本文介绍了一种新颖的实验方案和试剂组合，旨在利用高内涵分析技术，对化合物和处理因素在神经元与星形胶质细胞共培养体系中的神经毒性效应进行高灵敏度检测。结果表明，高内涵分析技术是评估神经毒性的全新且富有前景的技术手段。
本文内容
摘要
摘要
高内涵分析（HCA）检测技术结合了细胞、检测试剂、自动成像以及强大的图像分析算法，能够在单次检测中同时测量多种细胞表型。在本研究中，我们利用HCA开发了一种用于神经毒性的新型检测方法。神经毒性评估在药物安全性评价中具有重要意义，同时也是环境保护工作的重要关注点。此外，神经毒性也被广泛认可为in vitro神经退行性疾病（如阿尔茨海默病和帕金森病）发展的一个标志。最近已有研究报道将高内涵筛选（HCA）应用于神经元筛选。通过使用βIII-微管蛋白对神经元细胞进行标记，HCA检测可提供高通量、非主观、定量的参数测量，例如神经元数量、神经突数量和神经突长度，这些均可指示神经毒性效应。然而，在这些模型中星形胶质细胞的作用仍尚未被探索。星形胶质细胞在维持中枢神经系统（CNS）稳态中起着关键作用，当其因毒性物质或疾病状态而被激活时，既与神经保护相关，也与神经退变相关。GFAP是一种主要在中枢神经系统星形胶质细胞中表达的中间丝蛋白。星形胶质细胞的激活（胶质增生）会导致GFAP表达上调，通常伴随星形胶质细胞增殖和肥大。这种反应性胶质增生过程被认为是神经系统损伤的早期标志。传统GFAP定量方法依赖于免疫测定法，但该方法受限于无法提供有关细胞定位、形态及细胞数量的信息。我们确定HCA可用于克服这些局限性，并在单次检测中同时测量与胶质增生相关的多个特征——包括GFAP表达变化、星形胶质细胞肥大以及星形胶质细胞增殖。在共培养研究中，星形胶质细胞已被证明可保护神经元免受多种类型的毒性损伤，并对神经元存活产生关键影响。最近的研究提示，在一个in vitro神经毒性检测系统可能比单独使用神经元细胞更能反映人类中枢神经系统的结构与功能。因此，我们开发了一种高内涵筛选（HCA）检测方法，用于神经元与星形胶质细胞的共培养，该方法包含一系列实验方案以及经过验证的、靶标特异性的检测试剂，可用于βIII-微管蛋白和胶质纤维酸性蛋白（GFAP）的分析。该检测方法能够在多种细胞模型中同时分析神经毒性、神经突生长、胶质增生、神经元和星形胶质细胞的形态以及神经元和星形胶质细胞的发育，代表了一种新颖、非主观、高通量的神经毒性评估手段。该方法在提升神经毒性检测能力以及提高神经科学研究和药物发现效率方面具有巨大潜力。
方案
细胞制备：
- 在进行检测接种细胞之前，将神经元/星形胶质细胞在生长培养基中培养至约70-80%融合度（除非直接从解冻或分离后接种细胞）。
- 采用适合目标细胞类型的相应方法从培养瓶/板中消化并解离细胞。如有必要，可用多聚-D-赖氨酸或细胞外基质蛋白包被检测板孔，以增强细胞贴附。星形胶质细胞与神经元的共培养可同时或分步接种。若采用分步接种，建议先接种星形胶质细胞作为“基础”层，随后再接种神经元并进行分化（如需要）。根据细胞类型、后续培养时间、关注的实验参数等调整合适的细胞密度。由于培养时间、细胞来源和接种密度不同，原代培养细胞在增殖速率、GFAP表达或神经突生长方面可能存在显著差异——因此，表征并优化您的细胞体系至关重要，以确保实验模型具有最大的生物学相关性，同时有利于高效地进行高内涵筛选（HCS）成像、分割与分析（见图1）。将细胞加入孔板后（可在90 μL培养基中接种，以便于后续如步骤3所述进行毒素处理），将孔板置于室温水平台面上静置15-30分钟，以促进细胞均匀分布。静置结束后，将细胞在生长培养基中（37°C、5% CO2）继续培养至少24小时，然后根据需要转换为分化培养条件（例如，对PC12细胞采用低血清/神经生长因子处理）。持续培养至细胞达到所需的融合度或分化程度，并按细胞类型所需的时间间隔更换培养基。
- 在上述培养期间，可根据实验所需的处理时间点，在任意阶段加入细胞处理物（对照化合物、待测化合物等）。丙烯酰胺、过氧化氢和K-252a作为神经毒性对照化合物提供。所提供的试剂足够完成全部五块96孔板的双复孔12点剂量-反应曲线（每条剂量-反应曲线包含一组dH2O或DMSO对照）。这些化合物的初始浓度为250X（对于K-252a，假设最高处理浓度为1 µM）或10X（对于丙烯酰胺和过氧化氢，假设最高处理浓度分别为100 mM和10 mM）。推荐的处理液配制方法为：先将250X母液在DMSO中进行半对数（1:√10）倍比系列稀释，再用化合物稀释缓冲液稀释至10X；起始于dH2O的10X对照化合物可直接在无菌dH2O或化合物稀释缓冲液中进行系列稀释。随后，每孔加入10 µL处理液至已含90 µL培养基的孔中，最终浓度为1X（终浓度含0.4% DMSO或10% dH2O）。示例数据为在固定前于37°C下分别进行24或96小时化合物处理的结果。
细胞固定与免疫荧光染色：
注意：固定后染色时间约为 2.5 小时。染色步骤之间切勿让孔板干燥。吸取和添加试剂时应以低流速进行，以减少因流体剪切力导致的细胞丢失。所有推荐的“每孔”体积均指 96 孔微孔板中的单个孔。所有推荐的“每 96 孔板”体积均已包含 25% 的过量，以补偿液体操作过程中的损耗。所有染色步骤均在室温（RT）下进行。所有缓冲液和抗体溶液在室温下至少可稳定保存 24 小时。
- 培养期结束后，将 HCS 固定液（2X）预热至室温（RT）或根据需要预热至 37ºC（每块 96 孔板 12 mL）。在化学通风橱中，直接向每孔加入 100 µL 固定液，与培养基混合，室温固定 30 分钟。移除含固定剂/毒素的培养基，并按照危险废物管理法规进行处置（参见 MSDS）。若立即进行染色，用 200 µL HCS 免疫荧光缓冲液洗涤每孔两次。或者，若需在后续时间进行染色，则用 200 µL 洗涤缓冲液洗涤两次，第二次洗涤后保留缓冲液于孔中，并将板密封后于 4ºC 保存，直至进行染色。
- 若固定后的样品在染色前已储存在 4ºC，染色前需用 200 µL HCS 免疫荧光缓冲液洗涤两次。
- 配制兔抗 βIII 微管蛋白/小鼠抗 GFAP HCS 一抗工作液（每块 96 孔板 6 mL）：将每种解冻后的一抗各 60 µL 加入 5.88 mL HCS 免疫荧光缓冲液中，充分混匀。弃去前一步的免疫荧光缓冲液洗涤液，每孔加入 50 µL 一抗溶液，室温孵育 1 小时。
- 弃去一抗溶液，用 200 µL HCS 免疫荧光缓冲液洗涤每孔三次。
- 配制 HCS 二抗/Hoechst 核染料工作液（每块 96 孔板 6 mL）：将每种解冻后的二抗各 30 µL 以及解冻后的 Hoechst 核染料 30 µL 加入 5.91 mL HCS 免疫荧光缓冲液中，充分混匀，并避光保存。弃去前一步 HCS 免疫荧光缓冲液洗涤液，每孔加入 50 µL 二抗/ Hoechst 核染料混合液，室温避光孵育 1 小时。
- 弃去 HCS 二抗/Hoechst 核染料溶液，用 200 µL HCS 免疫荧光缓冲液洗涤每孔两次。
- 弃去前一步 HCS 免疫荧光缓冲液洗涤液，用 200 µL HCS 洗涤缓冲液洗涤两次，第二次洗涤后保留洗涤液体于孔中。
- 密封培养板并立即成像，或避光保存于 4ºC，待成像时取出使用。
图像采集与分析：
- 染色后平板的成像与分析可在多种现有的高内涵筛选（HCS）平台上进行，包括 IN Cell Analyzer（GE Healthcare）、ArrayScan（ThermoFisher Scientific）或 Opera（Perkin Elmer）。表1提供了成像与分析的一些指导原则：
| HCS222 图像采集指南 | |||
| 检测试剂 | 物镜 | 激发滤光片范围 [峰值/带宽 (nm)] | 发射滤光片范围 [峰值/带宽 (nm)] |
| Hoechst HCS 核染色试剂 | 20X | 360/40 | 460/40（必要时可使用 535/50） |
| HCS 二抗，FITC-驴抗兔 IgG | 20X | 480/40 | 535/50 |
| HCS 二抗，Cy3-驴抗小鼠 IgG | 20X | 535/50 | 600/50 |
HCS222 图像分析指南 | |||
| 细胞参数 | 检测 | 分割/测量 | 原理 |
| 细胞数量、细胞核特征 | Hoechst HCS 核染色剂 | 细胞核区域（460 nm 发射通道）。计数细胞核数量。也可进行DNA含量（细胞核荧光强度）或细胞核面积分析。 | 利用细胞数量、细胞核特征等指标确定细胞丢失、毒性表型等。可通过筛选与βIII-tubulin或GFAP表达相关的细胞核，分别获得神经元和星形胶质细胞的计数/特征分析（强烈推荐）。 |
| βIII-微管蛋白表达，神经突生长 | HCS 二抗，FITC 标记 | 细胞质区域（535 nm 发射通道）。FITC 信号可用于区分神经元胞体与神经突例如通过细胞体最小/平均面积、神经突最小/最大长度和宽度等参数，确定总神经突长度、每细胞神经突数量等指标。 | 神经突生长的测量可能会在神经元分化过程中或因化学损伤、疾病状态等情况下发生变化。可针对表达βIII-微管蛋白的细胞体进行“过滤”，以获得明确的神经元特征（强烈推荐）。 |
| GFAP 表达，星形胶质细胞面积 | HCS 二抗，Cy3 标记 | 细胞质区域（600 nm 发射通道）。可利用 Cy3 信号界定星形胶质细胞的细胞质分割。确定诸如平均细胞质信号强度、细胞面积等参数。 | GFAP 表达和星形胶质细胞的细胞面积可能在星形胶质细胞发育过程中或因化学损伤、疾病状态等而发生变化。可针对与 GFAP 表达相关的细胞体进行“筛选”，以获得明确的星形胶质细胞特征（强烈推荐）。 |
表1. 图像采集与分析指南——HCS222 βIII-微管蛋白/GFAP（共培养）检测
代表性结果：
图1. 大鼠混合神经细胞培养物的βIII-微管蛋白和GFAP免疫荧光染色。
通过预先将大鼠原代海马星形胶质细胞在培养中贴壁数天，随后接种神经元，建立大鼠原代海马星形胶质细胞与原代大鼠海马神经元或大鼠PC12细胞的共培养体系。原代神经元额外培养11天，而PC12细胞在分化条件（低血清/NGF）下额外培养2天。细胞处理、固定和免疫染色均按照HCS222高内涵筛选分析方案进行。细胞使用GE IN Cell Analyzer 1000 (3.3)在20X（原代神经元）或10X（PC12）物镜放大倍数下成像，并利用GE IN Cell Analyzer 1000 Workstation (3.4)的“ neurite outgrowth”（ neurite生长）和“Multi Target Analysis”（多靶点分析）算法进行分析。上图：Hoechst HCS核染色（蓝色）、βIII-微管蛋白（绿色）和GFAP（红色）荧光的融合图像。对βIII-微管蛋白荧光通道的单独分析可实现 neurite生长的分割（中图：细胞体以蓝色（原代神经元）或黄色（PC12）轮廓标出， neurite以绿色（原代神经元）或浅蓝色（PC12）显示）。对GFAP通道的分析可用于星形胶质细胞的分割（下图：细胞核以蓝色轮廓标出，细胞质为绿色）。在原代大鼠海马神经元/星形胶质细胞共培养体系中，GFAP分割能够区分GFAP阳性（绿色轮廓）与GFAP阴性（红色轮廓）的细胞核/细胞体，从而可在混合培养环境中分别对神经元和星形胶质细胞进行计数。
图2. 原代大鼠海马神经元/星形胶质细胞共培养体系对毒性应激的剂量反应。
将原代大鼠海马星形胶质细胞（P6代）接种于96孔板中，在生长培养基中培养6天。随后将原代大鼠海马神经元（直接解冻后使用）接种至已预贴壁的星形胶质细胞上，在生长培养基中继续培养11天。在培养的最后24小时，细胞分别用系列稀释的丙烯酰胺或过氧化氢处理（最高浓度分别为100 mM和10 mM）。细胞处理、固定和免疫染色均按照HCS222分析方案进行。细胞使用GE IN Cell Analyzer 1000 (3.3)在20X倍率下成像（每孔10个视野），并通过GE IN Cell Analyzer 1000 Workstation (3.4)的 neurite生长和多靶点分析算法进行分析（包括细胞核、细胞质和 neurite的分割）。数据以均值±标准误表示，n = 3。研究了多个参数（ neurite生长、GFAP荧光强度、星形胶质细胞面积以及神经元或星形胶质细胞计数）随剂量变化的趋势。
讨论
迄今为止， 体外 使用神经元和星形胶质细胞混合培养体系进行神经毒性风险评估的研究仍较为有限。目前普遍认为，胶质细胞在为神经元提供空间支持和代谢支持方面具有重要作用，并在调节多种神经元功能（包括神经元迁移、分化及突触活动）中发挥关键作用。星形胶质细胞还可释放细胞因子及其他可溶性因子，这些因子既能诱导周围神经组织产生不良反应，也能促进神经元对多种毒素的耐受性。共培养研究已充分揭示了神经元与胶质细胞之间相互作用的复杂性：星形胶质细胞可保护神经元免受氧化应激毒性的损害；而星形胶质细胞功能（如抗氧化防御维持和细胞能量水平调控）的受损，则被证实会显著影响神经元的存活。近期研究表明，在神经毒性评估中使用星形胶质细胞具有重要意义 体外 神经毒性检测系统可能比单独使用神经元细胞更能反映人类中枢神经系统的结构与功能。尽管目前对神经元-星形胶质细胞相互作用的生理意义已有越来越多的认识，但在完整细胞中对这些相互作用进行定量分析一直存在困难。高内涵筛选技术的出现，为建立强有力的新型检测方法以解决这一问题提供了可能。
在本研究中，我们证明了通过高内涵筛选（HCA）可在单个实验体系内实现对多种神经元和星形胶质细胞表型的定量分析。在原代神经元中，我们对神经毒性标志物进行了定量测定，包括神经元数量、神经突数量和神经突长度。在星形胶质细胞中，反应性胶质增生是已知的神经毒性生物标志物，其特征表现为GFAP表达水平、星形胶质细胞数量及细胞形态的改变。我们已证明，这些终点指标均可通过HCA便捷地进行评估。这些研究结果支持如下观点：针对神经特异性生物标志物的HCA分析可作为一系列检测方法中的组成部分 体外 快速筛选大量化学物质神经毒性终点的检测方法。
默克（Millipore）的 HCS222 高内涵分析试剂盒专为神经元与星形胶质细胞共培养设计，包含高质量的检测试剂和实验方案，可用于多种神经毒性细胞模型中同时分析 βIII-微管蛋白和胶质纤维酸性蛋白（GFAP）。该试剂盒提供的经过高度验证的试剂可帮助用户标准化检测流程，最大限度减少批间差异，并可重复地获得高信噪比的图像。
披露
所有作者均为密理博公司的员工。
致谢
作者谨向 Rick Ryan、Umesh Patel、Jeff Till、Matthew Hsu、Jehangir Mistry 和 Michele Hatler 博士致以感谢，感谢他们在本项目及实验方案开发过程中提供的支持。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 兔抗-βIII-微管蛋白 HCS 一抗，100X | 货号 CS201672 | 1 瓶，含 300 μL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| HCS 二抗（驴抗兔 IgG，FITC 标记），200X | 货号 CS201649 | 1 瓶，含 150 μL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 鼠抗 GFAP HCS 一抗，100X | 货号 CS201671 | 1 瓶，含 300 μL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| HCS 二抗（驴抗鼠 IgG，Cy3 标记），200X | 货号 CS200437 | 1 瓶，含 150 μL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| H–chst HCS 核染料，200X | 货号 CS200438 | 1 瓶，含 150 μL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 含酚红的 HCS 固定液，2X | 货号 CS200434 | 1 瓶，含 100 mL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| HCS 免疫荧光缓冲液，1X | 货号 CS200435 | 1 瓶，含 1000 mL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| HCS 洗涤缓冲液，1X | 货号 2007643 | 1 瓶，含 500 mL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 丙烯酰胺（对照化合物），10X | 货号 CS201679 | 1 瓶，含 500 μL 的 1M 丙烯酰胺水溶液2O Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 过氧化氢（对照化合物），10X | 货号 CS201730 | 1 瓶，含 500 μL 的 100 mM 过氧化氢水溶液2O Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| K-252a（对照化合物），250X | 货号 CS201741 | 1 瓶，含 100 μL 的 250 μM K-252a DMSO 溶液 Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 化合物系列稀释用 DMSO | 货号 CS200441 | 1 瓶，含 10 mL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 化合物稀释缓冲液 | 货号 CS200442 | 1 瓶，含 25 mL Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 板封膜 | 货号 CS200443 | 10 片 Millipore HCS222 试剂盒组分 | |
| 组织培养处理的黑底/透明底微孔板 | |||
| HCS 成像/分析系统 |
参考文献
- Radio, N. M., Mundy, W. R. Developmental neurotoxicity testing in vitro: models for assessing chemical effects on neurite outgrowth. Neurotoxicology. 29, 361-376 (2008).
- Richards, G. R., Smith, A. J., Parry, F., Platts, A., Chan, G. K., Leveridge, M., Kerby, J. E., Simpson, P. B. A morphology- and kinetics-based cascade for human neural cell high content screening. Assay Drug Dev Technol. 4, 143-152 (2006).
- Evans, N. A., Facci, L., Owen, D. E., Soden, P. E., Burbidge, S. A., Prinjha, R. K., Richardson, J. C., Skaper, S. D. Abeta(1-42) reduces synapse number and inhibits neurite outgrowth in primary cortical and hippocampal neurons: A quantitative analysis. J Neurosci Methods. 175, 96-103 (2008).
- Breier, J. M., Radio, N. M., Mundy, W. R., Shafer, T. J. Development of a high-throughput screening assay for chemical effects on proliferation and viability of immortalized human neural progenitor cells. Toxicol Sci. 105, 119-133 (2008).
- Radio, N. M., Breier, J. M., Shafer, T. J., Mundy, W. R. Assessment of chemical effects on neurite outgrowth in PC12 cells using high content screening. Toxicol Sci. 105, 106-118 (2008).
- Harry, G. J., Tiffany-Castiglioni, E. Evaluation of neurotoxic potential by use of in vitro systems. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 1, 701-713 (2005).
- Prockop, L. D. The allegory of a mountain: an environmental introduction to neurotoxicology. J Neurol Sci. 262, 7-14 (2007).
- Woehrling, E. K., Hill, E. J., Coleman, M. D. Development of a neurotoxicity test-system, using human post-mitotic, astrocytic and neuronal cell lines in co-culture. Toxicol In Vitro. 21, 1241-1246 (2007).
- Holden, L. J., Coleman, M. D. Assessment of the astrogliotic responses of three human astrocytoma cell lines to ethanol, trimethyltin chloride and acrylamide. Toxicology. 241, 75-83 (2007).
- Röhl, C., Lucius, R., Sievers, J. The effect of activated microglia on astrogliosis parameters in astrocyte cultures. Brain Res. 1129, 43-52 (2007).
- Eng, L. F., Ghirnikar, R. S., Lee, Y. L. Glial fibrillary acidic protein: GFAP-thirty-one years (1969-2000). Neurochem Res. 25, 1439-1451 (2000).
- Gadea, A., Schinelli, S., Gallo, V. Endothelin-1 regulates astrocyte proliferation and reactive gliosis via a JNK/c-Jun signaling pathway. J Neurosci. 28, 2394-2408 (2008).
- O'Callaghan, J. P., Sriram, K. Glial fibrillary acidic protein and related glial proteins as biomarkers of neurotoxicity. Expert Opin Drug Saf. 4, 433-442 (2005).
- Mead, C., Pentreath, V. W. Evaluation of toxicity indicators in rat primary astrocytes, C6 glioma and human 1321N1 astrocytoma cells: can gliotoxicity be distinguished from cytotoxicity? Arch Toxicol. 72, 372-380 (1998).
- Balls, M., Walum, E. Chapter 11: towards the acceptance of in vitro neurotoxicity tests. Neurotoxicology In Vitro. , Taylor and Francis. London. 269-283 (1999).
- Yokosuka, M., Ohtani-Kaneko, R., Yamashita, K., Muraoka, D., Kuroda, Y., Watanabe, C. Estrogen and environmental estrogenic chemicals exert developmental effects on rat hypothalamic neurons and glias. Toxicol In Vitro. 22, 1-9 (2008).
- Weible, M. W., Chan-Ling, T. Phenotypic characterization of neural stem cells from human fetal spinal cord: synergistic effect of LIF and BMP4 to generate astrocytes. Glia. 55, 1156-1168 (2007).
- Casulari, L. A., Melcangi, R. C., Piva, F., Martini, L., Maggi, R. Factors released by rat type 1 astrocytes exert different effects on the proliferation of human neuroblastoma cells (SH-SY5Y) in vitro. Endocr Relat Cancer. 7, 63-71 (2000).
- Dringen, R., Gutterer, J. M., Hirrlinger, J. Glutathione metabolism in brain metabolic interaction between astrocytes and neurons in the defense against reactive oxygen species. Eur J Biochem. 267, 4912-4916 (2000).
- Cristòfol, R. M., Gassó, S., Vílchez, D., Rodríguez-Farré, E., Sanfeliu, C. Neurotoxic effects of trimethyltin and triethyltin on human fetal neuron and astrocyte cultures: a comparative study with rat neuronal cultures and human cell lines. Toxicol Lett. 152, 35-46 (2004).
重印与许可
