从中期到后期的转变是通过后期促进复合物（APC/C）依赖性的泛素化作用以及随之发生的细胞周期蛋白B的降解所触发的。在此，我们建立了一个系统，该系统在脉冲-追踪标记后，可监测整个细胞群体中细胞周期蛋白B的蛋白水解过程，并有助于检测有丝分裂检查点的干扰作用。
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摘要
摘要
细胞分裂过程中将染色体均等分配到两个子细胞中，是保证遗传稳定性的前提条件1。染色体分离过程中的错误是恶性肿瘤的特征之一，并与疾病进展相关2-4。纺锤体组装检查点（SAC）是一种有丝分裂监控机制，可将细胞阻滞在中期，直到每一条染色体都与有丝分裂纺锤体形成稳定的双极连接1。SAC通过干扰APC/C的活化亚基Cdc20，抑制securin和cyclin B的蛋白降解，从而阻止染色体分离和有丝分裂的退出。染色体连接异常会阻止SAC信号的沉默，导致APC/CCdc20持续受到抑制，直至问题解决，以避免染色体错误分离、非整倍性和恶性增殖1。
大多数研究染色体错误附着对APC/C依赖性蛋白水解影响的实验，均利用微管去聚合或微管稳定药物破坏纺锤体，以干扰染色体与微管之间的附着。由于干扰微管动力学会影响关键调控因子的运输和定位，这些操作存在引发人为假象的风险5。
为了研究在未受干扰的细胞群体中，纺锤体组装检查点（SAC）如何干扰有丝分裂期间细胞周期蛋白B（cyclin B）的APC/C依赖性蛋白水解过程，我们建立了一种基于组蛋白H2-GFP的系统，该系统可同时监测有丝分裂染色体的中期排列以及cyclin B的蛋白水解过程6。
为了描绘蛋白水解谱，我们构建了一种嵌合的细胞周期蛋白B报告分子，其C端带有SNAP基团6（图1）。在自标记反应中，SNAP基团能够与烷基鸟嘌呤载体（SNAP底物）形成共价键7,8（图1）。SNAP底物分子易于获得，并可携带多种不同的荧光染料。当将膜通透性的SNAP底物加入培养基后，嵌合的细胞周期蛋白B-SNAP分子即被标记7（图1）。标记反应完成后，细胞周期蛋白B-SNAP的荧光强度以类似脉冲-追踪反应的方式下降，荧光强度的变化反映了细胞周期蛋白B的降解水平6（图1）。该系统可并行监测大量细胞（或多个细胞群体）中依赖有丝分裂后期促进复合物/环体（APC/C）的蛋白水解过程。因此，该系统可能成为筛选能够干扰中期至后期转换过程中蛋白水解活性的试剂或小分子的有力工具。此外，最近研究表明，在小鼠和人类中，有丝分裂期间细胞周期蛋白B的持续合成可能通过维持其表达水平的稳定，发挥促进有丝分裂阻滞的重要作用9,10，本系统使我们能够将细胞周期蛋白B的蛋白水解作为动态平衡中的一个组成部分进行分析6。
方案
1. 在显微镜培养皿上接种基于U2OS的Cyclin B-SNAP报告细胞（克隆11细胞 6）
- 将处于对数生长期且异步培养至少48小时的亚融合状态SNAP报告细胞进行胰蛋白酶消化处理。
- 使用8孔显微镜培养腔室（确保细胞分布均匀）。
为将细胞均匀接种至8孔显微镜培养板的整个表面，需离心10,000个细胞，并将其重悬于350 μl不含酚红的常规生长培养基中（添加10%胎牛血清、青霉素/链霉素和丙酮酸钠）。将细胞悬液转移至显微镜培养板中（图2）。
使用8孔显微镜培养皿（中心区域细胞密度最高）。
为了在显微镜腔室中心接种更高密度的细胞，先向腔室内加入 300 μl 无酚红的正常培养基。然后小心地将 5,000 个细胞加入到显微镜腔室的中心位置（图 2）。
使用96孔特殊光学板（细胞分布均匀）。
为将细胞均匀接种至96孔板的整个孔表面，需离心5,000个细胞，并重悬于300 μl不含酚红的常规生长培养基中。将细胞悬液转移至96孔板。根据所需含细胞孔的总数，调整细胞数量及悬液培养基的总体积（图2）。
使用96孔特殊光学板（中心区域细胞密度最高）。
将细胞接种到96孔板时，小心地在每孔中央加入含1,500个细胞的15 μl无酚红正常培养基小液滴，以限制细胞生长于孔中央区域（图2）。
- 将接种的细胞置于标准细胞培养条件下（37 °C，100% 空气湿度，5% CO2）培养至少 18 小时。
2. 使用 SNAP 底物染色报告细胞
- 在开始染色程序前30分钟，将不含酚红的正常培养基分装物升温至37 °C。
- 为便于操作SNAP底物（本实验中为TMR Star），将TMR Star溶于DMSO中，配制成浓度为400 μM的储存液，并可在-20 °C下保存。
- 染色前，取0.5 μl TMR Star储存液加入200 μl 37 °C的不含酚红的正常培养基中，使终浓度为1 μM。
- 移除异步生长细胞中的正常培养基，加入标记培养基，在标准培养条件下孵育25分钟。
- 移除标记培养基，用37 °C的不含酚红的正常培养基洗涤细胞四次。加入300 μl 37 °C的不含酚红的正常培养基，孵育30分钟。在转移至显微镜前，更换为新鲜的37 °C不含酚红的正常培养基，以去除未结合的SNAP底物残留。
- 将细胞置于预热（37 °C）的金属导热块上，并放入泡沫塑料盒中运输至显微镜，以尽量减少温度波动。
3. 荧光强度的测量
- 在分析开始前两小时，将气候箱的空气温度调节至37 °C（干燥模式），以使显微镜及其所有组件达到所需温度。在设定湿度前进行预热至关重要，可避免冷凝现象，从而防止对显微镜造成损坏。
- 在分析开始前，将空气湿度调节至60%，CO2浓度调节至5%。
- 启动Scan^R Acquisition软件，并设定标准参数（见表1）。
- 设定待分析孔位的位置。
- 设定Δt（采集周期时间）以及采集循环的总次数。
- 若需分析较多孔位，应选择硬件自动聚焦；否则，仅使用软件自动聚焦即可满足需求。
- 启动采集程序，并在前两个采集周期内进行监控。显微镜将首先对组蛋白H2-GFP信号进行聚焦，随后在该通道采集第一幅图像，之后切换滤光片并采集相应的TMR Star图像（图3）。此过程将在每个孔内的所有位置以及所有待检孔中重复进行，随后进入下一个循环周期。
使用Scan^R分析蛋白水解谱
- 启动 Scan^R Analysis 软件，分析显示组蛋白 H2-GFP 标记的细胞核图像，将细胞核定义为主要对象，通过基于信号强度的阈值和分水岭算法来辅助分离相邻细胞。为 TMRstar 分析创建包含细胞核与细胞质的亚对象。（主要对象的重要属性包括 X 和 Y 位置、时间，以及主要对象的 GFP 最大和平均强度，亚对象的总强度除以面积。）由于数据量较大，该分析过程可能需要数小时。
- 切换至轨迹模式，以可视化亚对象的 TMR Star 荧光平均强度随时间的变化（细胞轨迹），并将这些轨迹分配给已分析的主要对象（图 4）。可通过筛选持续至少 140 个周期且 H2-GFP 最大强度较高的细胞，缩小待分析细胞的数量。观察更多细胞可获得初步的代表性与客观性视图（图 4）。
- 选择感兴趣的细胞轨迹，以在单细胞水平上同时可视化组蛋白 H2-GFP 与 TMR Star 荧光信号（图 5A）。
- 使用鼠标右键点击感兴趣的细胞，生成可导出的图片图集，用于展示每个时间点的组蛋白 H2-GFP 与 cyclin B-SNAP TMR Star 荧光图像。
- 切换至 Scan^R Analysis 软件的群体模式，并在 X 与 Y 散点图上圈选代表该感兴趣细胞的区域（图 5B）。
- 对所圈选的区域应用新的散点图窗口，可视化 TMR Star 荧光平均强度随时间的变化（图 5C）。
- 将数据（时间与荧光强度）导出至 Microsoft Excel 进行进一步计算。
5. 典型结果
图5D和5E展示了细胞周期蛋白B（cyclin B）的动力学过程，以TMR Star荧光强度曲线表示，该细胞经历正常的有丝分裂，未出现染色体错位的迹象（图5E）。在核膜破裂（NEBD，以红色三角形表示）后细胞质发生浓缩时，TMR Star荧光强度急剧上升，直至细胞进入前中期，达到等形态窗口（图中较亮区域）6。只要细胞继续处于前中期和中期，荧光强度便维持在稳定水平；一旦所有染色体形成稳定的中期板，荧光强度即迅速下降（图5D和5E）。这一下降发生在后期染色体分离之前（曲线上的蓝色圆点）。在有丝分裂晚期，染色质开始去浓缩（蓝色条带），细胞恢复间期形态，同时荧光强度曲线趋于一个低于有丝分裂前平台期的新平台（图5D和5E）。
| 自动对焦设置 | 组蛋白 H2-GFP（主要成像采集参数） | 用 TMR Star 标记的周期蛋白 B-SNAP （成像采集参数） | 采集周期时间 重复次数 |
| 粗自动对焦 ±39 μm 24 层 精细自动对焦 ±5.4 μm 14 层 | GFP 滤光片组： 曝光时间：100 毫秒 光照强度：25% | TRITC 滤光片组： 曝光时间：150 毫秒 光照强度：33.3% | 2 至 5 分钟 |
| GFP 滤光片组： 曝光时间：12 毫秒 光照强度：12.5% | 持续分析最长可达 48 小时（受限于 60% 的较低空气湿度） |
表1. 用于分析细胞周期蛋白B降解的标准设置。 使用组蛋白H2-GFP作为参考结构，以确定用于测量细胞周期蛋白B-SNAP荧光强度的焦平面。在聚焦过程中，光照强度低于图像采集时的设置，以避免累积性光毒性。
图1. 通过表达具有与内源性蛋白相似降解特性的嵌合型Cyclin B衍生物来检测Cyclin B蛋白降解过程的示意图。脉冲-追踪标记后荧光强度的下降反映了APC/C的活性。
图 2. 在 8 孔板或 96 孔板上对细胞进行分析。 将细胞重悬于终体积为 300 μl 的溶液中，可实现细胞在孔表面的均匀分布，若仅需对手动定义的单个或少数几个位置进行分析，则推荐采用此方法。通过将细胞加入已预加培养基或空置的孔中央区域，可实现细胞在孔中央区域的富集。在不同孔中进行自动图像采集时，建议使用此技术。
图3. 数据采集顺序。 A) 检测组蛋白H2-GFP用于确定焦平面以及监控有丝分裂过程中染色体的排列。B) TMR Star荧光强度用于衡量脉冲-追踪标记的cyclin B-SNAP的绝对含量。
图4. 基于Scan^R分析软件展示的TMR Star荧光平均强度（总TMRstar强度除以面积）随时间变化的代表性结果。 选取一个代表性细胞的轨迹（蓝色）。相应的图像（右侧显示）可同时可视化组蛋白H2-GFP（绿色）和周期蛋白B-SNAP（红色）。 点击此处查看大图。
图 5. A+B) 在 XY 点图上对代表目标细胞的点进行门控示例。C) 利用点图展示随时间变化的平均 TMRstar 荧光强度（总 TMRstar 强度除以面积）。D+E) 在核膜破裂（NEBD）至染色质去凝集（蓝色条）期间，使用 Microsoft Excel 生成的 cyclin B-SNAP 的代表性荧光强度曲线，其中等形态窗口（图中较亮区域）已标出。曲线上的蓝色点表示后期（anaphase）。 点击此处查看大图。
视频 1. 点击此处查看补充视频。
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讨论
本文介绍了一种基于活细胞成像的方法，可同时监测细胞周期蛋白B的蛋白水解过程和染色体排列情况。该方法能够在单细胞水平上研究未受干扰的细胞群体中的有丝分裂调控。通过细胞周期蛋白B的降解曲线，可直接了解APC/C的活性，从而间接反映纺锤体组装检查点（SAC）的状态6。
该方法尽管基于Scan^R软件建立，但可在任何类似的显微镜系统上轻松重现。此外，利用我们构建的逆转录病毒载体表达的cyclin B-SNAP融合蛋白，可通过逆转录病毒稳定整合，将报告细胞系轻松建立于任何目标细胞系中。为了进一步提高系统的灵活性，嵌合型SNAP蛋白可使用多种荧光染料进行染色。
组蛋白 H2-GFP 的应用除了在监测染色体排列方面具有必要性外，还可实现快速且简便的自动对焦。自动对焦和荧光强度设置也取决于细胞类型，需针对每种细胞系分别确定。利用 Scan^R 技术对大量细胞分裂过程中的蛋白水解谱进行采集，使我们能够筛选出发生染色体排列错误的单个有丝分裂事件。这使我们能够界定异常分裂与正常分裂之间蛋白水解谱的差异6
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致谢
我们感谢 S. Taylor 提供 pLPCX-Histone H2-GFP 质粒。感谢 R. Mertelsmann 的持续支持。本研究由德国研究基金会（Deutsche Forschungsgemeinschaft）资助。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 报告细胞系 | 本实验室自行构建，方法见文献6 | 克隆11号报告细胞 （基于U2Os的cyclin B-SNAP表达细胞） | |
| 逆转录病毒cyclin B-SNAP表达载体 | 本实验室自行构建，方法见文献6 | pLNCX2-cyclin B mut5-SNAP | |
| 酚红-free DMEM | Gibco | 21063-029 | 需添加FCS、丙酮酸钠、青霉素/链霉素 |
| SNAP-Cell TMR-Star | New England Biolabs | S9105S | 储存液：400 μM，溶于DMSO |
| 特殊光学板，96孔 | Costar | 3720 | |
| μ-Slide 8孔，ibiTreat | Ibidi | 80826 | |
| 显微成像系统 | Olympus | IX-81倒置显微镜，配备环境控制室 | |
| 物镜 | Olympus | UPLSAPO 20x物镜（数值孔径0.75） | |
| 图像采集软件 | Olympus | Scan^R Acquisition软件（v.2.2.09） | |
| 图像分析软件 | Olympus | Scan^R Analysis软件（v.1.2.0.6） |
参考文献
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重印与许可
