Introduction
Plantecellevæggen er en dynamisk struktur. Voksende celler er omgivet af en primær cellevæg, den organisation, som tillader celler at ekspandere. Celler, som ophører med at vokse indskud en mere stiv sekundær væg, der forbedrer den mekaniske støtte for planten. Begge cellevægge er sammensat af cellulosemikrofibriller indlejret i en matrix af polysaccharider af forskellige strukturer (fx hemicellulose og pektin), der varierer på tværs af forskellige udviklingstrin og væv 1,2. Cellulose syntetiseres som kæder af (1,4) -β-D-glucan, der er tæt på linie til dannelse af microfibril af en krystallinsk struktur. Amorf cellulose refererer til de regioner, hvor de glucankæder er mindre bestilt. Forholdet mellem den krystallinske og amorfe domæner er en parameter menes at påvirke de mekaniske egenskaber af cellevæggen, ved at give mekanisk styrke og viskoelastiske egenskab, henholdsvis 3. Adskillige fremgangsmåder har væretudviklet til at detektere og kvantificere de to former af cellulose arrangement, blandt dem røntgendiffraktion og cross polarisering / magic vinkel spinning faststof NMR 4. Røntgendiffraktion kan anvendes til at bestemme andelen af krystallinsk versus amorfe cellulose- domæner i prøven 5. En alternativ fremgangsmåde anvender fraktionering af cellevæggen indhold i syre-uopløselige og syre-opløseligt materiale, til at skelne mellem den krystallinske og amorfe cellulose eller andre polymerer, henholdsvis. I denne fremgangsmåde er inkorporering af mærket glucose ([14C] glucose) anvendes til at kvantificere cellulose 6,7. Disse metoder kræver store mængder af plantemateriale til helorgan analyser i bedste, og derfor er utilstrækkeligt følsomme for vævsspecifik variation i cellevæggen struktur. Visualisering af cellulosemikrofibriller på celleniveau opløsning kan opnås i levende billeddiagnostiske undersøgelser kombineret med fluorescerende farvestoffer 8,9, der kan identificere ændringer iorienteringen af cellulosemikrofibriller. Imidlertid er disse farvestoffer ikke anvendes til kvantificering, de er ikke specifikke for krystallinsk cellulose og kan forstyrre den normale struktur af cellevæggen 8. Polscope er et billeddannende teknik, der bygger på evnen af krystallinsk cellulose opdele lysstråler og retardere del af lyset 10. Lys retardering er stærkest for mikrofibriller, der ligger vinkelret på retningen af lys formering. For mikrofibriller med tilsvarende orientering, jo højere grad af krystallinitet, jo større lys retardance 11. Derfor er polscope anvendt til at undersøge både de relative niveauer og orientering af cellulosemikrofibriller.
Rødder udviser lineær vækst, under hvilken cellerne oprindelse på stamcellen niche, ved spidsen af roden, gennemgå en række celledelinger, før de hurtigt at udvide 12. De celler, der omfatter roden ekspandere i en ensrettet (anisotropisk)måde, som dikteret af småmolekylære signalering hormoner, der påvirker egenskaberne af cellevæggen 13. Differential reaktioner på hormoner, i tid og rum, et middel til at sikre vækst balanceret organ 14. Derfor kan høj opløsning analyse af cellevæg struktur give vigtige oplysninger er nødvendige for bedre at forstå sammenhængen mellem celle typespecifikke reaktioner på hele vækst orgel. Her rapporterer vi gennemførelsen af polscope at studere vævsspecifik akkumulering af krystallinsk cellulose i Arabidopsis rødder, som observeret i høj kvalitet anatomiske sektioner. Denne metode nylig afsløret celletype-specifik akkumulering af krystallinsk cellulose som reaktion på fysisk forstyrrelse af hormonelle aktivitet 15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Plant Growth
- Surface sterilisere frøene.
- Sterilisere frø (op til 30 mg) ved våd eller tør metode. Som et eksempel, for tør sterilisering metode, tilsæt 1 ml iskold HCI 37% i 50 ml blegemiddel, i et bægerglas i et lukket ekssikkator i mindst 4 timer og op til natten over. Udfør dette trin i en kemisk hætte.
- Spred sterile frø på plader med 0,8% plante agar i 0,5x Murashige & Skoog (MS) medium. Wrap plader med Parafilm eller porøs tape og dække med alufolie.
- pladerne opbevares ved 4 ° C i 1 - 4 dage for at fremme en ensartet spiring.
- Overfør pladerne til et vækstkammer velegnet til dyrkning Arabidopsis kimplanter. Placer pladerne lodret for at opnå rodvækst oven på agarmedium og forhindre indtrængning.
- Overfør kimplanter til fiksativ 7 dage efter spiring (DAG).
2. Fiksering
- Forbered 50 ml Richardson Solution ved at kombinere lige dele 1% Borax (buffer agent), 1% methylenblåt 1% Azure (histologiske farvestoffer) i dobbelt destilleret vand. Der filtreres gennem et Sprøjte Driven 0,22 um PVDF Filter Unit før brug.
- Forbered 50 ml fiksativ: 1,25% glutaraldehyd i 0,05 M natriumcacodylat (buffer).
Bemærk: Disse materialer er giftige og skal håndteres i en kemisk hætte. - Tilsæt 100 pi Richardson-opløsning (se 2.1) til fiksering opløsning (se punkt 2.2) for at opnå den endelige fiksering opløsning.
- Mark hver brønd i en 6-brønds plade med den tilsvarende prøve navn.
- Placer 2 - 3 ml endelig fiksering opløsning (se 2.3) i brøndene, så de planter, når der overføres, vil være fuldt dækket i væske.
- overføre omhyggeligt med pincet, op til 10 kimplanter til hver brønd. Forsegl pladerne ved hjælp Parafilm. Opbevares ved 4 ° C, i mørke, i mindst en nat, og op til en uge.
3. Dehydrering
- <li> Dehydrer frøplanter. Overføre dem mellem brønde i nye plader med 6 brønde, der indeholder stigende koncentrationer af ethanol, som angivet her: 10% ethanol i 15 minutter; 30% ethanol i 15 minutter; 50% ethanol i 15 minutter; 70% ethanol i 15 minutter; 85% ethanol i 15 minutter; 95% ethanol i 15 minutter; 95% ethanol ved 4 ° C, natten over ved minimum. Håndter frøplanter ved omhyggeligt at gribe dem ved deres kimblade, foretrække med plastik pincet.
4. Infiltration
- Forbered infiltration medium. Bland indholdet af en pose af den historesin kit aktivator med 50 ml Basic harpiks flydende kit i en lille glasflaske. Der omrøres med magnet i 20 minutter. Infiltration medium kan holdes ved 4 ° C i et par uger.
- Mark hver brønd i en ny plade med 6 brønde med den tilsvarende prøve navn og fyldes med 2 - 3 ml infiltration medium.
- Overfør frøplanter fra 95% ethanol-opløsning til infiltration medium ved anvendelse af pincet. Sørg for, at planter er fully dækket af mediet.
- Opbevar ved 4 ° C i mindst 4 dage, for at sikre maksimal indtrængning i plantevævet.
5. Block Forberedelse
- Placer små etiketter, blyant-mærket med prøven navn, inde hver brønd for at integrere forme.
- Forbered omsluttende medium ved tilsætning af 1 ml hærder til 15 ml infiltration medium (se 4.1). Forsøg ikke at forberede et volumen mindre end 15 ml, for at undgå polymerisering spørgsmål.
- Fyld halvdelen af hver brønd i formen med 200 pi indlejringsmedium og dække med en overliggende film stykke skæres til formen form, men til en størrelse 1 mm større på hver side. Der inkuberes ved stuetemperatur i mindst 2 timer for at tillade polymerisering. Må ikke overstige 5 timer.
- Udarbejdes et supplerende batch af indlejringsmedium (se 5.2) og holde på is, at undgå polymerisation mens rodspidserne bliver anbragt i formen.
- Skær hver rod tip under et dissekere omfang ved hjælp af skalpel og meget omhyggeligt stilling It: vertikalt for tværgående sektioner eller vandret for længdesnit, ved ca. 2 - 3 i mm fra formen periferi. Fylde formen fuldstændigt med blokerende opløsning og dæksel med en overliggende film. Bemærk at blokeringsopløsningen Kryber når den polymeriseres.
- Hold ved stuetemperatur i 2 timer, på minimum.
- For at tørre blokke, placere i en kasse med tør silicagel og henstår ved stuetemperatur natten over, på minimum.
6. Sektionsinddeling
- Forbered glas knive fra glas stænger med en kniv maker. Brug glas knive for væv sektionering. Skær glasspatelen i en firkant og derefter skære pladsen diagonalt for at producere to knive, ved hjælp af en diamant scoring værktøj.
- Afsnit blokke i 2 - 3 um bredde skiver, ved hjælp af en sektionering maskine. Placer skiver på en glasplade, på toppen af destillerede vanddråber og placere dias på en varmeblok indstillet til svag varme (50-60 ° C), indtil vandet fordamper.
- Fortyndet Richardson-opløsning (se 2.1) til 0,2% af den oprindelige opløsning og bruge 1 ml den til at dække de skiver. Placere på varmeblok i 5 sek og derefter vaske med destilleret vand.
- Tør objektglasset på en varmeplade. Overhold under en dissekere anvendelsesområde og markere bagsiden af dias med en markør, for at angive positionen af skiver af interesse, for at lette deres senere identifikation under mikroskop.
- Tilsæt 100 pi montering medium og dække med et låg slip.
8. Image Acquisition
- Placer dækket objektglas indeholdende de grundlæggende sektioner under et lysmikroskop udstyret med Polscope der er egnet til at opnå retardance oplysninger og en polarisator / interferens optiske filter (figur 1 AD).
- Vælg forstørrelse, der tillader tydelig visualisering af hele prøven (f.eks 40X i denne undersøgelse) og fokusere mikroskopete på et tomt felt, der indeholder blok sektion men ikke Rod sektion. Prøv at finde en ren region uden pletter. Brug denne region for at indstille baggrunden.
- Indstil imaging-systemet og software parametre: Indstil interval til 17 nm. Anvend "Auto Exposure" og få baggrundsbillede fra den tomme felt (se 8.2). Et baggrundsbillede bruges pr eksperiment.
9. Polscope Analyse af Cellulose Microfibril Orientering
- Analyse af langsgående sektioner.
- Placer et dias indeholder længdesnit under mikroskop og få en retardance billede af det. Fokus mikroskopet på en rod sektion af interesse. Giv et nyt filnavn.
- Capture et Abrio billede (billedet med retardering information) gennem "Levende Abrio" vinduet. Vær sikker på at fange en sektion, der omfatter cellevæggen, som kan identificeres ved farvede cellulose løber langs periferien af cellen, som vist i figur 2C.
- Billedanalyse.
- Dobbeltklik på det relevante billede i stakken billedet. Vælg "Orientering Pseudo farve" under fanen "Skærmindstillinger".
- Til estimering af cellulose microfibril vinkel, modsvarer de tilsvarende skygge af cellevæggen til det i farvehjulet.
BEMÆRK: Farvehjulet i figur 2C afspejler den langsomme akse lys liggende langs microfibril der angiver retningen langs den lange akse af mikrofibrillerne. Vinklen af cellulosemikrofibriller er vinklen fremgår af farven og den lange akse af cellen. For eksempel forlængende celle i indsatte viser cyan farve, hælder omkring 90 ° til den lange akse af cellerne. - For at kvantificere den gennemsnitlige microfibril vinkel i cellevæggen, bruge "retardance og Azimuth stempel" værktøj fra værktøjslinjen i softwaren. Mens vælge værktøjet, peg og klik på området af interesse i det opnåede billede.
BEMÆRK: Denne will resultat på displayet af vinklerne (azimut) i grader (figur 2C). - I en alternativ åben adgang polariseret lys billedanalyse software, frokost "Pol-Analyzer" plugin fra plugin menuen. I det nye åbnede vindue, skal du vælge "Dobbeltbrydning" fanen og åbne og derefter gemme baggrunden filen og billedfilen.
- I vinduet billedet, skal du vælge "Specs". og juster "ROI pixelstørrelse '(brug 5 pixels for denne undersøgelse). I "Specs". vindue, skal du vælge "Vis værdier i Result tabellen".
- Brug værktøjet Polygon til at markere området af interesse i vinduet billedet. Vælg "Orientering Lines" for at opnå orienteringen af cellulose microfibril.
BEMÆRK: Dette vil resultere i visningen af vinklerne (azimut) i grader.
BEMÆRK: Den gennemsnitlige vinkel beregnes ved en af de to metoder bør derefter normaliseret til placeringen af roden snit langs glideren. For at korrigere for afvigelser fraden vandrette positionering af hele roddelen langs glideren, kvantificere den gennemsnitlige microfibril vinkel af cellevæggen flankerende cellen langs dennes længdeakse (dvs. vinkelret på sektionen og langs rodvækst aksen, figur 2C). Denne vinkel er 180 °, når afsnittet rod er nøjagtigt placeret langs objektglasset. Ved beregningen af microfibril vinkel, trække den gennemsnitlige målte microfibril vinkel på den flankerende cellevæggen fra 180 °. Tilsæt resulterede forskel for den gennemsnitlige målte microfibril vinkel af cellevæggen, der ligger fladt på objektglasset.
10. Polscope Analyse af krystallinsk cellulose Ophobning
- Brug de tværgående (cross) sektioner. Bemærk at krystallinsk cellulose ophobning kan kun sammenlignes mellem celler, når deres cellulosemikrofibriller flugter på et tilsvarende vinkel (som bestemt i 9).
- Dobbeltklik på det relevante billede i stakken billedet. Vælg "Pseudo farve "i" fanen Skærmindstillinger ".
- For at måle retardance. Zoome ind på billedet. Vælg "Region" og markere alle regioner af interesse. Flyt til "målinger" fanen og "Kopier til udklipsholder" alle værdier.
- Overfør dataene til Excel og udtrække krævede oplysninger (gennemsnitlig region retardance). Normalisere data.
BEMÆRK: For at tage højde for forskelle i tykkelse mellem skiver, udtrykke de værdier i forhold til en bestemt celle væg kant i dias. At normalisere, dividere den gennemsnitlige retardance svarende til cellevæggen af interesse ved den gennemsnitlige retardance af en anden cellevæg i det samme billede. For eksempel blev den ydre epidermal cellevæg normaliseret til den indre kortikale cellevæggen i vores undersøgelse.
- Overfør dataene til Excel og udtrække krævede oplysninger (gennemsnitlig region retardance). Normalisere data.
- Gentag målinger i mindst 3 sektioner pr rod, med et minimum af 3 rødder per prøve.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi undersøge virkningen af celle typespecifikke svar til brassinosteroider (BRS), ved hjælp af Arabidopsis rod som model orgel 15-17. Når BR receptor BRI1 er målrettet, i baggrunden af bri1 mutant, til en delmængde af epidermale celler kaldes ikke-hårceller (figur 2A, B), det hæmmer ensrettet celle udvidelse af naboceller, og hel-rodvækst 15. Polscope analyse blev udført for at afsløre mekanismen bag denne inhibering. Længdesnit af roden opnået fra vildtype og fra linjer, der udtrykker BRI1 i ikke-hårceller kun, viste lignende orientering af cellulosemikrofibriller (figur 2C, D, og som forklaret i 9.2.3), hvilket muliggør sammenligning af den relative akkumulering af krystallinsk cellulose i meristematiske og forlængede celler, ved hjælp af tværsnit taget fra disse zoner (figur 2E, F). Denne analyse viste en correlation mellem BRI1 ekspression i ikke-hårceller og lokal akkumulering af krystallinsk cellulose. Opfølgning eksperimenter viste, at mild inhibering af cellulose syntase ved lave koncentrationer af isoxaben sænkede niveau af krystallinsk cellulose i disse celler, som igen, delvist gendannet vækstinhibering ved at fremme ensrettet celleekspansion og rod længde 15.
Figur 1:. Polariseret lysmikroskopi System Polscope systemet består af et lysmikroskop (A) udstyret med en CCD digitalkamera (B), analysator og en grøn flydende krystal placeret på toppen af sin lyskilde (C) (D). Abrio software blev anvendt til indsamling og analyse billede. klik her to se en større version af dette tal.
Figur 2: Polscope Analyse af Cell-Wall Komposition. (A) Tværsnit af Arabidopsis primære rod viser radial organisering af dets konstituerende væv. Af disse epidermal ikke-hårceller (N); hårceller (H) og cortex (C) er markeret. Bar, 10 um. (B) konfokal mikroskopi billeder af rødder, der udtrykker BRI1-GFP er målrettet mod ikke-hårceller. Hvid, PI farvning, der markerer celler, Green, BRI1-GFP udtryk. Bar, 20 um. (C) længdesnit af rødder opnået fra vildtype og fra planter, der udtrykker BRI1 i ikke-hårceller. Vinklen af cellulosemikrofibriller (dvs. vinklen mellem farve og celle længdeakse, hvilket afspejler den lange akse af roden) er ens for de to linjer. Cellevæggen flankerende cellen langs sin long akse er omringet; vinkel mark repræsentere det skraverede cellevæg som måles. Bar, 50 um. (D) Kvantificering af cellulose microfibril vinkel i epidermal cellevægge. Bemærk den store variation af vinklerne stede i meristematiske celler (dvs. meristematisk zone, MZ) sammenlignet med celler i overgangszonen (TZ), som reflekteres af boxplot. Den tilsvarende gennemsnitlige cellulose microfibril vinklen mellem vildtype og planter, der udtrykker BRI1 i ikke-hårceller muliggør sammenligning af krystallinsk cellulose akkumulering i celler fra deres tilsvarende udviklingsmæssige zone. Den gennemsnitlige vinkel i hver prøve er angivet med en rød linie. (EF) Tværgående rod sektioner af disse samme plante baggrunde, vist i lys retardance tilstand. Farve skala repræsenterer lys retardance af 0-17 nm. Sektioner svarende til meristemet (E) og forlængelse (F) zoner er vist. Bar, 50 um. Den ydre epidermale cellevæggen og indrekortikal cellevæg er omringet. (G) Kvantificering af retardance værdier som beregnet fra polscope billeder. Værdierne er udtrykt som forholdet mellem retardance mellem den ydre epidermal cellevæggen og den indre kortikale cellevæg. Bemærk, at den høje aflejring af krystallinsk cellulose i ikke-hårceller i linjer udtrykker BRI1 i kun disse celler. Mean + SE; 40 <n <600; (**) P <0,01; (***) P <0,001 i en to-halet t-test. Figuren blev vedtaget og ændret fra 15. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her præsenteres en fremgangsmåde til bestemmelse af akkumuleringen af krystallinsk cellulose i de forskellige væv, der udgør Arabidopsis rødder, og samtidig opretholde anatomiske oplysninger. Som sådan tilvejebringer et yderligere trin til at forstå vækstprocesser i planter på en cellulær opløsning. Denne metode kan også anvendes til undersøgelse af yderligere plantearter og organer.
En række punkter skal overvejes ved anvendelsen af metoden. Første, krystallinsk cellulose akkumulering i et givet roddelen kan sammenlignes blandt væv, blandt sektioner fra forskellige genotyper og blandt behandlinger, hvis orienteringen af deres cellulosemikrofibriller er tilsvarende. Cellulosemikrofibriller orientering bestemmes i længdesnit indeholdende en flade af cellevæggen 18. Derfor er række langsgående sektioner, der dækker de forskellige væv af rødderne, fra det ydre til det indre mest dem, aktivere analyser af den cellulosemikrofibriller orientering i de forskellige væv, på et givet udviklingstrin. I det viste eksempel er de meristemceller i epidermis har en bred vifte af cellulosemikrofibriller orienteringer med en gennemsnitlig cellulosemikrofibriller vinkel på 140 °, medens de forlængede celler i epidermis har en mere organiseret struktur, med en gennemsnitlig cellulosemikrofibriller vinkel på 120 °. Disse målinger var tilsvarende mellem vildtype og mutant af interesse for derved at tillade en sikker sammenligning af deres relative krystallinsk cellulose akkumulering i de tilsvarende celletyper og udviklingsmæssige zone.
For det andet kan variation i bredden af de forskellige sektioner påvirker niveauerne af lys retardance målt. Dette omgås her ved at normalisere de rå retardance målinger af vævet af interesse (epidermale celler) til retardance måling af en anden væv (cortex celler). De normaliserede værdier are derefter sammenlignet (se figur 2E-G).
Endelig tværsnit langs roden, indfange forskellige udviklingsmæssige zoner. Identifikation af disse zoner i tværsnittet er vigtig for fortolkning af data. Tab af den yderste laterale root cap cellelag i afsnittet omfatte en enkel markør zone. Generelt cellerne begynder deres hurtige ekspansion, når den ældste celle af den laterale rod cap undergår programmeret celledød, hvorefter de ubeskyttede epidermis bliver den yderste væv 19.
I øjeblikket er fremgangsmåder, der giver en cellulær opløsning mål for forholdet mellem den krystallinske versus de amorfe cellulose- domæner mangler. Faktisk er det også en begrænsning af fremgangsmåden præsenteret her. Men dens evne til at kommunikere akkumulering af krystallinsk cellulose per se er et betydeligt fremskridt, så høje relative niveauer af krystallinsk cellulose sandsynligvis bevirker, at et mererobust cellevæg med forøget trækstyrke. Udvikling af høj opløsning værktøjer til præcist at bestemme sammensætningen cellevæggen ved siden dets mekaniske egenskaber er fortsat en fremtidig udfordring.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Murashige & Skoog (MS) | Duchefa | M0221 | |
| Borax | LOBA CHEMIE | 6038 | |
| Methylene blue | Sigma | M-9140 | |
| Azure | Sigma | 861065 | |
| Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter | MILLEX-GV | ||
| Glutaraldehyde | EMS | 16220 | |
| Sodium Cacodylate | Sigma | C-0250 | |
| Leica kit historesin | Leica | 7022 18 500 | |
| embedding molds | Agar Scientific | AGG3530 | |
| film 100 µ P.P.C. | www.Jolybar.com | overhead film | |
| Knivemaker | LKB | 7800 | |
| Ultratome III | LKB | 8800 | Ultratome |
| Shandon immumount | Thermo | 9990402 | mounting medium |
| light microscope | Nikon | Eclipse 80i | |
| Abrio imaging system | CRI | Abrio imaging system | |
| Abrio V2.2 software | CRI | Abrio V2.2 software | |
| Open access polarized light image analysis software | OPS | OpenPolScope | http://www.openpolscope.org/ |
References
- Cosgrove, D. J.
- Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).
- Mazeau, K., Heux, L. Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose. J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).
- Zhao, H., et al. Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis. Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).
- Fujita, M., et al. Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis. Plant J. 66, 915-928 (2011).
- Peng, F., et al. Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves. Bioresources. 7, (2012).
- Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis. Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).
- Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots. Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).
- Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis. Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).
- Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie. J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).
- Abraham, Y., Elbaum, R. Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy. New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).
- Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N.
- Vanstraelen, M., Benkova, E. Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development. Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).
- Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. Growth control: brassinosteroid activity gets context. J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).
- Fridman, Y., et al. Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells. Genes Dev. 28, 912-920 (2014).
- Vragovic, K., et al. Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).
- Hacham, Y., et al. Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size. Development. 138, 839-848 (2011).
- Gu, Y., et al. Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).
- Fendrych, M., et al. Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis. Curr Biol. 24, 931-940 (2014).
