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方法文章

通过完整胰腺小鼠血管灌注进行葡萄糖刺激的胰岛素分泌

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DOI：

10.3791/67701

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2025年7月25日

 ,  , 
1Joslin Diabetes Center, Harvard Medical School

本文内容

摘要

本文提供了通过小鼠完整血管系统灌注以进行葡萄糖刺激的胰岛素分泌（GSIS）实验的详细步骤，作为一种评估胰腺内分泌功能的附加技术，可减少潜在混杂因素的影响。

摘要

目前用于啮齿类动物的葡萄糖刺激胰岛素分泌（GSIS）方法包括胰岛或胰腺切片的离体灌流或静态孵育。离体灌流与静态孵育能够高效地快速获取多个样本。然而，这些操作会使胰岛遭受机械损伤、间歇性缺氧以及旁分泌胰岛素信号减弱，这些因素均可能影响GSIS。这些不利影响可通过在胰腺保持完整的情况下经小鼠血管系统进行灌流来最小化，该方法为不同GSIS模型提供了另一种比较手段。该灌流操作的核心步骤包括：i）血管结扎以隔离胰腺；ii）胰腺血管系统的插管。该模型涉及七个结扎位点和两次插管。最终实现灌流的血管系统包括腹主动脉下段、腹腔干动脉、肠系膜上动脉、其分支血管以及门静脉。

通过蠕动泵以约 2 mL/min 的流速将灌注液经 PE-50 导管引入腹主动脉下段。灌注液流经离体血管床后，通过 PE-30 导管自门静脉收集。在每种灌注液（2.6 mM 葡萄糖、16.8 mM 葡萄糖，以及含 3-异丁基-1-甲基黄嘌呤（IBMX）的 2.6 mM 葡萄糖）灌注期间，每 30 分钟为一轮，每 3 分钟收集一次灌注液，灌注液为 Krebs-Ringer 碳酸氢盐缓冲液（KRB，含 16 mM HEPES 和 0.1% BSA，pH 7.4）。在使用 IBMX 溶液前，先以正常的 2.6 mM 葡萄糖溶液进行一轮洗涤。手术过程总耗时约 1 小时，灌注液收集过程耗时约 2 小时。收集的灌注液 保存于冷冻状态，直至进行 ELISA 检测以测定胰岛素分泌水平。

本方法列表旨在通过血管灌注胰腺提供胰岛素分泌测量的详细操作依据，使研究人员能够在其实验室中成功进行完整胰腺灌注。

引言

量化和理解β细胞功能主要通过离体灌流（ex vivo perifusion）、静态孵育以及近年来应用的胰腺切片技术实现。尽管这些方法可用于评估分离的胰岛，但前两种方法可能会使胰岛暴露于影响其功能的压力因素中。Rosenberg 等人的研究显示，采用标准方法分离的犬胰岛表现出β细胞凋亡增加，表现为基底膜丢失、核固缩以及凋亡小体的出现1。该研究结果与另一项关于人胰岛分离的研究报告一致，后者在胰岛分离后不久即观察到提示凋亡的形态学改变2,3。β细胞凋亡的增加导致这些胰岛的胰岛素分泌减少，支持了胰岛分离过程使其易于受损并发生功能障碍的观点。

除了细胞凋亡外，胰岛分离过程中血管系统也会丧失，导致营养物质、代谢物和激素的运输受损4,5。这一局限性促使人们探索替代方案，例如将胰岛细胞移植到眼部，以维持一定程度的血管化和神经支配6。胰岛分离过程中血管结构的改变还会导致胰岛变得更加致密，与体内（in vivo）正常状态下的结构有所不同7,8。

除了结构上的差异外，静态培养的胰岛与离体灌注胰腺在功能行为上也有所不同。在低葡萄糖条件下，静态培养的胰岛所释放的胰岛素总量中，有77%（4.34 ng中的3.31 ng）出现在前30分钟内，随后时间段内释放量极少。这与低葡萄糖浓度下离体灌注胰腺的表现形成鲜明对比：在所有时间点几乎均未检测到胰岛素释放<1.8 ng 总量）9尽管需要进一步研究以充分阐明低葡萄糖浓度下这一差异的机制，但该数据差异可能反映了缺氧死亡细胞的物质泄漏，这一点随后通过胰岛细胞单层的静态培养孵育实验进行了进一步检验。然而，这些当前方法之间的差异 体内 环境可能导致外部效度降低（表1).

除了导致缺氧外，两者 离体 灌流与静态培养涉及将胰岛从胰腺中分离并接种于组织培养皿中，使其保持悬浮状态。在此过程中，通常通过胰管灌注胶原酶，以实现胰腺组织的解离。胶原酶结合胶原纤维，并在中性蛋白酶、明胶酶以及内源性胰腺蛋白酶的协助下将其分解。这些蛋白酶共同作用，持续消化直至胰岛从其细胞外基质及腺泡细胞连接中释放出来。蛋白酶混合物的配比平衡对所分离胰岛的纯度和功能均会产生不同程度的影响10胶原酶的消化效率还依赖于动物的品系、年龄、体重和糖尿病状态等特征。在胰岛分离过程中，这些蛋白酶与动物特异性特征联合作用，可能对胰岛造成损伤。使用胶原酶时，这些蛋白酶还会激活胰腺内源性蛋白水解酶，从而促进基底膜的消化。然而，目前尚无法控制胰腺内源性酶的激活，因此这一过程可能在胰岛培养期间导致胰岛损伤。11,12,13加拿大埃德蒙顿的一项报告表明，一旦达到足以进行胰岛分离的酶活性水平，内源性蛋白酶活性便会影响胰岛分离得率。14,15.

现有的胶原酶灌注技术（导管内）已被证实可渗透至胰岛内部，可能导致胰岛碎裂，从而造成胰岛得率降低16。Balamurugan 等人的研究显示，胶原酶可在灌注后的小鼠胰腺中定位于胰岛及腺泡组织，引发强烈炎症反应并激活凋亡通路17。即使在分离过程中存活下来的胰岛，其胰岛素释放能力也有所下降。

此外，在胰岛制备过程中产生的机械应力以及培养期间缺氧诱导的坏死等因素也会影响胰岛功能18。这些因素可能影响胰腺分离时胰岛的存活率，从而影响其最终功能。

除了通过胰岛分离和评估外 离体 灌注与静态培养，活体胰腺切片中的胰岛是另一种 离体 用于测量内分泌细胞反应的方法19在此系统中，避免了胰岛分离过程带来的化学应激。此外，胰岛微环境保持完整，使得胰岛生理学的研究更接近其真实状态 体内 状态20. 与……类似 离体 灌流与静态培养是一种在胰腺研究中持续发挥重要作用的方法。然而，该方法也存在一些局限性，包括在制备组织切片过程中可能产生的机械应力，以及无法对完整胰腺的病理学与生理学状态提供全面的整体视角。胰腺切片仅代表胰腺内的特定区域，由于样本量减少和观察视野受限，其结果的普适性因而降低21.

胰岛分离及其他方法均伴随多种可能施加于胰岛的应激因素。机械应力、缺氧、蛋白酶活性过高以及视野受限均会影响最终的胰岛产量及整体的外部有效性。通过小鼠血管系统对胰腺进行灌注，可减轻上述所有应激因素，同时因维持了细胞完整性，还能进一步观察体内其他促分泌剂和药理学物质的作用22。既往研究表明，胰岛血流对血浆胰岛素水平具有影响23；反过来，诸如血管紧张素肽类和交感神经激动剂等可改变胰岛血流的血管活性分子，也会影响胰岛功能和胰岛素释放24,25。胰腺灌注将有助于进一步评估这些及其他不同分子如何影响内分泌细胞的反应。该系统旨在促进我们对内分泌胰腺生物学的理解，特别是在具有完整血管系统和神经支配的天然微环境中存在细胞间相互作用的情况下。此外，本方案中对完整胰腺进行灌注，可实现器官的分离，从而减少其他器官（如清除循环中胰岛素的肝脏）带来的潜在混杂因素，相较于整只小鼠灌注更具优势。整只小鼠灌注虽可减少手术操作步骤，但仍需在灌流液经过胰腺后、到达肝脏前通过某血管（可能是门静脉）收集灌流液。门静脉采样仍需进行插管操作。尽管整只小鼠灌注可减少手术步骤，但由于肾脏和肺等器官会产生血管紧张素肽类，从而引入混杂因素，因而存在局限性。然而，这种方法是一种新颖的尝试，在研究其他器官产生的血管活性分子对胰岛的影响时可能具有重要价值，而这正是该研究的主要目标。

此前已有研究者成功实施全胰腺灌注7,22,26。在本更新版实验方案中，由于小鼠的解剖结构较之大鼠更小，使用小鼠进行该操作的技术难度有所增加。然而，本研究通过展示来自3只独立小鼠完整胰腺的特征明确的胰岛素分泌谱，成功证明了该方案的可行性。

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方案

所有在啮齿类动物上进行的研究均符合乔斯林糖尿病研究中心的指导方针（批准编号：22-01）。
注意：根据机构动物照护与使用委员会（IACUC）的要求，本操作为非存活性操作，采用主要和次要安乐死方法。

1. 开始

  1. 实施麻醉。
    1. 对禁食且血糖正常的实验小鼠（实验中使用的是53至74周龄的Flox/Cre雄性和雌性小鼠）腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪混合物（过量用作主要的安乐死方法：氯胺酮100–120 mg/kg，赛拉嗪10 mg/kg；试验期间注射的混合液体积约为0.08–0.14 mL），使用28 G针头进行注射。
      注意：使用禁食且血糖正常的小鼠有助于减少氯胺酮的影响；但也可使用其他麻醉剂替代。
    2. 用镊子夹捏小鼠后肢足部以检查反射，确保小鼠已充分麻醉。
      注意：若被夹捏的腿部无任何运动，则表明反射消失。
    3. 向眼睛涂抹无菌眼用软膏，以防止麻醉期间角膜干燥及角膜溃疡的发生。
  2. 固定实验动物。
    1. 确保小鼠被牢固固定，能够在实验过程中保持原位不动；本实验通过将磁铁连接至橡皮筋，并将橡皮筋绑在小鼠四肢上，再将磁铁吸附于磁性板上来实现固定。
  3. 清洁切口部位。
    1. 用70%乙醇喷洒小鼠体表，以防止其毛发造成污染。
      注意：剃除小鼠毛发可进一步降低毛发污染的风险。
  4. 进行切口操作。
    1. 使用镊子夹起距肛门约2–3 cm处的皮肤，用弯剪刀向上剪开，同时刺破腹膜。
    2. 从身体中线斜向切至肋骨及小鼠侧腹部区域。
    3. 在对侧做相同切口。
      注意：目标是充分暴露从直肠附近至膈肌范围内的腹腔结构。

2. 连接

  1. 结扎胃动脉。
    1. 用钝性镊子或手指将肠管移至动物右侧。提起胃部以定位胃动脉和静脉。
      注：通过观察从食管下段延伸至胃上部的血管，可识别胃动脉和静脉。
    2. 取一根7-0缝线（无针），用钝性镊子将其置于胃动脉下方，为结扎做准备。
    3. 打外科结，并通过牢固的结确保充分结扎。
      注：结的类型不重要；可通过结扎器官颜色变浅来判断血流是否被阻断，或通过切除器官并观察结扎点是否有血液流出进行确认。结扎胃动脉可避免胃内容物的影响，同时减少胃血管的渗漏，并引导灌注液流向腹腔动脉。
  2. 结扎左侧肾血管。
    1. 对左侧肾血管重复步骤2.1.1–2.1.3。
      1. 通过观察连接左肾的鲜红色和深紫色血管来识别左侧肾血管。此步骤可防止灌注液渗漏至肾血管，并将其重定向至腹腔动脉。
  3. 结扎腹主动脉上段。
    1. 重复步骤2.1.1–2.1.3。
      1. 通过观察位于中线的鲜红色主干血管及其分支（包括腹腔动脉、肠系膜上动脉和左侧肾血管）来识别腹主动脉上段。在腹腔动脉上方进行结扎，以减少上段腹主动脉的渗漏，确保灌注液流向腹腔动脉，最终到达胰腺。
  4. 结扎右侧肾血管。
    1. 将肠管移至动物左侧。捏住右肾周围的组织或脂肪作为支点，以帮助识别右侧肾血管。
    2. 重复步骤2.1.1–2.1.3。
      1. 通过观察连接右肾的紫色/暗红色血管（包括右侧肾静脉，其下方为不可见的肾动脉）以及这些血管与下腔静脉和腹主动脉的连接来识别右侧肾血管。此步骤与步骤2.2中对左侧肾血管的操作相对应，有助于进一步隔离胰腺；但需注意该血管与下腔静脉距离较近。
  5. 结扎下腔静脉的腹段。
    1. 通过观察一条较粗大的紫色血管及其与右侧肾静脉的分支连接，识别下腔静脉的腹段。
    2. 重复步骤2.1.1–2.1.3。
      注：此步骤可减少经门静脉回流的血液带来的潜在干扰，因灌注液将在门静脉处收集。
  6. 在分叉前结扎腹主动脉下段（图1）
    1. 重复步骤2.1.1–2.1.3。
    2. 在即将分叉前完成结扎后，在第一个结上方约0.5 cm处的主动脉下方再穿一根缝线。用此缝线固定插管位置。
    3. 利用该缝线与已结扎缝线之间的间隙插入插管。此结扎确保灌注液经腹主动脉下段向上流向腹腔动脉。
  7. 结扎门静脉（图2）
    1. 将肠管移至动物左侧，以便清晰观察门静脉。
    2. 根据需要切开膈肌和肋骨，以获得更大操作空间，便于观察门静脉，并为结扎和插管提供适当牵引。
    3. 尽可能靠上（靠近肝脏）结扎门静脉，以预留足够的空间用于后续插管。
    4. 在第一根缝线下方、胰腺上方再放置第二根缝线。步骤2.7.2将导致实验动物死亡。此外，此步骤对于收集灌注液以及防止灌注液在插管点上方发生逆流至关重要。

3. 插管

  1. 插管下腹主动脉。
    1. 用剪刀在下腹主动脉上，位于下方结扎线与上方缝线之间的区域，做一个0.5–1.5 mm的切口。
    2. 以下方的结扎线为支点，将导管经切口插入主动脉，直至到达上方的缝线处；注意避免撕裂血管。
    3. 将上方的缝线打结，以固定导管位置。
      注意：此步骤使灌注液能够进入封闭系统。在结扎线就位的情况下，灌注液应从下腹主动脉的入口处流经腹腔动脉，再进入胰腺血管，最终到达肝门静脉，以便在此处收集灌注液。
  2. 插管门静脉。
    1. 在门静脉刚离开胰腺后的部位，做一0.5–1 mm的切口。
    2. 一手用钝头镊子夹住上方结扎线作为支点，另一手用镊子夹住导管，将其插入门静脉。
    3. 若条件允许，使用第二根缝线将导管固定。
      注意：此步骤是封闭系统的出口端，灌注液在此处流出，反映胰腺对液体成分的影响。

4. 收集

  1. 进行灌注。
    1. 在放置下腹部主动脉导管之前，确保灌注系统已启动，灌注液以所需速度（约 2 mL/min）流动。
      注意：灌注液应从门静脉插管处流出，并进入收集管。可使用聚合酶链式反应（PCR）管以便于储存。此处使用的灌注液包括：含 1.2 mM 3-异丁基-1-甲基黄嘌呤（IBMX）的 2.6 mM 葡萄糖溶液、16.8 mM 葡萄糖溶液，以及在 Krebs-Ringer 碳酸氢盐缓冲液（KRB，含 16 mM HEPES 和 0.1% BSA，pH 7.4）中配制的含 3-异丁基-1-甲基黄嘌呤（IBMX）的 2.6 mM 葡萄糖溶液。灌注液的使用顺序为：从低葡萄糖溶液开始，切换至高葡萄糖溶液，再回到低葡萄糖溶液，最后以含 IBMX 的溶液作为对照结束。
  2. 收集灌注液。
    1. 每 30 分钟为一个间隔，将灌注液收集至 PCR 管中（每 3 分钟更换一次收集管）。
    2. 每次 30 分钟间隔结束后，更换灌注液。
    3. 对收集的样品进行酶联免疫吸附测定（ELISA）。若样品保存得当，该检测可于后续时间进行。

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结果

ELISA 检测结果应显示小鼠胰腺分泌胰岛素的程度依赖于灌注液中的葡萄糖水平。由于该方法在小鼠中具有新颖性，分析实验结果及其成功与否需与多个其他小鼠胰腺灌注实验的结果进行比较。双相胰岛素反应在高葡萄糖浓度下被认为是生理性的，这一点已在人类受试者以及胰岛灌流方法中得到证实。本研究结果与先前在大鼠中进行的胰腺灌注实验结果相似22。三次独立实验的平均胰岛素水平显示，在高葡萄糖（16.8 mM）刺激下出现典型的早期胰岛素分泌相，随后当葡萄糖浓度降低时分泌受到抑制，而在低葡萄糖水平（2.6 mM）下，分泌激动剂（IBMX）仍可增强胰岛素分泌。实验所用小鼠包括雄性和雌性，年龄均超过 1 年（图 3）。未来还需对具有其他特征的小鼠进行胰腺灌注研究。

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讨论

上述方案旨在构建一个封闭系统，该系统由完整的胰腺、两条输入血管（腹腔干和肠系膜上动脉）以及一条输出血管（肝门静脉）组成。所有其他血管均需结扎，以防止灌注液流经时发生泄漏，并确保胰腺及其微环境的独立性。本方案中的结扎步骤还可使灌注液仅流经胰腺，而不会进入可能干扰实验结果的其他器官（如肾脏、肝脏或肺脏），这些器官可能分泌血管紧张素肽类或迅速清除循环中的胰岛素。在本方案中，有两个关键步骤直接影响实验结果的获取：腹主动脉下段的插管和门静脉的插管。对于腹主动脉下段，必须确保插管进入时泄漏最少，以保障灌注液在小鼠血管系统中的正常流动。若发生泄漏，灌注液将沿阻力最小的路径流动（例如通过插管口），从而影响其在血管系统内的正常灌注。因此，打结时需确保固定住导管，既不能过松导致导管脱落，也不能过紧而损伤血管。插管时应特别注意避免完全穿透主动脉。为降低此类风险，可采取以下方法：尽量使导管与主动脉保持平行，并利用下方的结作为支点辅助插入导管。

门静脉插管困难的原因在于该静脉管壁较薄，导致插管时更容易被刺穿或损伤7。此外，门静脉从胰腺分支至肝脏的可用长度较短，...

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披露

作者声明无利益冲突。

致谢

作者感谢Christopher Cahill、Jennifer Hollister-Lock、Susan Bonner-Weir博士、Kanako Iwasaki博士、Francesko Hela博士、Priscila Carapeto在整个项目过程中提供的有益咨询、技术支持与指导。本研究得到了NIDDK R01 DK132535基金和NIDDK DRC P30 DK036836基金的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
纤维膜氧合器Harvard Apparatus73-3757允许氧气进入灌注液
加热垫Braintree Scientific39OM
氯胺酮/赛拉嗪Patterson Veterinary78908598
磁力板Braintree Scientific39OM
带橡胶圈的磁铁Braintree Scientific39OM
显微镜检查N/AN/A无特定公司
氧气瓶N/AN/A无特定公司
PCR管ThermoFisher/InvitrogenAM12225用于收集灌注液
PE-30管Braintree ScientificPE30
PE-50管Braintree ScientificPE50
蠕动泵N/AN/A无特定公司
手术器械N/AN/A无特定公司
缝合线N/AN/A无特定公司

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