方法文章

采用微计算机断层扫描对肿瘤发展的评估和后续反应来治疗肺癌的小鼠模型

DOI:

10.3791/53904

2016年5月20日

本文内容

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

我们描述了一种使用显微计算机断层扫描检测腺癌小鼠模型肺部肿瘤结节发展的方法,以及其用于监测结节大小随时间和治疗反应的变化。评估的准确性通过终点组织学量化得到证实。

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

肺癌是世界上最致命的癌症。世界各地正在进行深入研究,以确定肺癌的新疗法。几种肺癌小鼠模型被用于研究癌症发展的机制和试验各种治疗策略。然而,缺乏实时技术来识别小鼠肺部肿瘤结节的发展并监测其大小的变化以响应各种实验和治疗干预,这阻碍了准确描述疾病进程及其对治疗的及时反应的能力。在这项研究中,描述了一种使用显微计算机断层扫描 (CT) 扫描仪检测肺腺癌小鼠模型中肺肿瘤发展的方法。接下来,我们表明,每月使用 micro-CT 进行随访可以识别肺部肿瘤的动态变化,例如出现额外的结节、先前检测到的结节大小增加以及结节大小减小或完全消退以响应治疗。最后,这种实时评估方法的准确性通过终点组织学定量得到证实。这项技术为在肺癌动物模型上规划和进行更复杂的实验铺平了道路,它使我们能够更好地了解致癌机制和不同治疗方式的影响,同时节省时间和资源。

引言

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

肺癌是癌症死亡的世界1的周围的首要原因。研究预防,早期发现和肺癌的治疗是在世界各地的许多2,3研究中心正在进行。几种动物模型为肺癌已经开发,并且它们已被证明在研究肺致癌作用和来源的细胞的机制,在确定癌干细胞的存在是有用的,并且在研究各种新的治疗策略4。早期型号小鼠5的敏感菌株依靠致癌物诱发肿瘤发生。敲除和转基因小鼠模型,其中肺癌产生所具体操纵遗传病变的结果的发展已经大大提高了我们对控制肿瘤诱导和模拟几种人类肺癌4的各方面的能力。然而,在使用肺癌动物模型的一个主要挑战是在不存在实时的方法来准确地识别和监测肿瘤的小鼠肺的发生和发展,并记录下它们的大小,以后的任何改变,如它们在治疗反应持续增长或减少。这就迫使研究诉诸几个时间,精力和资源消耗的技术,以确定肿瘤,并评价它们的实验结果。固有小鼠间变化的响应于肿瘤诱导的存在需要在每个实验组使用大量动物的减少数据的变异性。无法评估实时的肿瘤生长或对治疗的反应,迫使研究者盲目安乐死在延长的实验方案的多个时间点的小鼠,以保证它们将收集的正确的数据,造成资源的从样品中的废物在该要么过早或过晚的时间点收集。

在目前的研究中,一种方法利用小动物微-Computed断层(微CT)扫描仪来检测和后续肺肿瘤活小鼠被引入。我们用我们最近描述SFTPC-rtTATRE-Fgf9基因-IRES-EGFP双转基因(DT)小鼠迅速发展肺腺癌诱导后用强力霉素6,7。使用显微CT的,使我们能够(除其他外)排除与异常肺部异常小鼠诱导前,确认在肺肿瘤结节的发展诱导后,并且响应于试验性治疗观察肿瘤结节的变化。小鼠和组织学评估的终点安乐死证实显微CT进行的实时评估的准确性。我们相信,这一技术铺平了道路实施使用肺癌动物模型,同时节省了宝贵的资源,缩短观察时间,提高结果的准确性和了解规划更好的实验。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

动物实验是由庆应义塾大学的机构动物护理和使用委员会批准。

注:在本研究中,我们使用了SFTPC-rtTATRE-Fgf9基因-IRES-EGFP DT小鼠中,肺腺癌迅速被喂食含有强力霉素6,7州城诱导后发展起来的。然而,所有的评估程序可以应用于其他肺癌小鼠模型。

1.实验大纲:

  1. 确定在基线肺的状态:
    1. 肿瘤诱导前,当DT老鼠是8 - 19周龄,执行第一台微型CT扫描(见下文第2和3)。这可作为肺基线扫描,确认没有造成漏水转基因自发研制的结节,并记录肿瘤诱导前没有任何现有的肺部病理。
  2. 启动肿瘤的诱导:
    1. 开关与常规CH的DT鼠标流以强力霉素饲料以诱导成纤维细胞生长因子(FGF)9的表达在肺泡细胞并以引发肿瘤的发展。给周星驰强力霉素(200ppm的)自由采食。
  3. 确认肿瘤结节的小鼠肺中的发展:
    1. 执行微CT扫描,以确定相对于感应预扫描肿瘤结节的发展。
  4. 评估对治疗的反应:
    1. 为了测试显微CT的检测肿瘤结节的变化对治疗的反应,施用FGF受体(FGFR)抑制剂AZD4547的能力,那么5和10周后进行额外的微CT扫描。
  5. 终点的评价:
    1. 安乐死的组织学评估(见下文第6节)的所有治疗和控制小鼠和过程的组织。

2.显微CT图像采集准备小鼠:

  1. 打开微CT扫描仪和计算机。
  2. CLIC钾对名为"R_m CT2"的软件,然后点击"热身"。
  3. 取出样品床在其上鼠标将从显微CT室被放置。裹在床上用保鲜膜。
  4. 通过添加异氟醚麻醉蒸发器到显着水平设置麻醉诱导框。设定在3升/分钟的异氟醚的流速。
  5. 打开氧气罐以启动氧气流入感应箱,并设置在1升/分钟的流速。
  6. 放置在麻醉诱导框鼠标,并确认它是深受没有响应于皮肤捏自发运动的和(皮肤的小褶皱,这不会导致组织损伤或皮肤破的温和捏)麻醉。
  7. 应用眼部润滑剂,以防止在麻醉过程中角膜干燥。
  8. 打开微CT室,并将与背侧鼠标向上的样品床。按住鼠标的头部,并从在奥德下肢向下拉动体R以伸展和对称地挺直身体。
  9. 关掉麻醉流动到感应箱并打开向连接到显微CT室中的管。
  10. 将麻醉管插入老鼠的鼻子管理连续麻醉剂。
  11. 为了解决鼠标的位置;包鼠标和用保鲜膜样品床。
    注:关键是要保持鼠标下深麻醉并包裹到样品床,因为在扫描过程中任何轻微的运动或它的身体扭会导致朦胧的图像和解释的难度。
  12. 关闭微CT室。
  13. 调整微CT系统90千伏和160微安和扫描时间4.5分钟。设置图像范围24×19毫米和体素大小为50×50×50微米。使用了心跳同步模式。
  14. 使"数据库"的新文件夹,以便该文件夹中保存新的图像。
  15. 开始扫描。
  16. 扫描完成后,将鼠标移动到一个空笼子,直到它恢复意识观察它。不要把它与其他老鼠,直到它已完全麻醉的影响中恢复。

3.预感应显微CT图像可视化和分析:

  1. :以可视化的显微CT图像,从以下网站下载免费软件的ImageJ http://imagej.nih.gov/ij/ 。注意:每个显微CT数据文件大约为500 TIF文件的堆栈(.TIF)。其它图像浏览软件也可使用。
  2. 打开串行显微CT图像文件,并通过所有各小鼠的从颈部图像的滚动到腹部或反之亦然。
  3. 使用幼稚野生型小鼠的扫描,识别不同的区域和正常的解剖结构的密度在基于鼠标解剖学知识胸部( 见图1A)。
    1. 将光标与计算机鼠标和滚动,从白色腹腔脏器和隔膜,通过胸部和高达颈部开始。
    2. 确定骨胸廓地标(胸骨在前面,脊椎的背部和肋骨两侧)。
    3. 确定在胸部的前面和主要血管邻近心脏和在纵隔心脏。
    4. 观察(在颈部和上胸部的水平作为小暗圈),其分叉成右和左主支气管然后继续分支成越来越小支气管气管内腔。请注意,每个支气管密切有两个或三个血管( 图1A)相关联。
  4. 启动检查未诱导DT小鼠的扫描,并确定任何异常是否存在。
    1. 排除与任何进一步的实验异常预诱导肺部阴影(如结节,肺大疱肺气肿 )的小鼠。 ( 图1C-E,G,H )。

4.肿瘤诱导:

  1. 为了诱导实验小鼠肿瘤的发展是显示正常肺扫描,切换他们的食物从常规食物含多西环素州城(200ppm的)。

5.后续扫描:

  1. 10周后,执行所有小鼠的第二个微CT扫描,以确认肿瘤结节在其肺(参见图2)的发展。
  2. 分裂的小鼠分成两组。 (通过胃管6天/周10周125微克/ kg /天)到一组和安慰剂到另一对照组为10个星期管理该FGFR受体阻滞剂AZD4547。
  3. 5周后 - 4进行第三次扫描跟进的结节状阴影的变化。
  4. 10周的治疗结束时,执行第四扫描。
  5. 安乐死用CO 2吸入或以0.1毫克/ 200微升戊巴比妥腹膜内注射所有小鼠。
  6. 至确定在诱导后,并且响应于治疗的肿瘤结节的动态变化,在两个或更多个不同的时间点标识相同小鼠的串行扫描图像内的类似位置,然后检查外观/任何异常阴影消失( 图3 )。
  7. 为了便于在同一平​​面的在不同时间点相同的鼠标的识别,尽量感兴趣的平面与小鼠胸内解剖标志的结构相关联。
    1. 使用地标,如气管,分叉,左,右主支气管,主动脉,隔膜和大血管。
      注:胸部的骨骼,包括胸椎,肋骨,胸骨和作为是因为在鼠标主体对准一般轻微倾斜的样品床,增加了扫描位置的误解的可能性,定位地标不太有用。同样地,在扫描文件内的图像的序列号是不可靠identifyin克相同位置随着时间的推移,因为在小鼠体长从一个时间点到另一个的改变。故障或不准确识别在不同时间点相同的平面,可能会导致发现的假阳性/阴性的解释。

6.鼠标安乐死和肺收藏:

  1. 安乐死的小鼠用CO 2吸入或以0.1毫克/ 200微升戊巴比妥腹膜内注射。
  2. 通过腹壁纵向切割露出腹腔脏器。流血鼠标通过解剖腹主动脉以降低血液中的肺容积。
  3. 缝细剪的隔膜;这将导致从胸腔的负压的损失,从而塌陷肺部。通过切割和去除前胸壁的肋的部分露出肺和心脏。通过切割皮肤和软组织以暴露trache清洁颈部的前部一个。
  4. 切开心脏和胸腺。插入气管后面镊子将其从食道分开。
  5. 导管插入用G24插管气管然后通过拧紧围绕着插入部的螺纹固定到位。
  6. 膨胀并用25厘米柱通过气管套管用冰冷的4%多聚甲醛(PFA)固定肺。分离套管,并拧紧螺纹,以防止煤灰泄漏然后被切断的上气管关闭其附着于喉。
  7. 从缝合线拉气管和从其附着解剖它,向下继续与肺 -嵌段移除。将其插入到含有5ml 4%PFA的15毫升管。留在PFA O / N肺部,以确保完成组织渗透和固定,然后处理成组织标准的石蜡块8。
  8. 切蜡块到6微米厚的切片在切片和染色与HE染色使用标准技术

7.组织学评价:

注意:虽然在此描述了使用一种"幻灯片扫描器"用于数字组织学评价的,用于评估的使用经常显微镜和视觉组织学评价也是可能的。

  1. 打开滑动扫描器仪器和计算机。
  2. 点击"扫描NDP"软件。
  3. 选择扫描模式"幻灯片批"和"半自动模式"扫描一系列幻灯片。
    注意:连续扫描期间拿起幻灯片机械臂是在玻璃载片的边缘的任何不规则非常敏感。
  4. 要将其装入机器之前触诊所有载玻片的边缘。如果有盖玻璃的任何突起或干燥安装介质,用切割或手术刀清洁它关闭。
  5. 幻灯片加载到幻灯片卡带。打开标本舱口盖,纸盒滑入到位"一";。关上门。
  6. 在计算机软件,给予简短的描述性名称的所有幻灯片在磁带的相应位置,然后单击"确定"按钮。
  7. 选择配置模式:"明场"。
  8. 点击"开始批"开始扫描暂定。
    注意:一旦机器完成扫描所有的幻灯片,软件会自动检测到的所有幻灯片与组织区域,并建议把它作为关注区域。
  9. 如果需要,通过按住鼠标左键并拉动区域边界重新定义感兴趣的区域。
    注:定义过大面积的幻灯片作为感兴趣的区域将导致扫描更长的时间。
  10. 一旦满意利益上的所有幻灯片的区域,点击"扫描"开始扫描所有幻灯片。
    注:扫描文件可以数字方式低分辨率和高分辨率观察和图像可以导出为JPEG文件。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

在基线进行与肺部异常的小鼠的鉴定。肿瘤诱导,当DT小鼠8前 - 12周龄,所有小鼠的肺用显微CT扫描。令人惊讶地,小鼠的约50%的显示,迫使我们认为它们不适合纳入在随后的研究异常。这些异常是结节状阴影,大单或多个小肺气肿肺大疱和/或肺不张肺叶( 图1A,C,DE,GH)。然后,FGF9转基因和肿瘤的诱导作用activated.Only小鼠表现出正常的肺扫描(无异常)的常规食物中切换到州城强力霉素诱导肺泡细胞和随后肿瘤发展FGF9的表达。以确认肿瘤结节在小鼠肺10周后从肿瘤诱导开始发展,后续微CT扫描进行。这些发现为D在所有小鼠可变尺寸的多个结节才有发展( 图2,比较ABDE)。进行微CT扫描,以评估对治疗的反应。这些表明,该施用的FGFR抑制剂AZD4547 10周确实表现出在分别在预处理扫描(

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

此处描述了用于肺部异常的实时识别和监测肿瘤结节的发展和在肺癌动物模型中对治疗的反应将使谁正在进行肺癌相关实验计划更多的科学家的基于显微CT-方法准确,高效的实验,同时节省时间和资源。我们以前使用的MRI为同一目的6。扫描和阈值检测肺结节的MRI的清晰度均低于那些在这项研究中6中所述的微型CT扫描。

即使用了类似的肺腺癌小鼠模型(具有不同的遗传背景和肿瘤诱导方法)以前的研究显然有这样的本来是可以避免或改善他们使用了显微CT扫描9,10几个缺点。他们没有办法确定任何预诱导肺部异常或结节,从而冒着混淆他们的结果,列入不适合动物。他们也没有办法来确认肿瘤诱导后或传播癌细胞进入野生型小鼠(以诱导的继发性肿瘤)之后的发展,使他们不得不等待4-8个月,然后盲目地安乐死小鼠的组织学鉴定肿瘤。当这些模型被用来评估药物的治疗潜力,研究人员不得不分配若干组在一个时间顺序被安乐死以检测对肿瘤结节的治疗效果与组织学和能够识别的最大效应的时间点11。

我们的方法的一个...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

提交人声明,他们没有竞争的经济利益。

致谢

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

这项工作是由格兰特 - 在援助从日本学术振兴会KAKENHI为AEH(批准号25461196)和TB(授权号码23390218和15H04833)和国家卫生研究院资助HL111190的(DMO)的支持。作者要感谢山本美雪为她与动物基因分型和组织切片的准备帮助努力。我们感谢合作研究资源,医学院,庆应义塾大学为技术依托和试剂。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
micro-X 射线–计算机断层扫描RigakuR_mCT2
NanoZoomer RS 数字病理系统滨松 RS C10730
NDP.查看2 查看软件滨松 U12388-01http://www.hamamatsu.com/jp/en/U12388-01.html
氟醚蒸发器 - 漏斗填充VETEQUIP911103
感应室,2 L W9.5 & 次;D23 & 时间;H9.5VETEQUIP941444
异氟烷MylanES2303-01
AZD 4547LC 实验室A-1088
戊巴比妥KyoritsuSOM02-YA1312
G24 套管 TerumoSP-FS2419
多聚甲醛Wako163-20145
切片机LeicaRM2265
多西环素SLC 日本/PMI 营养国际5TP7
ImageJ 软件 美国国立卫生http://imagej.nih.gov/ij/
Puralube 兽医软膏(眼部润滑剂)DechraNDC 17033-211-38
异研究院

参考文献

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. Int. J. Cancer. 136, 359-386 (2015).
  2. Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment. Am. J. Transl. Res. 15, 114-118 (2014).
  3. Chen, Z., Fillmore, C. M., Hammerman, P. S., Kim, C. F., Wong, K. K. Non-small-cell lung cancers: a heterogeneous set of diseases. Nat. Rev. Cancer. 14, 535-546 (2014).
  4. Kwon, M. C., Berns, A. Mouse models for lung cancer. Mol. Oncol. 7, 165-177 (2013).
  5. Malkinson, A. M. The genetic basis of susceptibility to lung tumors in mice. Toxicology. 54, 241-271 (1989).
  6. Yin, Y., Betsuyaku, T., Garbow, J. R., Miao, J., Govindan, R., Ornitz, D. M. Rapid induction of lung adenocarcinoma by fibroblast growth factor 9 signaling through FGF receptor 3. Cancer Res. 73, 5730-5741 (2013).
  7. Arai, D., et al. Characterization of the cell of origin and propagation potential of the fibroblast growth factor 9-induced mouse model of lung adenocarcinoma. J. Pathol. 235, 593-605 (2015).
  8. Paraffin processing of tissue. , Available from: http://protocolsonline.com/histology/sample-preparation/paraffin-processing-of-tissue/ (2012).
  9. Curtis, S. J., et al. Primary tumor genotype is an important determinant in identification of lung cancer propagating cells. Cell Stem Cell. 7, 127-133 (2010).
  10. Lau, A. N., et al. Tumor-propagating cells and Yap/Taz activity contribute to lung tumor progression and metastasis. EMBO J. 33, 468-481 (2014).
  11. Santos, A. M., Jung, J., Aziz, N., Kissil, J. L., Puré, E. Targeting fibroblast activation protein inhibits tumor stromagenesis and growth in mice. J Clin Invest. 119, 3613-3625 (2009).
  12. Zinn, K. R., et al. Noninvasive Bioluminescence Imaging in Small Animals. ILAR J. 49, 103-115 (2008).
  13. Yao, R., Lecomte, R., Crawford, E. S. Small-Animal PET: What Is It, and Why Do We Need It. J Nucl Med Technol. 40, 157-165 (2012).
  14. Haruyama, N., Cho, A., Kulkarni, A. B. Overview: Engineering transgenic constructs and mice. Curr Protoc Cell Biol. , Chapter 19, Unit 19.10 (2009).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

Micro CTLung CancerMouse ModelTumor DevelopmentTreatment ResponseImage AnalysisAnesthesia ProtocolHistological ValidationFGFR InhibitorDoxycycline Induction

相关文章