离子淌度-质谱法是一种新兴的气相技术，可根据离子的碰撞截面和质量对其进行分离。该方法可提供蛋白质复合物整体拓扑结构和形状的三维信息。本文概述了仪器设置与优化、漂移时间校准以及数据分析的基本操作流程。
本文内容
摘要
摘要
离子淌度（IM）是一种测量离子在弱电场作用下通过加压漂移管所需时间的方法。离子穿过漂移区的速度取决于其尺寸：较大的离子会与背景惰性气体（通常为N2）发生更多次碰撞，因此在IM装置中的移动速度比具有较小横截面积的离子更慢。通常情况下，离子在浓密气相中迁移所需的时间可依据其碰撞截面（Ω）实现分离。
最近，离子淌度（IM）谱法与质谱法联用，推出了采用行波（T-wave）技术的Synapt离子淌度质谱仪（IM-MS）。将质谱与离子淌度相结合，可增加一个维度的样品分离与鉴定能力，从而获得三维谱图（质荷比、强度和漂移时间）。该分离技术可减少谱图重叠，实现对质量或质荷比非常相近但漂移时间不同的异质复合物的分辨。此外，漂移时间的测量提供了重要的结构信息，因为碰撞截面（Ω）与离子的整体形状和拓扑结构相关。通过使用具有已知截面的校准蛋白质生成的校准曲线，可计算实测漂移时间值与Ω之间的相关性1。
离子迁移-质谱（IM-MS）方法的优势在于其能够在微摩尔浓度及接近生理条件下，确定蛋白质组装体的亚基排列方式和整体构型1。近年来多项针对单个蛋白质2,3以及非共价蛋白质复合物4-9的离子迁移研究已成功证明，蛋白质的四级结构在气相中得以保持，并凸显了该方法在研究几何结构未知的蛋白质组装体方面的潜力。本文中，我们详细描述了使用Synapt（四极杆-离子迁移-飞行时间）HDMS仪器（Waters有限公司；目前唯一 commercially available 的IM-MS仪器）进行蛋白质复合物IMS-MS分析的流程10。我们介绍了基本的参数优化步骤、碰撞截面的校准方法，以及数据处理与解析方法。本方案的最后一步讨论了理论Ω值的计算方法。总体而言，本方案并不试图涵盖IM-MS表征蛋白质组装体的所有方面；其目标是向该领域的新研究人员介绍该方法的实践操作要点。
方案
我们所描述的方案仅专注于蛋白质复合物的离子迁移率-质谱（IM-MS）分析。因此，我们建议不熟悉结构质谱领域的研究人员参考Kirshenbaum中所述的样品制备步骤、仪器校准以及质谱和串联质谱优化程序 等 2009 https://www.jove.com/index/details.stp?ID=1954。通常，该方案涉及复合物的低微摩尔浓度（1-20 μM) 于挥发性缓冲液（如醋酸铵，0.005 - 1 M，pH 6-8）中。鉴于 1-2 μl 每根纳米流毛细管消耗量，我们建议 10-20 μl 至少使用最小体积，以优化质谱条件。
第1部分：获取离子淌度-质谱谱图
- 将质谱仪设置为以下工作模式：淌度-飞行时间（Mobility-TOF）、正离子采集模式和V模式。
- 开启所有气体（API、Trap 和 IMS）。我们使用 N2 进行离子淌度分离，使用 Ar 作为 Trap/Transfer 气体。建议 Trap 区域的初始气体流速为 1.5 ml/min，IMS 装置的气体流速为 24 ml/min。
- 设置 m/z 采集范围。对于未知的蛋白质复合物，建议初始使用较宽的质量范围，随后可根据需要缩小至目标值。同时，调整质谱仪参数以实现最大传输效率。对于大分子复合物，采集质量范围应设为 1,000 - 32,000 m/z，质谱仪参数设为 Auto。其他情况下，可根据下表设置参数：
m/z 驻留时间 (%) 斜坡 (%) 960 10 20 3200 30 40 10667 - 检查射频（RF）设置，如有必要，调整为适用于大分子蛋白质复合物的参数，如下所示：
离子源 捕集区 离子淌度区 传输区 RF 偏移 450 380 380 380 RF 增益 0 0 0 0 RF 限值 450 380 380 380 - 施加毛细管电压（1,050–1,400 V）和低纳流压力（0.00–0.03 bar）。一旦开始喷雾，应尝试将纳流压力降至最低值。此外，调整毛细管相对于锥孔的位置。
- 调整质谱采集参数，以获得分辨率良好的质谱图：应优化仪器内的压力梯度、采样锥孔、提取锥孔、偏压、捕集区和传输区的电势设置（详见 JoVE 相关实验方案 Kirshenbaum et al. 2009 https://www.jove.com/index/details.stp?ID=1954）。尽管这些参数依赖于样品，但我们用于获取从肽段到蛋白质复合物等不同离子质量质谱图的条件如表1所示（另见图1）。为尽量减少复合物的活化，应逐步降低（每次约10 V）样品锥孔、捕集区和偏压电压，同时保持峰位置不变。
- 获得最佳质谱图后，应调整漂移时间分布。在分析蛋白质组装体时，质量和淌度测量的最佳条件往往不兼容，因此在两者之间取得适当平衡至关重要。总体而言，应优化离子淌度图，使峰在整个漂移时间范围内分布均匀，且峰形平滑，接近高斯分布（图2A、2B）。显著的峰不对称性可能与多种构象分离不佳有关。
- 通常，可通过调节三个参数——T波速度、T波高度和IMS气体流速——来优化淌度分离。提高T波速度会拓宽漂移时间分布，而增加T波高度则会使其变窄。类似地，增加IMS气体流速会使漂移时间分布向更高值偏移（IMS气体流速最低应为10 ml/min）。建议固定三个参数中的两个，逐步优化第三个参数，直至获得分辨率良好的离子淌度谱图（图2B）。为此，建议将T波速度和气体流速分别设为250 m/s和24 ml/min。然后以3 V为T波高度的起始值，逐步以1 V为增量增加。通常，较大的离子需要更高的波高度。一般情况下无需调整IMS压力；但当需要较高偏压进行调谐时，降低IMS气体流速可降低偏压值，从而减少蛋白质复合物的活化。总体上，可达到10–12 t/Δt的最大分辨率。
- 当条件未优化时（如T波高度过低，或T波速度过高和/或IM压力过高），离子无法有效通过离子淌度装置，其迁移时间可能超过下一个离子包释放到淌度池所需的时间。结果，新的离子包会在前一个离子包尚未到达推斥区之前从捕集区释放，导致“回卷”效应，即在漂移时间谱图前段观察到的峰与尾部边缘离子的峰相同（图2C）。可通过提高T波高度、降低T波速度和IMS压力来消除此伪影。此外，可调整捕集区释放时间。同时，需确认传输区T波高度至少设置为5 V。为防止离子向IMS池泄漏，建议将淌度捕集高度保持在最大值（30 V）。
- 传输T波的低速度和高振幅可能导致漂移时间分布出现“波动”现象（图2D）。当推斥频率与传输T波速度部分同步时，离子淌度分离（离子到达/漂移时间）在传输区和飞行时间区无法维持，从而产生此伪影。为消除该效应，应调整推斥时间或传输T波速度。由于推斥频率与质量范围相关，当该参数改变时，此伪影可能再次出现。T波高度影响较小，但降低T波高度也可能有助于消除波动。
- 在上述参数优化后，即可采集IM-MS数据。
第二部分：筛选实验条件以确保天然结构的迁移率测量
为了获得高分辨的质谱峰，通常需要在质谱仪内对蛋白质复合物进行活化，以促进去除残留的水分子和缓冲液成分11。然而，若活化能量超过某一阈值，则可能引发部分去折叠，形成多个中间态12，这些状态不太可能对应于天然的溶液态结构（图 3A-C）。因此，迁移时间峰可能会发生偏移并展宽，反映出去折叠结构的异质性群体。
为了获得与溶液相结构一致的迁移时间数据，必须在离子淌度分离之前，精确控制用于加速离子的电压。此外，为了实现高质谱分辨率，建议优先提高传输电压（Transfer）而非捕获电压（Trap）。由于离子淌度装置位于传输区域和飞行时间分析器之前，因此活化过程在离子淌度测定之后发生，从而确保离子在淌度分离过程中不受影响，同时提高质谱的准确性。
为验证数据采集是在保持复合物天然结构的条件下进行的，建议在一系列实验和溶液条件下记录数据，而非仅依据单一优化的参数组：
- 逐步提高毛细管电压和锥孔电压，同时监测其对漂移时间谱的影响。
- 与步骤1相同，逐步提高捕集碰撞电压，并以10 V为间隔采集数据。
- 为鉴定去折叠构象并评估所获得的数据，通过在pH 2–7范围内用乙酸滴定样品，手动诱导蛋白质复合物解离，并记录数据（图3B）。
第3部分：漂移时间值与横截面积之间的关联
与传统的离子淌度（IM）测量不同，在传统测量中测得的漂移时间值与碰撞截面积（Ω）呈线性关系，而在T波离子淌度（IMS）系统中，碰撞截面积是通过校准方法确定的。因此，测得的漂移时间与Ω之间并非得到绝对测量值，而是生成一个相对的指数相关关系1,13：
其中 tD 为测得的漂移时间，X 为可从校准曲线中提取的比例常数。校准过程通过测量已知 Ω 值（来自常规离子淌度实验测得）离子的漂移时间来完成。
- 使用已知碰撞截面的变性蛋白质——马心细胞色素C、马心肌红蛋白和牛泛素——进行漂移时间测量的校准。为此，应配制浓度为10 μM、体积比为49/49/2的水/甲醇/乙酸溶液（所用试剂见表3）。
- 在校准蛋白或蛋白复合物的目标蛋白所使用的完全相同的仪器条件下采集离子淌度-质谱（IM-MS）数据：
（第1部分）。所有电压和压力值必须保持一致，以维持离子淌度分离条件。 - 针对每个校准蛋白的各个电荷态，提取实验测得的漂移时间值（tD）（见第4部分描述）。
- 使用以下公式对每个校准蛋白的漂移时间（tD）（表2）进行校正：
，其中m/z为观测离子的质荷比，c为增强型占空比（EDC）延迟系数1。该值通常介于1.4至1.6之间，取决于具体仪器。EDC值可在系统|采集设置|采集配置选项卡中找到。 - 使用David Clemmer教授的碰撞截面数据库：
http://www.indiana.edu/~clemmer/Research/cross%20section%20database/Proteins/protein_cs.htm14，根据离子电荷态和约化质量对每个校准蛋白的碰撞截面进行校正。
其中，ΩC为校正后的碰撞截面，Ω为文献中的碰撞截面，z为离子电荷态，m为校准离子的分子量，MG为离子淌度背景气体的分子量（通常为N2）。 - 绘制ln(tD)与ln(ΩC)的关系图（图4A）。
- 所得曲线符合以下方程：
。可通过将数据拟合为线性关系提取参数X和A。斜率X代表指数比例因子，A为拟合确定的常数。 - 使用皮尔逊方程计算拟合相关系数r2：
。r2的可接受值应大于0.95（图4B）。较低的相关系数可能由以下原因导致：
- 校准蛋白未完全去折叠。这将导致中间态异质组装，引起峰展宽。
- 根据我们的经验，样品老化会降低离子淌度谱图质量。
- 不同校准蛋白使用了不一致的实验条件。此时，若分别绘制各蛋白的数据，应得到不同的相关系数，但每个值均应高于0.95。
- 数据噪声较大，或漂移时间分布的平滑和中心化处理不正确。
- 计算错误。
- 使用第7步中确定的指数因子X，对校准蛋白的漂移时间进行重新校正：
- 作为验证步骤，重新绘制ΩC与
的关系图，并确定相关系数。预期值应高于0.95。 - 按照第4步所述方法，对目标蛋白或蛋白复合物测得的漂移时间进行校正：
- 使用第7步中定义的指数因子X，对目标蛋白/蛋白复合物的漂移时间进行校准：
- 使用第7步中拟合确定的常数A，计算目标蛋白/蛋白复合物的Ω值：
。 - 对于每种实验条件，应重复执行第2至第13步。在确定未知蛋白或蛋白复合物的截面面积时，建议每项实验至少重复三次，并计算三次重复测量结果的标准偏差。
第4部分：定义漂移时间值
所需软件：MassLynx 和 Driftscope（Waters）。
- 使用 Driftscope 软件打开离子迁移谱-质谱（IM-MS）谱图。
- 从主菜单中选择“View”（视图），取消勾选“Chromatogram”（色谱图）、“Drift Time”（漂移时间）和“Spectrum”（谱图）（可选），仅保留显示漂移时间与质荷比（m/z）关系的二维图谱。
- 从菜单栏中选择“Display | Options | Display Editor Panel”（显示 | 选项 | 显示编辑面板），调整强度阈值（Intensity Threshold）以最小化背景噪声（大多数情况下，该设置可定义为最小值=30–40%，最大值=100% 计数）。
- 选择“Display | 2D Map Intensity Scale”（显示 | 二维图谱强度标度），将出现三个选项：线性标度（Linear Scale）、对数标度（Log Scale）和平方根标度（Square Root Scale）。选择对数标度（logarithmic data transform）可压缩强度颜色编码，使大范围的信号强度同时可见（相比之下，线性标度和平方根标度仅显示最强峰）。
- 从工具栏面板中点击“Use Selection Tool”（使用选择工具）按钮。该选项将激活多种选择模式，允许在谱图中选择相关区域。最精确的工具是“Enable Region of Interest Selections”（启用感兴趣区域选择），可通过在目标区域周围绘制边界，排除所有无关数据和噪声峰。同样，当感兴趣区域周围无冗余峰时，正交选择（Orthogonal）和带状选择（Band Selection）选项也非常有用。
- 选定感兴趣区域后，使用“Accept Current Selection”（接受当前选择）命令去除无关信息。
- 将数据导出至 MassLynx，同时保留漂移时间信息。
- 在 MassLynx 中，打开保存的漂移时间谱图的色谱图，并合并时间区间。相应的质谱图将自动打开。
- 通过定义窗口大小和平滑参数数量应用平滑功能（应针对每张谱图单独优化，使用尽可能小的数值）。
- 如有必要，进行基线扣除。
- 对谱图进行居中处理并测量质量，以验证蛋白质身份和质量准确性。
- 对每个电荷态，合并相应的 m/z 范围。对应的漂移时间谱图将自动显示。对漂移时间分布进行平滑和居中处理，并通过标记各峰的质心来确定漂移时间值。
第5部分：代表性结果
图1. Synapt HDMS 仪器的示意图，显示了 IMS-MS 采集过程中的主要可调参数。用于 IM-MS 测量的实验参数根据其在仪器中的位置进行标注。离子束以红色表示，各区域的压力使用颜色编码表示。底部面板展示了沿仪器方向的电势梯度，以及定义捕获和传输碰撞能量和偏置电势的电势差。所有电势读数均以静态偏移电压为参考，该电压通常设置为 120 V。
图2. Gβυ蛋白的离子淌度到达时间分布。
A. 高T波速度导致漂移时间分布谱变窄。该图展示了到达时间分布的 16+（红色）、15+（绿色）、14+（蓝色）和13+（品红色）电荷态，以及G的总漂移时间谱（黑色）βυ 蛋白
B. 具有平滑高斯峰形的优化漂移时间谱。颜色标签与图中相同。 A.
C. “卷积”效应，即离子穿过迁移率淌度池所需的时间长于新的离子包注入仪器的时间间隔时发生的现象。结果导致延长的漂移时间峰出现在谱图的起始位置。通过提高T波高度、降低T波速度以及降低离子迁移谱（IMS）压力，可消除此效应。
D. 当传输T波速度与推动器频率部分同步时，会引发人工“涟漪”现象。通过调节推动器频率或传输T波速度，可消除此效应。
图3. 离子活化及部分变性条件对血红蛋白IM-MS谱图的影响。 四聚体血红蛋白复合物在10 mM乙酸铵水溶液（pH=7.6）（A，C）以及添加0.1%乙酸（B）条件下的漂移时间对m/z关系图。数据采集时的捕获碰撞能量电压为13 V（A，B）和35 V（C）。尽管在三个图中，顶部投影的质量谱图相似，均显示以m/z 4,000为中心的四聚体质荷比电荷系列，但侧边投影的漂移时间分布不同（总漂移时间分布为黑色，16+电荷态分布为红色）。B中部分变性样品以及C中气相活化离子的漂移时间延长，表明分子发生一定程度的去折叠。该现象说明，即使测得的质量对应完整的复合物，其溶液中的结构仍可能已被破坏。因此，实验条件需严格控制。
图 4. 通过生成校准曲线，可将漂移时间测量值与碰撞截面积相关联。
A. 测得的马细胞色素 C （圆形）、马心肌红蛋白（三角形）和牛泛素（方形）多种电荷态的漂移时间值，与经离子电荷态和约化质量校正后的文献 Ω 值进行对照作图。拟合结果得到一个线性函数：ln(ΩC) = Xln(tD') + A。图中显示了在 350 m/s 的 T 波速度和 11 V 的静态波高度下获得数据的指数因子 (X)、拟合常数 (A) 及相关系数。B. 10 次连续校准实验所得相关系数分布的直方图。
| 蛋白质样品 / 技术参数 | GluFibrino- 肽 单体 1.6 kDa | 肌红蛋白 单体 17 kDa | 血红蛋白 四聚体 67 kDa | 转铁蛋白 单体 80 kDa | GroEL 14聚体 801 kDa |
| 背压，mBar | 4.4 | 5.0 | 5.1 | 5.1 | 6.5 |
| 捕集压力，mBar | 1.6x10-2 | 2.4x10-2 | 2.4x10-2 | 2.6x10-2 | 2.8x10-2 |
| 离子迁移谱压力，mBar | 4.4x10-1 | 4.4x10-1 | 4.4x10-1 | 4.4x10-1 | 4.2x10-1 |
| 采样锥电压，V | 46 | 80 | 80 | 80 | 118 |
| 提取锥电压，V | 1.7 | 1 | 1 | 1 | 3 |
| 偏置电压，V | 20 | 20 | 25 | 25 | 50 |
| 捕集碰撞能量，V | 20 | 15 | 15 | 15 | 80 |
| 转移碰撞能量，V | 5 | 12 | 12 | 12 | 15 |
表1. 用于分析大分子的实验条件。
| 标准蛋白 | 分子质量 (m) | 电荷数 (z) | m/z | 碰撞截面积 (in 2) |
| 细胞色素 C | 12213 | 10 | 1222.3 | 2226 |
| 11 | 1111.3 | 2303 | ||
| 12 | 1018.8 | 2335 | ||
| 13 | 940.5 | 2391 | ||
| 14 | 873.4 | 2473 | ||
| 15 | 815.2 | 2579 | ||
| 16 | 764.3 | 2679 | ||
| 17 | 719.4 | 2723 | ||
| 18 | 679.5 | 2766 | ||
| 肌红蛋白 | 16952 | 11 | 1542.1 | 2942 |
| 12 | 1413.7 | 3044 | ||
| 13 | 1305.0 | 3136 | ||
| 14 | 1211.9 | 3143 | ||
| 15 | 1131.1 | 3230 | ||
| 16 | 1060.5 | 3313 | ||
| 17 | 998.2 | 3384 | ||
| 18 | 942.8 | 3489 | ||
| 19 | 893.2 | 3570 | ||
| 20 | 848.6 | 3682 | ||
| 21 | 808.2 | 3792 | ||
| 22 | 771.6 | 3815 | ||
| 泛素 | 8565 | 8 | 1071.6 | 1442 |
| 8 | 1071.6 | 1622 | ||
| 9 | 952.7 | 1649 | ||
| 10 | 857.5 | 1732 | ||
| 11 | 779.6 | 1802 | ||
表2. 校准蛋白质及其通过传统离子迁移谱测量确定的碰撞截面值14。
| 设备 | 公司 | 目录编号 |
| Synapt HDMS-32K RF generator | Waters Ltd. | |
| P-97 Flaming-Brown 微量移液器拉制仪 | Sutter Instruments | P-97 |
| 溅射镀膜仪 | Electron Microscopy Sciences | EMS550 |
| 双目显微镜 | Nikon | |
| 试剂 | 公司 | 目录编号 |
| 乙酸铵 | Sigma-Aldrich | Sigma, A2706 |
| CsI 99.999% | Sigma-Aldrich | Aldrich, 203033 |
| 甲醇 | Sigma-Aldrich | Fluka, 34966 |
| 乙酸 | Fisher Scientific | AC12404 |
| 马心肌红蛋白（来源于马心） | Sigma-Aldrich | M1882 |
| 马细胞色素 c（来源于马心） | Sigma-Aldrich | C-2506 |
| 牛泛素（来源于红细胞） | Sigma-Aldrich | U6253 |
| 血红蛋白 | Sigma-Aldrich | H2625 |
| 气体 | 备注 | |
| 氮气，纯度 99.999% | 8 立方米气瓶 | |
| 氩气，纯度 99.999% | 8.8 立方米气瓶 | |
表3. 试剂与设备。
讨论
本文所述方案可用于确定三维结构未知的蛋白质或蛋白质复合物的碰撞截面，旨在提供有关其整体形状、亚基排列和拓扑结构的信息。为此，在获得碰撞截面数值后，需将其转化为结构细节。该过程需要额外的实验工作以及计算分析，下文将对此进行简要讨论。
首先，建议分析具有已知结构的蛋白质或蛋白质复合物。这些测量可为方法提供有用的质量控制，并通过比较理论值与实测的 Ω 值，评估采集参数的准确性。理论横截面积可根据晶体结构坐标，使用 MOBCAL15,16 软件进行计算。MOBCAL 是一款基于 FORTRAN 的开源软件，允许用户根据需要编辑代码。运行此类计算时，需修改程序，以增加每个输入结构所执行的迭代计算次数，并使其能够接受包含大量原子的坐标文件1。
最近提出了一种利用离子迁移-质谱（IM-MS）策略来确定多组分复合物中亚基拓扑排列的方法4,6。该方法通过监测蛋白质复合物解离为较小组分的途径来实现。这种解离是通过精确调控溶液相条件实现的，从而产生一系列反映复合物“构建模块”的亚复合物。对完整复合物及其解离产物的碰撞截面（Ω值）进行同步测量，可获得结构约束参数，进而用于计算蛋白质复合物的拓扑模型。该方法的基本假设是所生成的亚复合物保持了类似天然的构象；事实上，最近的研究已证实，解离产物在溶液相和气相中均维持了其溶液结构，未发生显著的构象重排4,6。
将四级结构指派给气相蛋白质复合物离子的最后一步，是将碰撞截面值拟合到计算机生成的模型中。采用建模方法旨在探索亚基的不同可能拓扑排列，并计算其in silico的Ω值，再与实验值进行比较。目前仅使用少数几种计算方法，例如将亚基直径进行近似的球型粗粒化方法1,8。总体而言，该领域仍处于早期发展阶段，尚需进一步发展，以使该方法具有普适性，并适用于多种类型的复合物。
披露
未声明任何利益冲突。
致谢
作者感谢Sharon课题组成员对本文的审阅以及为手稿撰写所做的贡献。我们感谢Morasha项目和Bikura项目、以色列科学基金会（资助编号：1823/07 和 378/08）、约瑟夫·科恩生物膜研究闵纳瓦中心、Chais家族新科学家研究员项目、亚伯拉罕与索尼娅·罗克林基金会、沃尔夫森家族慈善信托基金、海伦与米尔顿·A·基姆尔曼生物分子结构与组装中心、什洛莫与萨宾·贝兹温斯基遗产基金、Meil de Botton Aynsley以及英国Karen Siem提供的支持。
参考文献
- Ruotolo, B. T. Ion mobility-mass spectrometry analysis of large proteincomplexes. Nat Protoc. 3 (7), 1139-1152 (2008).
- Scarff, C. A., Thalassinos, K., Hilton, G. R., Scrivens, J. H. Travelling wave ion mobility mass spectrometry studies of protein structure: biological significance and comparison with X-ray crystallography and nuclear magnetic resonance spectroscopy measurements. Rapid Commun Mass Spectrom. 22 (20), 3297-3304 (2008).
- Smith, D. P. Deciphering drift time measurements from travelling wave ion mobility spectrometry-mass spectrometry studies. Eur J Mass Spectrom (Chichester, Eng). 15 (2), 113-130 (2009).
- Leary, J. A. Methodology for measuring conformation of solvent-disrupted protein subunits using T-WAVE ion mobility MS: an investigation into eukaryotic initiation factors. J Am Soc Mass Spectrom. 20 (9), 1699-1706 (2009).
- Lorenzen, K. Determination of stoichiometry and conformational changes in the first step of the P22 tail assembly. J Mol Biol. 379 (2), 385-396 (2008).
- Pukala, T. L. Subunit architecture of multiprotein assemblies determined using restraints from gas-phase measurements. Structure. 17 (9), 1235-1243 (2009).
- van Duijn, E. Chaperonin complexes monitored by ion mobility mass spectrometry. J Am Chem Soc. 131 (4), 1452-1459 (2009).
- Ruotolo, B. T. Evidence for macromolecular protein rings in the absence of bulk water. Science. 310 (5754), 1658-1661 (2005).
- Ruotolo, B. T., Robinson, C. V. Aspects of native proteins are retained in vacuum. Curr Opin Chem Biol. 10 (5), 402-408 (2006).
- Giles, K. Applications of a travelling wave-based radio-frequency-only stacked ring ion guide. Rapid Commun Mass Spectrom. 18 (20), 2401-2414 (2004).
- McKay, A. R., Ruotolo, B. T., Ilag, L. L., Robinson, C. V. Mass measurements of increased accuracy resolve heterogeneous populations of intact ribosomes. J Am Chem Soc. 128 (35), 11433-11442 (2006).
- Ruotolo, B. T. Ion mobility-mass spectrometry reveals long-lived, unfolded intermediates in the dissociation of protein complexes. Angew Chem Int Ed Engl. 46 (42), 8001-8004 (2007).
- Morton, V. L., Stockley, P. G., Stonehouse, N. J., Ashcroft, A. E. Insights into virus capsid assembly from non-covalent mass spectrometry. Mass Spectrom Rev. 27 (6), 575-595 (2008).
- Valentine, S. J., Counterman, A. E., Clemmer, D. E. A database of 660 peptide ion cross sections: use of intrinsic size parameters for bona fide predictions of cross sections. J Am Soc Mass Spectrom. 10 (11), 1188-1211 (1999).
- Mesleh, M. F. Structural information from ion mobility measurements: effects of the long-range potential. J Phys Chem. 100, 16082-16086 (1996).
- Shvartsburg, A. A., Jarrold, M. F. An exact hard-spheres scattering model for the mobilities of polyatomic ions. Chem Phys Lett. 261, 86-91 (1996).
重印与许可
