Summary
Wir stellen eine Methode vor, um marine Gnathiiden-Asseln-Parasiten mit Hilfe von Lichtfallen zu sammeln, die an Feldstandorten durch Tauchen mit angehaltenem Atem oder Gerätetauchen aufgestellt werden.
Abstract
Es wird eine Methode vorgestellt, um marine gnathiide Asselnparasiten mit Hilfe von Lichtfallen zu sammeln. Gnathiide Asseln sind eine wichtige Gruppe von Meeresfischparasiten, die sich hauptsächlich nachts von Blut und Flüssigkeit von Wirtsfischen ernähren. Wie Zecken und Mücken an Land verbinden sie sich nur vorübergehend mit ihrem Wirt und verbringen die meiste Zeit ihres Lebens frei im Benthos. Aufgrund ihrer hohen Mobilität und ihrer vorübergehenden und überwiegend nächtlichen Assoziation mit Wirten können sie nicht ohne weiteres durch den Fang freilebender Wirte gesammelt werden. Sie werden jedoch leicht von Unterwasserlichtquellen angezogen, wodurch die Möglichkeit besteht, sie in Lichtfallen zu sammeln. Hier werden das Design und die einzelnen Schritte beim Einsatz und der Verarbeitung von speziell angepassten Lichtfallen zum Sammeln freilebender Stadien von Gnathiiden skizziert. Probenergebnisse und mögliche Modifikationen des Basisprotokolls für eine Vielzahl unterschiedlicher Probenahmeanforderungen werden vorgestellt und diskutiert.
Introduction
Parasitische Krebstiere sind wichtig für die Ökologie und Lebensgeschichte von Rifffischen. Die Biomasse und Energie, die sie ihren Wirten entziehen, ist beträchtlich und beeinflusst das Verhalten, die Physiologie und das Überleben1. Gnathiide Asseln stellen die prominenteste Gruppe von Fischparasiten in tropischen und subtropischen Riffsystemen dar, wo sie sowohl reichlich als auch vielfältig sind 2,3 und das Hauptnahrungsmittel von Putzerfischen sind 4,5. Gnathiiden sind in der Regel 1-3 mm groß. Sie haben eine ungewöhnliche Lebensgeschichte, in der sich nur die drei Jungstadien vom Blut und den Körperflüssigkeiten der Fische ernähren 6,7. Sie sind nachts am aktivsten8,9, und während das Sehvermögen eine gewisse Rolle zu spielen scheint, verlässt sich die Wirtssuche 10 stark auf olfaktorische Hinweise, um Wirte 11,12 zu finden. Jede der drei juvenilen Fütterungsphasen ernährt sich von einem einzigen Wirtsfisch, wobei jedes Futter durch eine Häutungsphase getrennt ist. Nach der letzten Fütterung verwandeln sich die Larven des dritten Stadiums in nicht fressende erwachsene Tiere, die sich vermehren und dann sterben. Da die Fütterung nur eine kurze Assoziation mit dem Wirt erfordert, während jedes Intervall zwischen den Fütterungen Tage dauert, verbringen Gnathiiden die meiste Zeit ihres Lebens frei im Benthos.
Gnathiiden beeinflussen Wirte auf vielfältige Weise1. Abgesehen von ihrer Rolle als Treiber der Interaktionen zwischen Putzerfischen und Klienten 13,14,15 können Gnathiide den Cortisolspiegel erhöhen und den Hämatokrit in erwachsenen Fischwirtensenken 16 und in hoher Zahl sogar zum Tod führen 17. Für Jungfische kann sogar ein einzelner Gnathiid tödlich sein18,19,20, und selbst wenn der Fisch überlebt, ist seine Fähigkeit, um Platz zu konkurrieren und Raubtieren zu entkommen, beeinträchtigt 20,21,22. Das Vermeiden von Gnathiiden kann bei einigen Rifffischen sogar einer der Vorteile der nächtlichen Wanderung darstellen23.
Neben Putzerfischen können die Gnathiidenpopulationen auch von anderen mikrofleischfressenden Fischen24 sowie Korallen25,26 beeinflusst werden. Die Erwärmung der Ozeane und der damit verbundene Verlust lebender Korallen scheinen gegensätzliche Auswirkungen auf die Gnathiiden zu haben27,28,29.
Angesichts ihrer eindeutigen ökologischen Bedeutung und des wahrscheinlichen Einflusses anthropogener Umweltveränderungen auf ihre Populationen gibt es zwingende Gründe, sie in ökologische Studien von Korallenriffen einzubeziehen. Ihre einzigartige Lebensgeschichte und die geringe Anzahl von Forschern, die sie untersuchen, stellen jedoch ein Hindernis für die Entwicklung, Implementierung und Verbreitung zuverlässiger, reproduzierbarer Probenahmemethoden dar, um sie für die Forschung zu sammeln.
Lichtfallen werden seit langem verwendet, um kleine Meeresorganismen in der Nacht zu sammeln30,31. Sie machen sich die Tatsache zunutze, dass viele nachtaktive Organismen, darunter auch Gliederfüßer, von Licht angezogen werden. Traditionell wurden sie verwendet, um planktonische Organismen in der Wassersäulezu sammeln 30. Die Grundprinzipien lassen sich jedoch auf das Sammeln von freischwimmenden Organismen anwenden, die in der Nähe des Benthos aktiv sind. Hier stellen wir eine Lichtfangmethode vor, die für das Sammeln freilebender Stadien von gnathiiden Asseln in der Nähe des Meeresbodens in abgelegenen Korallenriffumgebungen wie den Philippinen geeignet ist. Für das Sammeln in abgelegenen Gebieten bieten diese Lichtfallen (Abbildung 1) einige Vorteile gegenüber anderen Methoden, die zum Sammeln dieser Organismen entwickelt wurden32. Sie sind sehr tragbar und langlebig und benötigen nur drei Teile, die leicht erhältlich und kostengünstig sind. Sie sind auch negativ schwimmfähig, da sie beim Einsatz vollständig mit Meerwasser gefüllt sind. Da sie auf Licht als Anziehungskraft angewiesen sind, sind sie nur nachts wirksam, um nachtaktive Arten zu sammeln. Sie ziehen auch mehr als die Zielarten an, so dass die Proben unter einem Sezierfernrohr sortiert werden müssen, um die Zielorganismen zu erhalten. Unser Team und unsere Mitarbeiter haben bisher drei Methoden angewandt, um Gnathiiden in Korallenriffsystemen auf der ganzen Welt zu sammeln32. Dazu gehören Auflauffallen, Reusen mit lebenden Fischködern und leichte Reusen, die jeweils Vor- und Nachteile haben.
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Protocol
Die Entnahme von Proben wurde vom Department of Agriculture-Bureau of Fisheries and Aquatic Resources (0154-18 DA-BFAR) in Übereinstimmung mit den philippinischen Gesetzen und Vorschriften (RA 9147; FAO 233) und von der Tierethikkommission der Universität Silliman (SU) genehmigt.
1. Lichtfallen
- Konstruktion
- Konstruieren Sie Lichtfallen aus handelsüblichen Polyvinylchlorid (PVC)-Rohren, die ursprünglich für Rohrleitungen entwickelt wurden. Verwenden Sie PVC mit einem Durchmesser von 10-15 cm, das auf eine Länge von 30-40 cm zugeschnitten ist (Abbildung 1).
- Fügen Sie an beiden Enden der Röhrchen PVC-"Kappen" mit einem transparenten Acryltrichter hinzu, der in der Mitte der Öffnung eingesetzt ist, und kleben Sie sie mit transparentem Epoxidkleber fest (Abbildung 1). Trocknen lassen.
- Stellen Sie sicher, dass ein Ende des Rohrs einen aufschraubbaren oder anderweitig abnehmbaren Deckel hat und dass beide Enden wasserdicht sind, wenn die Falle "geschlossen" ist (z. B. durch Hinzufügen eines O-Rings).
- Lichtquelle
- Schalten Sie vor dem Einsatz eine Unterwasserlampe/Taschenlampe ein (siehe Materialtabelle) und legen Sie sie in die Röhre, mit Blick auf einen der transparenten Trichter, so dass das Licht der Unterwasserlampe den Bereich vor einer Seite der Röhre beleuchtet. Bei Bedarf können anstelle von Unterwassertaschenlampen chemische Leuchtstäbe verwendet werden, deren Lichtintensität jedoch geringer ist.
ANMERKUNG: Das Licht zieht eine Vielzahl kleiner nachtaktiver Organismen31, einschließlich Gnathiiden, an und treibt sie an, durch den durchsichtigen Trichter in die Röhre zu schwimmen. Sobald sie in die Röhre eingedrungen sind, können sie aufgrund der Geometrie der Lichtfalle (kleine Trichteröffnung) und des anhaltenden Vorhandenseins einer Lichtquelle nicht mehr entkommen.
- Schalten Sie vor dem Einsatz eine Unterwasserlampe/Taschenlampe ein (siehe Materialtabelle) und legen Sie sie in die Röhre, mit Blick auf einen der transparenten Trichter, so dass das Licht der Unterwasserlampe den Bereich vor einer Seite der Röhre beleuchtet. Bei Bedarf können anstelle von Unterwassertaschenlampen chemische Leuchtstäbe verwendet werden, deren Lichtintensität jedoch geringer ist.
- Platzierung
- Wenn Sie sich am Einsatzort im Wasser befinden, füllen Sie die Lichtfallen bei eingeschaltetem Licht mit Meerwasser und sichern Sie beide Enden. Um sicherzustellen, dass sich der Brenner nicht unter der Trichterspitze befindet oder diese blockiert, kippen Sie die "Vorderseite" des Rohrs nach oben, damit der Brenner wieder vom Trichter weggleiten kann.
- Platzieren Sie Fallen auf dem Meeresboden, im Sand oder Geröll, neben Korallenköpfen oder anderen komplexen Strukturen, von denen bekannt ist, dass sie Fische anziehen. Fokussieren Sie den Lichtkegel "nach innen", auf Bereiche, in denen sich Fische ansammeln.
HINWEIS: Im flachen Wasser können Fallen durch Tauchen mit angehaltenem Atem platziert werden. Für eine tiefere Bereitstellung ist ein Tauchen erforderlich.
- Rückgewinnung
- Versiegeln Sie unmittelbar vor dem Herausholen der Falle die Öffnungen beider Trichter (an beiden Enden des Rohrs) mit einem Stück Modelliermasse oder Gummistopfendichtung, um das gesamte Meerwasser und die darin enthaltenen Organismen zu halten.
Anmerkungen: Die Organismen verbleiben in der Falle, sobald die Batterien der Lichter leer sind und das Licht nicht mehr leuchtet. Dies bietet Flexibilität bei der Bergung der Fallen ("Einweichzeit"). Faktoren, die bei der Entscheidung über die Einweichzeit zu berücksichtigen sind, werden im Folgenden vorgestellt (siehe Diskussion).
- Versiegeln Sie unmittelbar vor dem Herausholen der Falle die Öffnungen beider Trichter (an beiden Enden des Rohrs) mit einem Stück Modelliermasse oder Gummistopfendichtung, um das gesamte Meerwasser und die darin enthaltenen Organismen zu halten.
- Transport
- Sobald die Fallen vom Boden geborgen wurden, tragen Sie sie zu einem Boot oder schwimmen Sie an Land.
- Bewahren Sie Fallen in der Nähe der Umgebungstemperatur des Meerwassers auf, sobald sie aus dem Ozean entfernt wurden.
- Transportieren Sie sie so schnell wie möglich zur Verarbeitung ins Labor, da nach der Entnahme aus dem Meer kein Gas- oder Wasseraustausch stattfindet.
2 Verarbeitung im Labor
- Lagerung und Filterung der Proben
- Sobald die Lichtfallen aus dem Meer entfernt und zurück ins Labor gebracht wurden, entleeren Sie ihren Inhalt in Eimer mit frischem Meerwasser.
- Fügen Sie Belüftung hinzu, um die Organismen bis zum Filtern am Leben zu erhalten.
- Filtern Sie den Inhalt des Eimers, indem Sie ihn durch einen mit 50-100 μm Planktonnetz ausgekleideten Trichter gießen und den Inhalt dann in einen 100-ml-Behälter mit frischem Meerwasser entleeren.
- Verwenden Sie eine Pipette, um aus diesem kleineren Behälter zu ziehen und Aliquots der Probe zur Mikroskopie in eine Petrischale zu geben. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die gesamte Probe verarbeitet ist.
- Identifizierung und Aufzucht von Gnathiiden
- Da Lichtfallenproben mehrere Arten kleiner wirbelloser Tiere anziehen, sollten Sie die Proben sorgfältig untersuchen, um gnathiide Asseln zu identifizieren und zu entfernen. Eine 10- bis 20-fache Vergrößerung ist für diese Aufgabe am besten geeignet (Abbildung 2).
HINWEIS: Für die Identifizierung von Gnathiiden auf Familienebene sind keine lebenden Exemplare erforderlich. Für die morphologische Artbestimmung und -zucht werden jedoch adulte Gnathiiden benötigt, die selten in Lichtfallen gefangen werden (siehe Referenz 1,3,9 für eine Methodik zur Zucht und Aufzucht von Gnathiiden in Gefangenschaft). - In Fällen, in denen Gnathiiden für die Aufzucht am Leben erhalten werden müssen, entfernen Sie sie vorsichtig mit einer Pipette und legen Sie sie in kleine Plastikbehälter mit frischem Meerwasser.
- Da Lichtfallenproben mehrere Arten kleiner wirbelloser Tiere anziehen, sollten Sie die Proben sorgfältig untersuchen, um gnathiide Asseln zu identifizieren und zu entfernen. Eine 10- bis 20-fache Vergrößerung ist für diese Aufgabe am besten geeignet (Abbildung 2).
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Representative Results
Für die Probenahme auf den Zentralphilippinen wurde das skizzierte Fallendesign (Abbildung 1) verwendet. Wenn 36 Fallen über Nacht (an einem Standort) aufgestellt wurden, wurden 1 bis 1343 Gnathiiden pro Falle (275 ± 54) gesammelt. Dazu gehörten sowohl gefütterte als auch ungefütterte Jungstadien (Abbildung 2; Tabelle 1, 2). Diese Ergebnisse zeigen die Wirksamkeit von Lichtfallen für das Sammeln von Gnathiidenasseln unter den Untersuchungsbedingungen. Abbildung 3 zeigt die Platzierung der Falle unter Wasser.
Diese Methode zur Gnathiidensammlung ist effektiv und flexibel genug für verschiedene Feldstandorte und wissenschaftliche Fragestellungen. Referenz29 verwendete beispielsweise Lichtfallen, um die Auswirkungen der Korallenbedeckung und der Fischbiomasse auf die Häufigkeit von Gnathiiden zu quantifizieren (Abbildung 4), und Referenz33 verwendete ähnliche Fallen, um die Auswirkungen von Hurrikanen auf genetische Haplotypen zu quantifizieren (Abbildung 5). Während andere Techniken für das Sammeln von Gnathiiden entwickelt und verwendet wurden32, ist diese Technik besonders effizient (Tabelle 3). Emergenzfallen, "Zelte" aus Planktongewebe32, benötigen große Plattformen für den Transport, sind schwer zu entfalten und reißen leicht, so dass sie ständig repariert werden müssen. Außerdem sammeln sie nur selten gefütterte Jungstadien. Reusen, die mit lebenden Fischen32 geködert sind (notwendig, da sich Gnathiiden nicht von toten Fischen ernähren), erfordern den Fang und die Unterbringung lebender Fische. Dies erschwert den Einsatz an abgelegenen Orten. Darüber hinaus beruht ihre Wirksamkeit auf olfaktorischen Signalen11,12, die von der Größe des Fisches, der Größe der Öffnungen der Falle und den Wasserströmungen beeinflusst werden. Sie sammeln tendenziell weniger Gnathiiden, sind schwieriger zu bergen als Lichtfallen und sammeln nur gefütterte Stadien.
Abbildung 1: PVC-Schläuche mit Lichtfalle. Rechts: Draufsicht, mit dem durchscheinenden Trichter, der mit Acrylkleber in die Tube geklebt ist, sichtbar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Eine gnathiide Assel in einer Petrischale nach dem Fang. Man beachte die durchsichtige Körperflüssigkeit des Fisches und das bräunlich-rote Fischblut im Darm des Gnathiiden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Eine modifizierte Lichtfalle (Vordergrund), in der das Licht nach unten gerichtet ist. Dieses Design kann bei ruhigem Seegang verwendet werden, um das Substrat unter der Falle direkter zu beproben. Im Hintergrund sind Emergenfallen zu sehen. Diese Abbildung ist mit freundlicher Genehmigung von Referenz32 abgedruckt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Boxplots, die Unterschiede in der Verteilung zeigen. Boxplots, die Unterschiede in der Verteilung (A) der Abundanz der Gnathiiden im ersten Stadium, (B) der Hyperhäufigkeit des ersten Stadiums, (C) der Gesamthäufigkeit und (D) des extrahierten Blutvolumens pro Fischbiomasse zeigen. Der Stichprobenumfang für jede Teilgruppe wird in Klammern unter jedem Teilgruppenmittelwert angezeigt. Kästchen zeigen die Kanten des ersten und dritten Quartils an, während Whisker das dritte Quartil plus das 1,5-fache des Interquartilsabstands anzeigen. Für (C) sind Scharniere eine Annäherung an das 95%-Konfidenzintervall. Die Unterschiede bei (A), (B) und (C) sind signifikant; siehe Anlage S1: Tabelle S7 in Referenz29. Diese Abbildung ist mit freundlicher Genehmigung von Referenz29 abgedruckt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Haplotyp-Netzwerke, die die genetische Diversität von Gnathia marleyi und ihre räumliche Verteilung vor und nach den Hurrikanen 2017 repräsentieren. Die Datensätze vor und nach dem Hurrikan sind in den Feldern I bzw. II angegeben. Die Haplotypen, die sowohl in den Datensätzen vor als auch nach dem Hurrikan gefunden wurden, werden durch die Haplotypnummer angegeben. Die Haplogruppen A, B und C sind durch gestrichelte Kästchen gekennzeichnet. Diese Abbildung ist mit freundlicher Genehmigung von Referenz33 abgedruckt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Gnathiide Zählung | Lichtfallen (n) | Gesamtzahl | Bedeuten | Median | Minimum (pro Falle) | Maximum (pro Falle) | Standardfehler (+-) |
| Gesamt | 34 | 9336 | 275 | 191 | 1 | 1343 | 54 |
| Leben | 34 | 6605 | 206 | 114 | 4 | 1226 | 46 |
| Tot | 34 | 2667 | 86 | 42 | 1 | 659 | 24 |
Tabelle 1: Zusammenfassende Statistiken für die Gnathiidenzahlen von 36 Lichtfallen, die von Juli bis September 2017 im Bantayan-Korallenriff auf den Philippinen durch Tauchen mit angehaltenem Atem über Nacht eingesetzt wurden. Der numerische Wert in der Spalte " Lebend " bezieht sich auf Gnathiiden aus der Lichtfalle, die zum Zeitpunkt der Zählung am Leben waren, die Spalte " Tote " bezieht sich auf Gnathiiden, die tot waren, und die Spalte "Gesamt " ist die Gesamtsumme der Anzahl der toten und lebenden Gnathiiden.
| Gnathiide Zählung | N | Gesamtzahl | Bedeuten |
| Gesamt | 10 | 434 | 43 |
Tabelle 2: Zusammenfassende Statistiken für die Anzahl der Gnathiiden von Lichtfallen, die 3 Stunden lang im Bantayan-Korallenriff in der Provinz Negros Oriental, Philippinen, von Juli bis August 2022 eingesetzt wurden.
| Art der Überfüllung | Median-Anzahl | 95 % KI | |
| Senken | Oberer | ||
| Ungeködertes Auftauchen | 0.31 | 0.04 | 0.81 |
| Auftauchen mit Fischködern | 0.42 | 0.19 | 0.69 |
| Stativ mit Fischködern | 0.92 | 0.46 | 1.46 |
| Offenmaschige Fischköder | 1.5 | 0.35 | 3.54 |
| Beleuchtete Planktonfalle | 5.69 | 2.69 | 9.58 |
Tabelle 3: Die Leistung verschiedener Fallendesigns, einschließlich Lichtfallen, in der Karibik wurde verglichen. Schätzwerte der Medianzahl pro Probe und 95%-Konfidenzintervalle für jedes Fallendesign wurden im Vergleich mit mehreren Fallen ausgewertet. Die Schätzungen wurden aus 10.000 Bootstrapping-Iterationen abgeleitet, wobei die 26 Stichprobenzählungen für jeden Trap-Typ ersetzt wurden. Diese Tabelle wurde mit Genehmigung von Referenz32 angepasst.
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Discussion
Herkömmliche Lichtfallen, wie sie zum Sammeln von Fischlarven verwendet werden, sind groß und hängen in der Wassersäule34. Im Gegensatz dazu sind die hier beschriebenen Lichtfallen klein und werden auf dem Meeresboden eingesetzt. Diese Fallen lassen sich leicht transportieren und schnell einsetzen. Sie können durch (Frei-)Tauchen mit angehaltenem Atem an flachen Stellen (wie in dieser Studie) oder beim Tauchen an tieferen Stellen platziert werden und ziehen sowohl gefüttert als auch ungefüttert an
juvenile Stadien.
Variationen der hier beschriebenen benthischen Lichtfallen zur Untersuchung von Gnathiiden wurden von unserem Team und unseren Mitarbeitern für eine Vielzahl von Zwecken verwendet, und je nach spezifischem Zweck können Änderungen im Design oder Protokoll vorgenommen werden (Abbildung 3). Diese werden im Folgenden beschrieben.
Einige Studien erfordern lebende Gnathiiden. Dazu gehören Studien, die die Quelle (Fischarten) von Blutmahlzeiten identifizieren35,36 oder Studien, die eine Aufzucht erfordern. Die Lichtfallen in dieser Studie waren 30 cm lang, hatten einen Durchmesser von 10,16 cm und damit ein Volumen von ~1,3 l. Wenn sie mit Organismen überfüllt sind, kann der Sauerstoffbedarf in der Röhre die Sauerstoffzufuhr über die Anschlüsse übersteigen, was zum Absterben der Organismen führt und das Problem verschlimmert. Um dies zu vermeiden, kann die Falle für kürzere Zeiträume eingesetzt oder modifiziert werden, indem ihr Volumen vergrößert wird (PVC mit größerem Durchmesser) oder zusätzliche Löcher hinzugefügt werden, die mit Planktongittern abgedeckt sind 9,29,32. Beachten Sie, dass PVC mit größerem Durchmesser zwar verwendet werden kann, um das Volumen zu vergrößern, dies jedoch auf Kosten einer geringeren Tragbarkeit geschieht, was dazu führt, dass weniger Fallen zum Einsatzort transportiert werden müssen. Dies ist besonders besorgniserregend, wenn der Transport längere Schwimmstrecken an der Oberfläche und/oder die Verwendung kleiner Boote mit begrenztem Stauraum beinhaltet.
Alternativ oder zusätzlich kann die Falle für eine kürzere Dauer eingesetzt werden. Ein großer Vorteil dieser Konstruktion besteht darin, dass die Falle zwar nur nachts (wenn das Licht wirksam ist) Organismen sammelt, aber jederzeit aufgestellt und zurückgeholt werden kann. Um so viele Gnathiiden wie möglich zu sammeln, stellten wir vor Sonnenuntergang Fallen auf und holten sie kurz nach Sonnenaufgang am nächsten Tag. Um jedoch die Anzahl der lebenden Gnathiiden zu maximieren, begrenzen wir den Einsatz auf 3-4 Stunden Dunkelheit. Eine kurze Abbindezeit reduziert auch die Menge an "Beifang", die sortiert werden muss, um die Gnathiiden zu extrahieren.
Die hier beschriebenen Fallen liegen horizontal, wobei der Lichtstrahl in eine Richtung zeigt. So erstreckt sich das Reizsignal so weit, wie das Licht scheint, und durchläuft in der Regel mehrere Substrattypen, und etwas Licht wird auch aus dem hinteren Trichter emittiert. Um die Probenahme auf ein bestimmtes Substrat in geringem Abstand von der Falle zu fokussieren, kann die Falle so modifiziert werden, dass sie vertikal sitzt, wobei das Licht nach unten zeigt (Abbildung 3). Dies wird erreicht, indem "Beine" hinzugefügt werden, um ein Stativ zu bilden29,32. Diese Art von Lichtfalle ist jedoch nur bei schwachem Strom sinnvoll.
Die Taschenlampe, die wir verwendet haben (siehe Materialtabelle), benötigt vier (4) AAA-Batterien. Wir verwenden wiederaufladbare Batterien, um Kosten und Abfall zu reduzieren. Die Brenndauer dieser Leuchten beträgt ca. 12 Stunden, wodurch sie über Nacht funktionieren können. Ein geeigneter Ersatz sind jedoch "Leuchtstäbe". Diese sind besonders nützlich, wenn Sie in tieferem Wasser ansetzen, wie z. B. mesophotischen Riffen.
Während die hier beschriebenen Lichtfallen ein breites Spektrum an kleinen, beweglichen Wirbellosen anziehen, ist die Zusammensetzung dieses Beifangs sehr variabel. Wenn sie jedoch in einem Lebensraum angesiedelt sind, der Geröll und Fische umfasst, werden Gnathiiden regelmäßig gefangen. Obwohl sich diese Demonstrationsstudie auf Standorte auf den Philippinen konzentrierte, wurden Fallen ähnlicher Bauart auch erfolgreich für Studien an Standorten in der Karibik und im Great Barrier Reef eingesetzt.
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Disclosures
Die Autoren erklären, keine Angaben zu machen.
Acknowledgments
Die Finanzierung erfolgte durch die US National Science Foundation (NSF, OCE 2023420 und DEB 2231250, P. Sikkel PI). Wir danken der Gemeinde Dumaguete City, Negros Oriental, Philippinen, für die Erlaubnis, diese Studie durchzuführen. Wir danken auch den vielen Freiwilligen für ihre Unterstützung vor Ort und den Mitarbeitern und unseren Kollegen am Institut für Umwelt- und Meereswissenschaften der Silliman University für ihre Unterstützung.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buckets, small sample containers | hardware store | ||
| Funnels | Supplier No. 2209-03 | Funnels: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE - 75 mm (3”) | https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels |
| Main body of light traps (made from commercially available PVC sanitarty pipes) | (SKU 145640) | Alasco Sanitary uPVC Pipes Series 1000 107mm/4' | https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/. This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used |
| Modeling clay | Can be found in art suppliy and childreans toy stores | To seal the funnel after retreival | |
| Plankton mesh (50-100 µm) | any reputable brand and source | https://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883 | |
| Screw on lids for the light trap | Alasco Sanitary Clean-Out 4" | https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used | |
| Scuba/snorkel equipment | any reputable brand and source | ||
| Stereo-microscopes | Scientific suppliers | ||
| Underwater touches | Princeton Tec Ecoflare or Fantasea Nanospotter 6023 |
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