pour les modèles dans lesquels la fixation intramédullaire est prévue. En ce qui concerne le sexe, des souris mâles ont été utilisées, car il existe des preuves que les mâles présentent une cicatrisation plus rapide des fractures avec une formation de callosités cartilagineuses plus importante que les femelles27. Cependant, si nécessaire, la technique peut être facilement adaptée aux femmes en ajustant simplement la taille du fil intramédullaire pour s’adapter à la longueur légèrement plus petite du fémur féminin.
Par rapport aux modèles de fracture fermée qui utilisent le mécanisme de flexion en trois points avec la guillotine28, le modèle de chirurgie ouverte décrit ici est également avantageux car il expose le site de la fracture, ce qui permet au chercheur de voir visuellement la fracture se produire. Cette visualisation permet d’éviter les erreurs techniques qui se traduisent par les schémas de fracture inacceptables suivants : déplacement important des fragments, qui ne permet pas le réalignement anatomique de l’os (fractures non réductibles) ; fragmentation importante de l’os en plusieurs petits morceaux (comminution), une condition qui peut nuire au processus de réparation ; et/ou le mauvais positionnement des dispositifs de fixation. Comme la fracture est causée par une ostéotomie douce dans ce modèle, un déplacement important des fragments et/ou une fragmentation n’est généralement pas observé.
Cependant, la technique est limitée dans le sens où elle nécessite de plus grandes compétences chirurgicales techniques et une meilleure connaissance de l’anatomie de la souris que les autres méthodes. De plus, la petite taille de la souris rend la manipulation plus délicate par rapport aux rats ou aux grands modèles animaux. Une fois que ces limites sont surmontées grâce à l’entraînement, le taux de réussite dans la production de fractures acceptables est de près de 100 %, ce qui réduit le nombre de prélèvements d’animaux de l’étude.
De plus, le modèle de fracture en chirurgie ouverte permet l’application locale d’agents thérapeutiques, tels que les cellules souches/progénitrices, les biomatériaux et/ou les médicaments pharmaceutiques, qui ne seraient pas possibles à appliquer par administration percutanée ou systémique26. Enfin, la fixation à l’aide de dispositifs intramédullaires est plus facile, moins coûteuse et plus personnalisable qu’avec des dispositifs à plaque et externes et imite la stratégie clinique la plus couramment utilisée pour le traitement des fractures des os longs29. Par conséquent, le modèle décrit ici représente un modèle peu coûteux pour étudier la cicatrisation des fractures, à la fois dans des contextes de base et translationnels, ce qui signifie que cette étude contribue non seulement à une meilleure connaissance de la biologie de la cicatrisation des fractures, mais aussi au développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour la réparation osseuse.
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Disclosures
Les auteurs n’ont pas d’intérêts financiers contradictoires.
Acknowledgments
Ces travaux ont été financés par la Fondation Carlos Chagas Filho pour le soutien à la recherche de l’État de Rio de Janeiro (FAPERJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alcohol 70º | Merck | 109-56-8 | Or any general available supplier |
| Canada balsam (mounting medium) | Merck | C1795 | Or any general available supplier |
| Cefazoline | ABL | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Coverslip | Merck | CSL284525 | Or any general available supplier |
| Dental X-Ray Generator | Focus | - | Sold by Instrumentarium Dental Inc. |
| DEPC water | Merck | W4502 | Or any general available supplier |
| Dissecting Scissor | ABC Instrumentos | 0327 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| EDTA | Vetec | 60REAVET014340 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Eosin solution | Laborclin | EA-65 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Ethanol P.A | Vetec | 60REAVET012053 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Gauze pads | Cremer | Not applicable | Or any general available supplier |
| Harris Hematoxylin Solution | Laborclin | 620503 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Heating pad | Tonkey Electrical Technology | E114273 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Histological slides | Merck | CSL294875X25 | Or any general available supplier |
| Histology cassettes | Merck | H0542-1CS | Or any general available supplier |
| Hydrochloric acid - 37% | Merck | 258148 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Insulin syringe | BD | 324918 | Or any general available supplier |
| Iodopovidone sponge | Rioquímica | 372106 | Or any general available supplier |
| Ketamine hydrochloride | Ceva | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Lacribel collyrium | Cristalia | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Microtome | Leica | 149AUTO00C1 | |
| Mouse Tooth Forceps Tweezer | ABC Instrumentos | 0164 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Needle 26 G | BD | 2239 | Or any general available supplier |
| Needle Holder | Golgran | 135-18 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Nonresorbable Nylon Suture thread nº 6 | Atramat | C1546-NT | Or any general available supplier |
| Paraffin | Exodo | 8002 - 74 - 2 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Paraformaldehyde | Sigma | 30525-89-4 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| PBS 1x | Lonza | BE17-516F | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Resorbable Nylon Suture thread nº 6 | Atramat | C1596-45B | Or any general available supplier |
| Rod Wire SS CrNi 0.016" | Orthometric | 56.50.2016 | |
| Scalpel nº 11 | Descarpak | 15782 | Or any general available supplier |
| Serrated Tip Tweezer | Quinelato | QC.404.12 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Shaver | Phillips | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Surgical tape | 3M | 2734 | Or any general available supplier |
| Surgical tnt field | Polarfix | 6153 | Or any general available supplier |
| Tramadol hydrochloride | Teuto | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Water bath for histology | Leica | HI1210 | |
| Xylazine hydrochloride | Ceva | Not applicable | Similar brands of the item may be used according to local availability |
| Xylene | Dinamica | 60READIN001105 | Similar brands of the item may be used according to local availability |
References
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