Abstract
中风的实验动物模型是了解中风的病理和开发更有效的治疗策略非常宝贵的工具。 2周协议重复缺氧预处理（RHP）诱导长期保护，防止中枢神经系统（CNS）损伤的局灶性缺血性脑卒中的小鼠模型。 RHP由9随机暴露于缺氧该变化在两个持续时间（2或4小时）和强度（8％和11％的O 2）。 RHP减少梗死体积，血 - 脑屏障（BBB）的破坏，并为周后的最后暴露于缺氧的中风后的炎症反应，这表明了长期的感应的内源性的CNS保护表型。对于梗死体积和血脑屏障破坏的双重定量的方法是有效的评估小鼠RHP或其他神经保护剂推测神经血管的保护。成年雄性Swiss Webster小鼠被RHP或持续时间相当于曝光预处理到21％氧气
Introduction
成人残疾和死亡的第四大病因的主要原因，中风是美国面临的成人人口中最衰弱的疾病之一。卒中1动物模型允许对减少缺血性损伤的新方法和实验研究改善中风后恢复。一个新的途径，例如翻译研究的预处理。预处理是有意使用的非破坏性的刺激，以减少从随后，和更严重的，损伤的破坏。2缺氧预处理已经显示出产生在大脑中的多效性的变化提供保护，防止中风在体内和体外研究3，当然 ，单次曝光缺氧只提供短期的神经保护作用，诱导少于72小时耐受缺血的成年小鼠的4连四个星期后的14小时日常暴露在低压缺氧，林等人。 FOUND的神经保护作用只持续了一个星期。5重复缺氧预处理（RHP）的特点是频率，持续时间和低氧暴露强度随机变化。在对比一个单一预处理挑战，RHP诱导脑保护表型，持续长达八周的小鼠。6 RHP减少梗死体积，血-脑屏障（BBB）的破坏，血管炎，和白细胞血细胞渗出数周的最后低氧暴露后。 RHP特别通过降低T细胞，单核细胞，和巨噬细胞群体，同时维持B细胞群体中的缺血性半球炎症减少了缺血性脑7实际上，RHP任何CNS损伤诱导小鼠免疫表型之前，包括中风。 RHP处理的B细胞从RHP处理健康小鼠中分离表现出独特的抗炎表型，具有两个抗原呈递和抗体产生的下调。该在促炎症性免疫机制的整体减少使得RHP极好方法，以诱导内源免疫抑制不仅CNS特异性炎性疾病，而且全身的损伤或疾病的模型，其中包括一个促炎性病理。
RHP降低了梗死体积和血脑屏障破坏下一个暂时性大脑中动脉闭塞（tMCAo）。中风的动物模型，如常用的tMCAo，显着地提高中风的病理生理学的了解，以及更有效的neurotherapeutics设计。首先由小泉等人开发的。，1986年，8 tMCAo过程是诱导中风在啮齿类动物和优选的方法为以下灌注调查炎症一个的广泛使用的方法。作为方法tMCAo演进，更多的近期使用的有机硅涂覆的长丝进一步减少相对于其他模型9,10 <蛛网膜下腔出血的风险/ SUP>，提高了可靠性，但不幸的tMCAo往往产生于梗死体积变化很大。11-13这些研究大多描绘的冠状脑切片梗死区与2,3,5-三苯基氯化（TTC）染色，被认为是金标准梗死定量，因为它是产生生动的，可复制的结果的简单和廉价的方式。 TTC用作存在于线粒体脱氢酶的底物。当脑切片暴露在TTC溶液中，TTC选择性考虑活细胞，其中其非水溶性还原产物，甲，沉淀到深红色存活线粒体。因为在缺血组织线粒体功能障碍的，这个组织保持白色，使受损和健康组织的分化。14
RHP也减少了在缺血半球血脑屏障破坏。6因此，血脑屏障完整性的双重定量同一B内部降雨作为TTC基梗塞体积测定15将提供大约源性保护的充分发挥药效的有用信息，并在未处理的和处理的动物血脑屏障破坏和梗死之间潜在的因果关系。外周血通过具有破坏血脑屏障，继发于中风，潮增加白细胞群，促炎性细胞因子，氧化应激，血管性水肿，和出血性转化中的缺血性半球，最终增加了感染和死亡的发生率在缺血性脑卒中患者16,17测量血脑屏障损伤的动物模型中的常用方法是通过定量的伊文思蓝（EB）的染料泄漏入脑。15,18-21 EB选择性地结合血清白蛋白，球状蛋白质（MW = 65 kDa）的不穿过BBB在未受伤的动物。22继缺血性中风，EB渗入脑和荧光在620nm，允许光密度withi的测量n中的灌注损伤实质22的光密度成正比血脑屏障的时EB已经洗出的验尸皮质脉 管由transcardiac灌注的渗透性。随着动物EB管理TTC染色大脑的即时处理，既梗死体积和血脑屏障破坏，可以有效地量化。应当指出，然而，神经元损伤和血脑屏障破坏不是在中风后大脑伴随工序，23,24这样的牺牲的时间的选择是一个重要的考虑因素。
接下来的协议细节的RHP方法，该tMCAo方法用于诱导临时动脉闭塞该模型中脑动脉闭塞在人类患者，和双组织学方法，用于确定神经和血管中风损伤端点。 TTC测量细胞死亡和累积的组织损伤，从而允许整体梗塞体积的量化乌梅，而电子束提供的血脑屏障损伤的半球定量。
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Protocol
注：此协议被批准的机构动物护理和使用委员会（IACUC）在得克萨斯大学西南医学中心这为健康（NIH）的政策实验动物的使用遵循全国学院。
1.重复缺氧预处理
- 定制设计上的气体调节器4流量计和附加到标准15升感应腔与PVC管，以允许压缩气体从氧气（O 2）的罐，以经由入口端口流入所述腔室。看装备和材料有关自定义设计的更多细节。
- 小鼠分成2组：重复缺氧预处理（RHP）集团，该集团接受暴露于8％和11％O 2，和对照组，其中接收暴露于21％O 2（室内空气）兼任。请参考表1中的频率变化，强度（图8和11％的O 2或21％的O 2），和RHP暴露的持续时间（2或4小时）。</ LI>
- 删除每个笼子的顶部过滤器盖板，将笼，食物和水的瓶子完好，在连接到各自的O 2坦克室。关闭并固定室的盖。
- 打开该罐的主气阀，并设置为每个感应腔室的初始流量为每分钟（LPM）的2L曝光的前5分钟。降低流速为1 LPM对于曝光的其余部分。
- 在曝光结束时，减少流至0 LPM和关闭气体阀门的坦克。
- 打开盖子室和更换滤芯顶盖上的每个笼子里。地方标准的住房笼，直到下一次低氧暴露。
- 喷绒与NPD（Steris的），或者在每次使用后的等效消毒/除臭每个感应室。
- 在一天两周的过程中的同时露出两个21％和RHP小鼠如表1所述。
2.瞬态大脑中动脉闭塞（tMCAo）
- 见讨论关于中风的时机下最终RHP曝光更多细节。
- 准备一个无菌的手术工作。清洁周围的工作场所，用70％乙醇或等效消毒和高压灭菌的所有外科手术工具。
- 设置了激光多普勒血流仪（LDF）仪器测量脑血流量（CBF）的相对变化。打开加热垫至37℃。打开孵化器34℃。
- 麻醉小鼠一短暂暴露于4％的异氟醚/ 70％ 的 NO 2/30％O 2的混合在一个小感应腔室。轻轻捏爪子确认适当的麻醉。如果鼠标撤回它的爪子，返回鼠标的感应室，继续异氟醚曝光。
- 从麻醉诱导室取出小鼠和快速插入鼠标的鼻子的鼻锥。打开气流到鼻锥，封闭流向ANESthesia感应室。
- 在不改变70％ 的 NO 2/30％O 2的混合气体，异氟醚固定在1.8％的维持剂量为程序的剩余部分。呼吸要保持缓慢，在整个过程中定期但是如果呼吸变得急促而浅，增加了异氟醚剂量。维持剂量可以在实验中使用的设备的制造和动物之间变化。
- 使用microshaver，剃除毛发上的时间区域中的眼睛的角部和所述耳以及颈部腹侧中线之间。去除多余的皮毛和应用眼部润滑剂用无菌棉签保持角膜的过程中干燥。擦拭用酒精垫和棉签providone碘用无菌棉签切口区保持无菌条件。
- 根据啮齿类动物外科手术指导管理止痛药。
- 通过眼睛和耳朵之间的时间皮肤做一个切口。暴露颞肌。手术采用微型剪刀，剪颞肌韧带在白肌条纹区域内的时间山脊。
- 轻轻横向推肌肉体积用钳子以可视化的大脑中动脉（MCA）通过头骨。颞肌切开后，该地区可能会充满血液。轻轻用棉签止住任何潜在的出血。
- 目标的LDF探头端部与马华区。记录选为小鼠之间这方面的变化船只。
- 保持就位并平齐的LDF与颅骨直到稳定红细胞通量被读取并记录该值作为基线CBF。在激光多普勒血流仪理想基线CBF是> 600通量，但是这将随制造商。如果基线CBF是<400磁通，流记录是最有可能从附近的静脉，或探针在目标容器的一个不完整的位置。
- 后基线CBF被建立，repositi鼠标上使颈部露出。支持它的头，并保持鼠标在稳定麻醉从鼻锥。
- 建立从略低于下颌到锁骨下腹正中切口。
- 使用镊子，钝解剖所有浅筋膜，以暴露左颈总动脉（CCA）。由结缔组织和迷走神经分离CCA。
- 永久结扎CCA用6.0丝线缝合。将缝线结扎近端为尽可能地留出足够的空间闭塞灯丝位置。
- 循环和松散的领带绕CCA远端第二丝线缝合6.0的遮挡缝合。要小心，不要堵塞动脉的闭塞长丝随后将通过颈螺纹。
- 使用8×2mm的光微serrafine areterial夹子夹住CCA远端松散绑丝线缝合。轻轻提起CCA钳和做一个小切口纵，因为近端缝合结扎作为可能为3 mm vannas。
- 通过切口螺纹12mm的涂硅6.0轨距尼龙阻塞长丝进入动脉管腔，然后前进它几个毫米。松散收紧阻塞丝的尖端周围的二次宽松丝线缝合，以确保血液流动不压灯丝了CCA和消除动脉夹。
- 在CCA到颈内动脉（ICA）和外部颈动脉（ECA）的第一分叉，螺纹闭塞灯丝到第一分叉的右分支进入ICA.Advance闭塞灯丝9至10.5毫米过去第二丝线缝合到左内颈动脉（ICA）。
- 进入ICA后不久，提前阻塞长丝进入左分支在ICA和pterogopalantine动脉（PPA）之间的第二分叉。苯丙醇胺的可视化是不可能这样继续，直到你觉得与遮挡丝满放置一个温和的阻力。起重ICA用钳子可以帮助长丝更容易线程进入第二birfurcation左支。收紧第二丝线。
- 将鼠标使切口在MCA是可见的。随着LDF设备，确认CBF通过LDF读数受阻。一个成功的闭塞是从基线CBF减少> 80％。
- 完全收紧，双结周围的阻塞长丝第二丝线缝合的时候适当的位置来实现的。如果必要的话，稍微推入或拉出细丝遮挡实现CBF标准成功闭塞（从基线CBF 如 > 80％降低）。
- 关闭颈部和头部开口6.0尼龙缝合线。
- 地方小鼠在34℃培养箱为闭塞的持续时间。闭塞的推荐长度是60分钟，但是这对于改变脑血管解剖，25岁，应变依赖差异和injur程度Ÿ所需的（轻度，中度，重度）。确保动物脱落麻醉分钟内恢复意识。
- 重新麻醉动物用异氟醚，如步骤2.3中所述，5分钟的预先定义的闭塞期结束前，打开头皮切口，并确认MCA灌注经颅LDF读数依然减少。如果脑血流量的减少不充分（ 例如，<20％基线CBF），在MCA已经闭塞期间再灌注在一些点和鼠标应排除进一步的实验。
- 打开中线颈切口和松散捆绕CCA第三丝线，远端向第二丝线缝合但近端CCA分叉，以确保外颈动脉（ECA）将保持存活灯丝移除之后。
- 剪切或解开持有闭塞长丝（ 即第二丝线缝合）结 和撤销封闭丝缓慢。一旦取出，迅速关闭周围的CCA第三丝线从ICA尽量减少血液回流。双结这个缝合关闭切口用6.0尼龙缝合线。
- 重新定位鼠标5分钟再灌注后，以量化的CBF的水平。再灌注成功通常被定义为基线脑血流量> 50％的CBF，但与闭塞流，研究者可以建立自己的标准。如果动物呈现低于基线50％的CBF，则很可能在MCA是“永久”闭塞，因而表示另一研究排除标准。
- 关闭两个切口用6.0尼龙缝合线。根据啮齿动物准则提供盐水，麻醉剂（利多卡因）和抗生素。然而，一些小剂量的抗生素（3毫克/公斤的二甲胺四环素的）已经被发现是神经保护以下中风。26
- 经过手术后，老鼠的地方在一个无尘，无菌笼子里苏醒的恒温培养箱。提供湿润FOOd或营养水合膳食凝胶补充剂和水的培养皿作为动物将具有受限制的流动性中风。恢复过度术后疼痛和死亡过程中密切监测动物。
3.伊文思蓝（EB）注射
- 再灌注后注射EB 22小时，并在血液中循环应该为以牺牲和TTC染色前2小时。
- 使注射（在盐水中的2％的EB）使用EB溶液并轻轻混合，在室温下进行。过滤通过滤纸或溶液通过附连到一个小注射器以除去未溶解的EB，并储存在室温下0.2微米的过滤器推。
- 制备所需要的注射EB的量（4毫升/公斤体重）画出染料所需量成0.3毫升的胰岛素注射器用29号针头，并确保该溶液是在室温下
- 采用平底阻挡抑制鼠标。握住尾巴，这样的侧脉是UPPermost。侧脉位于尾部的中心线的两侧。抓住尾巴尖，以保持稳定的老鼠注射。
- 针插入静脉约3.5毫米，小心不要刺穿静脉。确认针头是在静脉通过绘制背面上的注射器和寻找血迹。
- 注入所有的染料在1分钟的过程。如果溶液是进入静脉应该有最小的阻力作为压力施加到注射器。在尾部，四肢，鼠标的眼睛立即变色确认EB成功的全身静脉给药。
- 取下尾针，轻轻地用干净的纱布，以止血施加压力。
- 开始计时，当鼠标的皮肤变成蓝色。允许在EB循环2小时穿透减弱血脑屏障。
4. 2,3,5-氯化三苯基四唑（TTC）染色
- 一旦粉末完全溶解后，立即转移至瓶中，盖以箔，并储存在4℃。 TTC和组织沾上TTC是对光敏感。
- 开始灌流泵以5毫升/分钟的流速用60毫升注射器填充用冰冷的0.01M PBS中并连接到一个27瓜哥翅输液针。将针约0.5cm到心脏的左心室的点尖和剪切右心房。逐步稀释静脉血应该灌注过程中流出的中庭，直到静脉血出现无色。 Transcardially灌注30毫升0.01M磷酸盐缓冲盐水（PBS）通过心脏。
- 通过插入一个不锈钢0.21毫米厚刀片成从矩阵的喙侧的第二插槽中取出嗅球。
- 通过从基体的尾侧上的第四时隙中插入一个刀片除去小脑。
- 插入一个刀片成在基质中的剩余的槽的中间槽。插入其余刀片，均匀地平分剩余组织，以确保在切片过程中最均匀分布的组织。
- 一旦所有的刀片已插入，添加1〜2滴PBS中至脑滋润它。
- 卸下刀片■一个在从基质与延髓区域开头的时间。保持前7切片TTC分析tMCAo后。用小铲小心从叶片到TTC填充小瓶转移的切片。
- 当该部分被布置在滑动，使用标准扫描器扫描的幻灯片。设置分辨率最低为600 dpi的图像分析。一定要包括动物的名称和扫描图像中的米尺。
- 翻转过来幻灯片和扫描背侧，以确保收集的所有数据。
5.脑梗死体积的定量
- 通过使用标准图像分析软件（ 例如，ImageJ的）量化梗塞体积。
- 扫描图像以高分辨率（ 如 600 DPI）进行充分的分析。裁剪图像。标准化规模为用米尺包括扫描图像中的所有图像。
- 计算使用下面的公式对侧半球的总体积。重复此公式计算同侧半球的总体积。
每个片X层厚总对侧半球的总和 - 计算间接梗死体积。 。控制中风同侧水肿使用健康，对侧作为对照27使用下面的公式来计算间接梗死体积：
对侧大脑半球的总体积 -
（总volum3次测量梗死电子同侧半球的体积 - 平均）
6.血脑屏障（BBB）完整性定量
- 为了准备EB定量，先掂量2.5英寸称量皿。记录重量并标记2称量皿每个动物：一个用于同侧半球，一个用于对侧半球。
- 扫描TTC染色切片后，平分每个部分用一次性刀片到同侧和对侧半球。将所有7个部分同侧半球一掂船，记录重量。重复对侧半球。
- 紧接重量船转移到烘箱组为56℃48小时。
- 称取干燥的部分。转移两个半球到单独的1.5 ml离心管中。
- 计算所需要的每一个半球甲酰胺的量（8毫升/克干组织），并添加到它们各自microcentrifugË管。甲酰胺是对光敏感，覆盖铝箔全部甲酰胺处理的样品，从这个点开始。
- 转移离心管至培养箱设定为56℃另外48小时。
- 经过48小时，吸取了蓝色上清到另一组标记的离心管中。推组织到管的底部，以最大限度地提取上清液的体积。保持上清液管和处置所有组织。
- 在甲酰胺制备的EB指数系列稀释的标准曲线。包括通过EB的甲酰胺64微克/毫升1空白（甲酰胺只），然后用10指数0.125溶液微克/毫升。
- 吸液管将300μl标准曲线所作的稀释液到96孔板中。移液器将300μl上清液成相应的孔中。
- 测量在分光光度计上在620nm的吸光度。
- 与吸收Ø比较EB稀释的标准曲线f显示上清样品。的光密度成正比血脑屏障的完整性。
- 假定对侧半球作为背景的光密度，并使用式（同侧-对侧）/对侧，以确定倍数变化。有关统计分析，进一步的细节参见Martin 等人 ，2010年18
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Representative Results
这项研究包括25男瑞士韦伯斯特小鼠为10周龄时随机开始进入RHP（N = 10）或21％O 2（N = 15）组。两周后的最终RHP曝光，外科手术进行，以盲基和天之间平衡。继tMCAo，1个鼠标术后恢复过程中死亡和1个鼠标被排除在研究，因为它不符合再灌注CBF标准。排除两种小鼠在21％O 2组。按照ARRIVE准则，28表2示出的外科参数。间接的梗死体积，半球肿胀（ 即 ，水肿），和伊文思蓝（EB）外渗示于图2中 ，所有的数据都用非配对t-检验（平均值，示出标准偏差）分析，检测到具有错误发现率离群小于1％（GRAPHPAD棱镜），其去除4异常值（2的21％，2个来自RHP）从EB数据集。
3）相比，21％的O 2治疗小鼠（62.6±42.6毫米3），但这种差异不显著（P = 0.10）。然而， 一个先验功率分析预测所需每组n = 10组，这是我们不与RHP处理的小鼠达到除去异常值之后。这应该在设计使用RHP未来的实验加以考虑。有RHP的上半球肿胀没有影响，从TTC体积分析得出的度量，可能与水肿6 RHP处理的小鼠等同表现出的趋势（p值= 0.05）在血脑屏障损伤的标准化为缺血半球内的还原对侧半球。 图2D显示了一个范围EB泄漏的两个治疗组的值。
图1：定制设计RHP室上部面板描绘了定制流量计用于空气流动的多达四个室个人监控。不透气管被示出为离开流量计和附连到所述下面板的15升感应腔室的入口端口。出口保持开放期间RHP，以便空气流通。
图2：RHP减少梗死体积和血脑屏障破坏RHP（A）的降低与对照小鼠相比梗塞体积46％，但有（B）中从所述的TTC数据得出半球肿胀没有影响（C）在相同的动物， RHP减少血脑屏障损伤（p值= 0.05）通过伊文思蓝限定泄漏归对侧半球。（D）的代表的TTC染色来自RHP处理和21％O 2的
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Discussion
单次暴露于全身缺氧（ 即人力资源，2 11％O 2）在小鼠“瞬时”免受tMCAo，29大脑意义缺氧预处理挑战后生反应是持续时间短，基线表型内恢复天。缺氧预处理刺激重复演示大大延长神经保护型的持续时间。6，许多研究表明，频率，幅度和持续时间的反复刺激训练都是这种反应的关键因素。例如，简单地重复同样的强度和缺氧的持续时间（2小时的11％的氧气）每周3次（MWF）2周以上不延长治疗窗用于从tMCAo，6神经血管的保护，但是足以诱导长期在视网膜长期缺血耐受。30有趣的是，虽然5暴露于全身缺氧（HR 5 8％O 2 </子>）隔开6天相隔免受tMCAo诱导的最后低氧暴露后第3天，如果5缺氧暴露置于相隔三天神经保护已丢失。31这样做的原因差仍不清楚，但可能是由于在缺氧时间相对于这个协议和/或本严重缺氧的挑战之间的恢复时间不足严重的。
总之，滴定在频率，幅度和持续时间的域重复缺氧的挑战，而不是诱导损伤似乎宽容的发展是至关重要的，别说组织特异性或许物种特异性的效果。例如为3的RHP曝光9涉及暴露于8％O 2 4小时，虽然6小时的8％O 2诱导的海马神经元死亡。32因此，必须严格遵守的RHP协议关于持续时间和低氧暴露诱导内源性的严重性保护。虽然昼夜节律对预处理诱导保护的潜在影响需要进一步探索，33执行RHP暴露在一天的某个特定队列的同时减少了任何潜在的混淆效应的风险。在剂量反应和效力方面，当tMCAo诱导后2周的最后低氧暴露，3的时候RHP处理健康小鼠表现出免疫抑制表型（在从焦点冲程最稳健RHP介导的保护发生没有缺血性损伤的）。7这间2周时间点可能不与最大保护，防止其他急性CNS损伤，或在其他器官系统的周期相一致。既RHP协议和后生响应的时间特征，无疑需要优化每个新平移使用。
之一的tMCAo过程的最大限制之一是梗塞沃的不均匀分布卢梅斯，如图该代表性数据集。威利斯，软脑膜血管吻合和侧支背路口的圈子所提供的侧支循环可能导致不一致梗死卷。威利斯在小鼠不同品系的圈，以及后交通动脉的存在和通畅，25 34之间变化，35可以进一步降低内群体梗死体积的一致性。健壮的样本大小和复制往往需要产生决定性的结果，并相应地电后应该被包括在实验的设计中。中风诱导的其它方法，特别是远端局灶性缺血的方法，如经由一个钻孔在横向颅骨，或MCA的远端分支的photothrombosis主MCA分支闭塞，经常产生在每搏输出量变化较小。光化学中风是有限的，然而，因为它们同时产生细胞外和细胞内水肿，一个phenomenoN不可见在人类缺血性中风。36相反，tMCAos更直接适用于临床环境如以上在人类中的所有笔划的60％的发生是由于阻塞大脑中动脉37最后，tMCAo过程中使用的麻醉，异氟烷，已经显示出诱导神经保护。38为了解释这种神经保护，异氟烷含量应在手术之间和处理的和未经处理的实验组之间是一致的，并保持在<3％，以减少其潜在的神经保护作用。39
时间也是在TTC染色过程中的关键。虽然有很大的变化，在行程文献关于在其中TTC染色可以缺血后要执行的时间，从4小时至7天改变中风后，18,40 TTC染色应该行程为最后发生在24至48小时一致和明确划定梗死体积。 TTC梗死体积有蜜蜂N实际中风后企稳24小时，但48小时后，巨噬细胞的流入缺血性脑使得定义梗死体积困难。此外14,40，脑组织与TTC染色应紧跟牺牲。延迟染色将降低，因为来自动物死亡，不脑梗塞所得增加的线粒体死亡的污点的质量。将发生在线粒体死亡类似的增长，如果大脑的刀片插入过程中没有保持湿润。虽然该协议清楚地说明梗塞分析与TTC染色的利益，其他的免疫组化染色可以用来量化梗死体积以下tMCAo。甲酚紫或氟玉染色有牺牲后染色刚性较小的时间要求，但这些经典的污渍需要用低温恒温器或切片机获得非常薄的部分，因此需要更多的时间进行综合总结和分析。14此外，这些圣AINS不能与血脑屏障损伤的EB定量结合使用，由他人开发，15消除在给定脑梗塞体积和血脑屏障完整性之间直接比较的可能性。应当指出，而不是纯白色卷RHP处理的动物一般显示出的粉红色。6为了避免在RHP处理的小鼠的梗塞的洗出，我们使用较短的染色时间为TTC，其导致更多的粉红色的健康组织，而不是暗红色。伊文思蓝处理也加深梗死面积那么纯洁的白色梗死是不可能的双重量化染色该协议提出的。
为了中和群体之间的比较EB量化，所有的动物都必须经过相当于流通时间为EB。他人已经注入的EB立即再灌注，并允许EB循环长达72小时，41或在4小时后tMCAo循环4小时，15为可选择性Ë方法。在跨越了破坏血脑屏障，进入脑组织EB的数量表示白蛋白结合染料从注射时间牺牲了时间的积分累加。因此，在该论文中描述的方法揭示了血脑屏障的状态在精确22和再灌注的24小时之间的时间，并可能会错过更早或更晚的开口或阻挡的倒闭。相反，由Wang等人所采用的方法。揭示了72小时以下的行程，包括在有3天后行程时间BBB状态的所有更改BBB的状态既不42协议是好还是坏。尽管仍存在“丢失”的血脑屏障通过使用更短的循环时间一过开口的风险，它允许调查，以确定血脑屏障病理生理学的特定时间的功能，并与其他方法配对，如下所示。他人已经联合TTC和EB通过心内1分钟后穿心灌注注射EB 18然而，这满足HOD产生不一致的结果，是一个复杂得多的过程比上述协议。
一对RHP未来最有前途的方向是这样的预处理协议其他疾病状态的翻译应用。间歇性低氧暴露都被认为是保护促炎CNS条件下比其他缺血。在阿尔茨海默氏症的大鼠模型，2周4小时每天暴露在低压缺氧降低记忆力和皮层神经元的β-淀粉样蛋白的脑注射后损失减值。43间歇性缺氧（2周15小时每天暴露于低压缺氧）还发现以下的L- buthionine- [S，R] -sulfoximine（L-BSO）输注，帕金森氏的模型这损害纹状体多巴胺能传输是保护中的作用。44然而，早老性痴呆和帕金森氏的这些模型仅调查了短期效应缺氧预处理，43,44侦办长期神经保护作用RHP可能是研究的一个富有成效的未来发展方向。此外，诱导的RHP的神经保护可以延伸到改善血脑屏障完整性的老年痴呆症的小鼠模型中，这可能与在EB进行分析。45双TTC和EB分析将是更加有用帕金森模型，因为它导致纹状体病变46和血脑屏障中断，47可与TTC 48和EB，49分别进行定量。总体RHP是巨大的潜力转化为预处理唯一它诱导长期的，消炎和神经保护作用的一个简单的，强有力的形式。 TTC和EB的双重定量也可容易地应用于涉及线粒体破坏，细胞死亡，和血脑屏障渗漏其它疾病状态。
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Flowmeters, regulators | VetEquip, Inc | Specialty order | Four flowmeters are attached to 6.0 mm flexible PVC tubing which connects to the inlet port on each induction chamber with a plastic female connector. These flowmeters are bolted to a 6.5" x 1" x 1" metal bar. This metal bar is bolted to a MI-246-P pressure gauge with a DISS outlet. This pressure gauge and flowmeter equipment can be attached to each new gas cylinder with a wrench. |
| 21% O2 tank | AirGas | OX USP200 | |
| 11% O2 tank | AirGas | Specialty order | |
| 8% O2 tank | AirGas | Specialty order | |
| 15 L induction chambers | VetEquip | 941454 | |
| Moor Laber Dopper Flow | Moor Instruments | moorVMS-LDF1-HP | 0.8 mm diameter probe |
| High Intensity Illuminator | Nikon | NI-150 | |
| Zoom Stereo Microscope | NIkon | SMZ800 | Other surgical microscopes may be used. |
| Kent Scientific Right Temperature CODA | Kent Scientific Corporation | Discontinued | Recommended replacement is PhysioSuite with RightTemp Temperature Monitoring and Homeothermic Control (Kent Scientific, #PS-RT). |
| Hovabator Incubator | Stromberg's | 2362-E | Our model is the 2362N. 2362E is a later model and includes an electronic thermostat. |
| V010 Anesthesia system | VetEquip | 901807 | Includes: ten foot high-pressure oxygen hose, frame, flowmeter, oxygen flush assembly, vaporizer, breathing circuit, chamber, nosecones, waste gas evacuation tubing and two VapoGuard filters |
| 250 ml isoflurane | Butler Schein | NDC-11695 | |
| D-6 Vet Trim Animal Cordless Trimmer | Andis | #23905 | Replacement blades are available from Andis (#23995) |
| Betadine | Fisher Scientific | 19-898-867 | |
| Q-tips | Multiple sellers | Catalog number not available | |
| Gauze Pads | Fisher Scientific | 67622 | |
| Surgical drape | Fisher Scientific | GM300 | |
| Silk Sutures | Look/Div Surgical Specialties | SP115 | |
| Nylon Sutures | Look/Div Surgical Specialties | SP185 | |
| Durmont #5 forceps (2) | Fine Science Tools | 11251-35 | Angled 45° |
| Surgical Scissors | Fine Science Tools | 14028-10 | |
| 3 mm Vannas | Kent Scientific Corporation | INS600177 | Straight blade |
| Hartman Hemostats | Fine Scientific Tools | 13002-10 | |
| Occluding filaments | Washington University | Specialty order | Filaments are silicone coated at Washington Univeristy and provided to UTSW facilities for a fee. |
| Evans Blue | Sigma Aldritch | E2129-10G | |
| Filter Paper | Sigma Aldritch | WHA1001150 | 150 mm, circles, Grade 1 |
| Weigh Boats | Fisher Scientific | 02-202-101 | 2.5" diameter |
| 0.9% Sodium Chloride Injection USP | Baxter Pharmaceutics | 2B1321 | |
| 0.3 cc insulin syringe with 29 gauge needle | Becton Dickinson Labware | 309301 | |
| Flat bottom restrainer | Braintree Scientific | FB M | 2.0" diameter |
| TTC | Sigma | T8877 | |
| 10x PBS, pH 7.4 | Fisher Scientific | BP399-20 | |
| Water Bath | Multiple sellers | Catalog number not available | Scintillation tubes with TTC may be manually held under running warm water as an alternative to the water bath. |
| Styrofoam board | Multiple sellers | Catalog number not available | |
| Large Syringe Kit | PumpSystems Inc | P-SYRKIT-LG | |
| Perfusion Pump | PumpSystems Inc | NE-300 | |
| 60 cc syringe | Fisher Scientific | NC9203256 | |
| 27 gauge winged infusion set | Kawasumi Laboratories, Inc | D3K1-25G 1 | |
| 20 ml scintillation vial | Fisher Scientific | 50-367-126 | |
| Stainless steel spatula | Fisher Scientific | 14-373-25A | |
| Alto acrylic 1.0 mm mouse brain, coronal | CellPoint Scientific | Catalog number not available | |
| 0.21 mm stainless steel blades, 25 pk | CellPoint Scientific | Catalog number not available | Reusable cryostat blades are an inexpensive alternative. |
| 4% paraformaldehyde | Santa Cruz Biotechnology | SC-281692 | |
| Superfrost microscope slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
| HP Scanjet G4050 | Multiple sellers | Catalog number not available | Other commercial scanners are suitable for this step in the protocol. |
| ImageJ | National Institute of Health | Catalog number not available | |
| Analytical Balance | Mettler Toledo | XSE 205U | |
| Precision Compact Oven | Thermo Scientific | PR305225M | |
| 1.7 ml microcentrifuge tubes (Eppendorfs) | Denville Scientific | C2170 | |
| Formamide | Fisher Scientific | BP228-100 | |
| 96-well plates | Fisher Scientific | 07-200-9 | |
| Epoch Microplate Spectrophotometer | BioTek | Catalog number not available |
References
- Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics--2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
- Gidday, J. M. Cerebral preconditioning and ischaemic tolerance. Nat Rev Neurosci. 7 (6), 437-448 (2006).
- Stetler, R. A., et al. Preconditioning provides neuroprotection in models of CNS disease: paradigms and clinical significance. Prog Neurobiol. 114, 58-83 (2014).
- Bernaudin, M., et al. Normobaric hypoxia induces tolerance to focal permanent cerebral ischemia in association with an increased expression of hypoxia-inducible factor-1 and its target genes, erythropoietin and VEGF, in the adult mouse brain. J Cereb Blood Flow Metab. 22 (4), 393-403 (2002).
- Lin, A. M., Dung, S. W., Chen, C. F., Chen, W. H., Ho, L. T. Hypoxic preconditioning prevents cortical infarction by transient focal ischemia-reperfusion. Ann N Y Acad Sci. 993, 168-178 (2003).
- Stowe, A. M., Altay, T., Freie, A. B., Gidday, J. M. Repetitive hypoxia extends endogenous neurovascular protection for stroke. Ann Neurol. 69 (6), 975-985 (2011).
- Monson, N. L., et al. Repetitive hypoxic preconditioning induces an immunosuppressed B cell phenotype during endogenous protection from stroke. J Neuroinflammation. 11, 22 (2014).
- Koizumi, J. Y. Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
- Liu, F., McCullough, L. D. The middle cerebral artery occlusion model of transient focal cerebral ischemia. Methods Mol Biol. 1135, 81-93 (2014).
- Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. J Vis Exp. (69), (2012).
- Lin, X., et al. Surgery-related thrombosis critically affects the brain infarct volume in mice following transient middle cerebral artery occlusion. PLoS One. 8 (9), e75561 (2013).
- Yuan, F., et al. Optimizing suture middle cerebral artery occlusion model in C57BL/6 mice circumvents posterior communicating artery dysplasia. J Neurotrauma. 29 (7), 1499-1505 (2012).
- Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
- Feng Zhang, J. C. Animal Models of Acute Neurolgoical Injuries II. Springer Protocol Handbooks. Chen, X. X. J., Xu, Z. C., JZ, W. ang , Humana Press. 93-98 (2012).
- Ludewig, P., et al. Carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1 inhibits MMP-9-mediated blood-brain-barrier breakdown in a mouse model for ischemic stroke. Circ Res. 113 (8), 1013-1022 (2013).
- Sandoval, K. E., Witt, K. A. Blood-brain barrier tight junction permeability and ischemic stroke. Neurobiol Dis. 32 (2), 200-219 (2008).
- Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiol Dis. 16 (1), 1-13 (2004).
- Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
- Yasmina Martin, C. A., Maria Jose Piedras, A. K. Evaluation of Evans Blue extravasation as a measure of peripheral inflammation. Protocol Exchange. , (2010).
- Belayev, L., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Quantitative evaluation of blood-brain barrier permeability following middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Res. 739 (1-2), 88-96 (1996).
- Martin, J. A., Maris, A. S., Ehtesham, M., Singer, R. J. Rat model of blood-brain barrier disruption to allow targeted neurovascular therapeutics. J Vis Exp. (69), e50019 (2012).
- Kaya, M., Ahishali, B. Assessment of permeability in barrier type of endothelium in brain using tracers: Evans blue, sodium fluorescein, and horseradish peroxidase. Methods Mol Biol. 763, 369-382 (2011).
- Chen, Z. L., et al. Neuronal death and blood-brain barrier breakdown after excitotoxic injury are independent processes. J Neurosci. 19 (22), 9813-9820 (1999).
- Abulrob, A., Brunette, E., Slinn, J., Baumann, E., Stanimirovic, D. In vivo optical imaging of ischemic blood-brain barrier disruption. Methods Mol Biol. 763, 423-439 (2011).
- Majid, A., et al. Differences in vulnerability to permanent focal cerebral ischemia among 3 common mouse strains. Stroke. 31 (11), 2707-2714 (2000).
- Xu, L., et al. Low dose intravenous minocycline is neuroprotective after middle cerebral artery occlusion-reperfusion in rats. BMC Neurol. 4, 7 (2004).
- Goldlust, E. J., Paczynski, R. P., He, Y. Y., Hsu, C. Y., Goldberg, M. P. Automated measurement of infarct size with scanned images of triphenyltetrazolium chloride-stained rat brains. Stroke. 27 (9), 1657-1662 (1996).
- Drummond, G. B., Paterson, D. J., McGrath, J. C. ARRIVE: new guidelines for reporting animal research. J Physiol. 588 (Pt 14), 2517 (2010).
- Miller, B. A., et al. Cerebral protection by hypoxic preconditioning in a murine model of focal ischemia-reperfusion). Neuroreport. 12 (8), 1663-1669 (2001).
- Zhu, Y., Zhang, Y., Ojwang, B. A., Brantley, M. A., Gidday, J. M. Long-term tolerance to retinal ischemia by repetitive hypoxic preconditioning role of HIF-1alpha and heme oxygenase-1. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (4), 1735-1743 (2007).
- Cui, M., et al. Decreased extracellular adenosine levels lead to loss of hypoxia-induced neuroprotection after repeated episodes of exposure to hypoxia. PLoS One. 8 (2), e57065 (2013).
- Prass, K., et al. Hypoxia-induced stroke tolerance in the mouse is mediated by erythropoietin. Stroke. 34 (8), 1981-1986 (2003).
- Svorc, P., Benacka, R. The effect of hypoxic myocardial preconditioning is highly dependent on the light-dark cycle in Wistar rats. Exp Clin Cardiol. 13 (4), 204-208 (2008).
- Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
- Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
- Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
- Lesak, M. D., Howieson, D. B., Loring, D. W. Neuropsychological Assessement. , Oxford University Press. 195-197 (2004).
- Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism. Neuroreport. 13 (11), 1431-1435 (2002).
- Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
- Liu, F., Schafer, D. P., McCullough, L. D. T. T. C. fluoro-Jade B and NeuN staining confirm evolving phases of infarction induced by middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 179 (1), 1-8 (2009).
- Wang, Z., Leng, Y., Tsai, L. K., Leeds, P., Chuang, D. M. Valproic acid attenuates blood-brain barrier disruption in a rat model of transient focal cerebral ischemia: the roles of HDAC and MMP-9 inhibition. J Cereb Blood Flow Metab. 31 (1), 52-57 (2011).
- Rosenberg, G. A., Estrada, E. Y., Dencoff, J. E. Matrix metalloproteinases and TIMPs are associated with blood-brain barrier opening after reperfusion in rat brain. Stroke. 29 (10), 2189-2195 (1998).
- Goryacheva, A. V., et al. Adaptation to intermittent hypoxia restricts nitric oxide overproduction and prevents beta-amyloid toxicity in rat brain. Nitric Oxide. 23 (4), 289-299 (2010).
- Lin, A. M., Chen, C. F., Ho, L. T. Neuroprotective effect of intermittent hypoxia on iron-induced oxidative injury in rat brain. Exp Neurol. 176 (2), 328-335 (2002).
- Paul, J., Strickland, S., Melchor, J. P. Fibrin deposition accelerates neurovascular damage and neuroinflammation in mouse models of Alzheimer's disease. J Exp Med. 204 (8), 1999-2008 (2007).
- Deumens, R., Blokland, A., Prickaerts, J. Modeling Parkinson's disease in rats: an evaluation of 6-OHDA lesions of the nigrostriatal pathway. Exp Neurol. 175 (2), 303-317 (2002).
- Lee, H., Pienaar, I. S. Disruption of the blood-brain barrier in Parkinson's disease: curse or route to a cure. Front Biosci (Landmark Ed. 19, 272-280 (2014).
- Jenkins, B. G., et al. Non-invasive neurochemical analysis of focal excitotoxic lesions in models of neurodegenerative illness using spectroscopic imaging). J Cereb Blood Flow Metab. 16 (3), 450-461 (1996).
- Chen, X., Lan, X., Roche, I., Liu, R., Geiger, J. D. Caffeine protects against MPTP-induced blood-brain barrier dysfunction in mouse striatum. J Neurochem. 107 (4), 1147-1157 (2008).
