Summary
Studies van neuronale morfogenese met behulp van Drosophila larvale dendritische arborization (bis) neuronen profiteren van in situ visualisatie van neuronale en epidermale eiwitten door immunofluorescentie. We beschrijven een werkwijze die immunofluorescentie analyse van da neuronen en omliggende epidermale cellen verbetert door het verwijderen spierweefsel van de larvale lichaamswand.
Abstract
Drosophila larvale dendritische arborization (bis) neuronen zijn een populair model voor het onderzoek naar de mechanismen van neuronale morfogenese. Da neuronen ontwikkelen in verbinding met de epidermale cellen ze innerveren en dus hun analyse geniet in situ visualisatie van zowel neuronaal en epidermaal expressie gebrachte proteïnen door immunofluorescentie. Traditionele werkwijzen voor het bereiden larvale filets immunofluorescentie experimenten intact spierweefsel dat de meeste lichaamswand bedekt, presenteert verscheidene uitdagingen voor neuronale en epidermale eiwitten beeldvorming. Hier beschrijven we een werkwijze voor het verwijderen spierweefsel van Drosophila larven filets. Dit protocol maakt beeldvorming van eiwitten die anderszins verduisterd door spierweefsel, verbetert de signaal-ruisverhouding, en vergemakkelijkt het gebruik van superresolutietechnieken da neuron ontwikkeling bestuderen.
Introduction
Drosophila larven dendritische arborization (bis) neuronen een waardevol model voor het bestuderen van neuronale ontwikkeling door hun ontvankelijkheid voor genetische manipulatie en het gemak waarmee ze kunnen worden afgebeeld. Deze sensorische neuronen zijn instrumenteel in de identificatie van een groot aantal trajecten die dendriet morfogenese 1-3 controle geweest.
Vier klassen van da neuronen (klasse I - IV) innerveren het larvale epidermis. Deze neuronen liggen tussen het basale membraan en de epidermis, met hun dendrieten vormen voornamelijk tweedimensionale arrays 4,5. Van de vier klassen, klasse IV da neuronen hebben de meest sterk vertakte priëlen en, net als sensorische neuronen van andere dieren, de uitwerking van deze cilinders vereist intrinsieke factoren evenals signalen uit het naburige weefsels, met name de epidermis, voor hun ontwikkeling 6-9 .
Studies om te bepalen hoe dergelijke neuronale en extra-neuronale feitors controle dendriet morfogenese profiteren van de mogelijkheid om eiwitexpressie te detecteren in situ door immunofluorescentie. De buitenste cuticula van de larve is ondoordringbaar voor antilichamen, maar deze belemmering wordt gemakkelijk overwonnen door het opstellen van larvale filets door middel van goed gevestigde dissectie methoden 10,11. Echter, het lichaam muur spieren die net interieur ligt aan het basaal membraan presenteert een aantal uitdagingen voor visualisatie van da neuronen en epidermale cellen. Ten eerste, het spierweefsel, welke lijnen meeste lichaamswand, verduistert sterk fluorescente signalen van neuronaal of epidermaal weefsel. Dit vermindert aanzienlijk de signaal-ruisverhouding in het monster. Ten tweede kan veel relevante eiwitten tot expressie worden gebracht in het spierweefsel en in de neuronen of epidermis. Deze spier afgeleide fluorescentiesignaal waarschijnlijk verder obscure detectie van een fluorescentiesignaal van het neuron of epidermis. Tot slot, de vooruitgang in de microscopie technologieën geenw vergunning beeldvorming van monsters bij sub-diffractie resolutie en kan in het bijzonder nuttig zijn bij het onderscheiden van de lokalisatie van eiwitten die worden uitgedrukt in neuronen en omliggende opperhuidcellen 12,13 zijn. Echter, imaging via super-resolutie microscopie profiteert van een sterk signaal-ruisverhouding en de nabijheid van het monster op het dekglaasje. Naast het verminderen van de signaal-ruisverhouding, de larvale lichaamswand spier afstanden da neuronen van het dekglaasje, waardoor de verbeterde beeldresolutie die kan worden bereikt met superresolutietechnieken werkwijzen beperken. Naast de uitdagingen voor immunofluorescentie analyse, spierweefsel presenteert een belemmering voor elektrofysiologische opname van sensorische neuronen in het larvale lichaam muur. De verwijdering ervan profiteert daarom neurofysiologische manipulatie van sensorische neuronen 14.
Hier een werkwijze voor handmatig verwijderen van Drosophila larven spierweefsel wordt beschreven. We tonen aan dat ons protocol permits immunofluorescentie beeldvorming van eiwitten die anderszins verduisterd door spierweefsel, verbetert de signaal-ruisverhouding voor visualisatie van klasse IV da neuronen, en maakt het gebruik van superresolutietechnieken beter onderscheid ruimtelijke relaties van eiwitten en cellulaire structuren da neuronen en de epidermis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Opmerking: De procedure voor spier verwijderen (figuur 1) is een modificatie van eerder beschreven werkwijzen ter bereiding larvale filets. De stappen die voorafgaan aan en volg spier verwijdering worden beschreven kort op en de lezer wordt verwezen naar eerdere werk 10, 11 voor meer gedetailleerde beschrijvingen.
1. Dissect Larva in Cold Saline
- Bereid een werkende verdunning van koude HL3.1 zoutoplossing 15 of koude Ca 2 + -vrij HL3.1 zoutoplossing 11 (tabel 1). Plaats de larve in een siliconenelastomeer schaal met net genoeg koude zoutoplossing om de bodem van de schaal te dekken.
OPMERKING: Zie discussie over de keuze van een zoutoplossing.
| 1x HL3.1 zoutoplossing (pH 7,2) |
| 5 mM HEPES |
| 70 mM NaCl |
| 1,5 mM CaCl2 (weglaten voor Ca 2 + -vrij zoutoplossing) |
| 4 mM MgCl2 |
| 10 mM NaHCO3 |
| 5 mM trehalose |
| 115 mM sucrose |
| Filter steriliseren en bewaren bij 4 ° C |
| Opmerking: De samenstelling bootst insect hemolymfe |
Tabel 1. Samenstelling van Cold Saline.
- Plaats de larve met de ventrale zijde naar boven. Het ventrale oppervlak van de larve kan worden geïdentificeerd door de buik- dentical riemen en de dorsale zijde van de primaire larvale tracheale buizen loopt van anterior naar posterior. Strek de larve in de anterior-posterior richting en speld de kop en staart naar eensiliconenelastomeer ontleden schaal met behulp insect pinnen. Met fijne ontleden schaar langs de ventrale middellijn te snijden, vanaf één uiteinde en verloopt naar het andere.
LET OP: Deze oriëntatie behoudt de gewoonlijk bestudeerde dorsale cluster van da neuronen. - Nadat de larve wordt opengesneden, speld de vier hoeken van het ontleden schotel alsof het openen van een boek. Gebruik een tang om de interne organen, inclusief het centrale zenuwstelsel, darmen, en de luchtpijp te pakken en te verwijderen. Pas insect pinnen, zodat de filet is strak, maar niet maximaal uitgerekt.
OPMERKING: Spieren worden verankerd aan de lichaamswand in segmentale grenzen. Hoewel spieren het grootste deel van de lichaamswand, ze afwezig zijn in een smal gebied bij de dorsale middellijn.
2. Muscle Removal
- Zoek de dorsale middellijn van de larve, waarbij spierweefsel is afwezig. Plaats één tand forceps zodat deze onder het spierweefsel in de vlakste mogelijke oriëntatie kan worden geplaatst.
- Vanafde dorsale middellijn, in de buurt van de voorste begrenzing van het segment, schuif de tang tand tussen de spier en de epidermis, zorg ervoor dat het contact tussen de tang en de opperhuid te minimaliseren.
- Trek de tang omhoog naar de verbinding van de spier de lichaamswand breken op een ankerpunt. Herhaal dit proces voor de resterende hemi-segment (s) van belang.
NB: Dit protocol optimaliseert het behoud van de achterkant van elke da neuron dendriet veld. Het voorste deel van het dendriet gebied behouden, is het het beste om de tang tand invoegen aan het achterste uiteinde van elk segment. - Opnieuw aan te passen insect pinnen, zodat de larvale filet maximaal wordt uitgerekt in alle richtingen.
- Bevestig de filet, terwijl het nog steeds aan de ontleden schotel is vastgezet met koud, vers bereide 4% formaldehyde in PBS gedurende 25 min.
- Spoel 5 keer in PBS.
- Gebruik een tang om voorzichtig weg te trekken spierweefsel van de overige ankerpunten, zorg ervoor dat Conta minimaliserenct met de opperhuid.
- Losmaken en verwijder de filet uit het ontleden schotel naar een 1,5 ml microcentrifugebuis. Voer alle daaropvolgend wassen, blokkering en immunofluorescentie kleuring stappen, zoals eerder beschreven 11.
3. Monteer de Larvale Fillet
- Verwijder eerst de kop en de staart met behulp van fijne ontleden schaar om het monster zo plat mogelijk te maken. Monteer de filet op een dekglaasje in antifade inbedmiddel met de binnenkant van de haas met uitzicht op het dekglaasje.
- Plaats een microscoop dia op het dekglaasje en druk zachtjes aan de montage medium te verspreiden. Flip de microscoop glijden over en sluit de dekglaasje op de dia met behulp van nagellak. Dia's kunnen gedurende ten minste één maand worden bewaard bij -20 ° C.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
We tonen de bruikbaarheid van de spier verwijderingsprocedure voor het verbeteren signaalruisverhouding in immunofluorescentie experimenten samen te visualiseren septum junction eiwitten Coracle (Cora) en schijven-groot (Dlg) samen met klasse IV da neuronen gelabeld met het membraan marker CD4 tdTomato.
Cora is eerder gebruikt om opdrachten waarvoor da neuron dendrieten worden ingesloten door epidermale cellen en is één van de geïdentificeerde epidermale factoren die in samenhang bestudeerd met de morfogenese en functie van da neuron dendrieten 4,6-9,16 identificeren. Immunokleuring met anti-DsRed detecteren de neuronen (rood) en anti-Cora antilichaam (groen) werd uitgevoerd op larvale filets met spieren verwijderd (spier-off) en intact aan (spier-on). Voor elke voorwaarde, het achterste gebied dendriet van klasse IV da neuron werd afgebeeld met behulp van een laser scanning confocale microscoop. Beelden werden verkregen onder toepassing identical imaging parameters voor beide voorwaarden. We bovendien afgebeeld spier-on filets met behulp van verhoogde laservermogen om te compenseren voor interferentie van het spierweefsel.
In spier-off monsters, zou Cora duidelijk worden gedetecteerd op epidermale cel grenzen, in intermitterende landstreken langs klasse IV da neuron dendrieten, en een overzicht van de klasse IV da neuron soma (figuur 2C). Daarentegen werd de lokalisatie van deze domeinen grotendeels bedekt in weefselspecifieke monsters, zelfs wanneer laservermogen werd verhoogd (Figuur 2A-2B). In weefselspecifieke op monsters, Cora werd voornamelijk zichtbaar in de spieren, de luchtpijp en de neuromusculaire junctie (NMJ), die gescheiden worden van de lichaamswand als gevolg van de spier verwijderingsprocedure. Het fluorescentiesignaal afkomstig van deze weefsels verduisterde meeste Cora die lokaliseert aan celgrenzen epidermale en stukken DENDRIET, behalve in de smalle strook van het lichaam wall in de buurt van de dorsale middellijn, waar de spier is afwezig. Cora dat de klasse IV da neuron soma contouren niet zichtbaar in weefselspecifieke monsters (Figuur 2A-2B). Visualisatie van epidermaal expressie gebrachte eiwitten die ook een hoge expressie spier, zoals Dlg, is bijzonder problematisch. In weefselspecifieke op monsters, werd de verdeling van Dlg in de epidermis bijna volledig bedekt door fluorescentie van de spier en NMJ (figuur 2D). Na het verwijderen van de spieren, wordt Dlg gemakkelijk gedetecteerd op epidermale cel grenzen, in intermitterende landstreken langs da neuron dendrieten, en een overzicht van de klasse IV da neuron soma (figuur 2E). Zo spier verwijdering maakt visualisatie van epidermaal en neuronaal tot expressie gebrachte eiwitten anders verduisterd door spieren en weefsels.
Bovendien werd opgemerkt dat de fluorescentie-intensiteit van de klasse IV da neuron marker bleek verlaagd spier-on filetsvergeleken met spier-off filets bij beeldvorming parameters constant tussen de twee monsterbereidingen (Figuur 2A, 2C) gehouden. Met de toegenomen laservermogen, kon de schijnbare fluorescentie-intensiteit van de klasse IV da neuron marker worden gekoppeld aan spier-off monsters maar achtergrondruis werd verhoogd (Figuur 2B, 2C). Daarom spier verwijdering verbetert de signaal-ruisverhouding in onze voorbeelden.
Tenslotte testten we of de verbeteringen verkregen door het verwijderen van spierweefsel kan worden toegepast op beeldvorming van klasse IV da neuronen bij sub-diffractie resolutie. Om dit te doen, 3D gestructureerde verlichting microscopie (SIM) imaging werd uitgevoerd, waarbij ongeveer 120 nm laterale resolutie 13 bereikt. Net als bij confocale beeldvorming, vergeleken we spier-on en spier-off filets immunostained voor Cora en klasse IV da neuronen, eerst onder identieke omstandigheden imaging en dan na het optimaliseren van laservermogen, expo'sure tijd, en beeldverwerking voor spier-op monsters. Net als confocale microscopie, een aanzienlijk verminderde signaalruisverhouding in weefselspecifieke on werd waargenomen vergeleken met spier-off filets (Figuur 3A-3C). Bovendien, beeldreconstructie verscheen scherper in de spier-off monsters. Vergeleken met spier-monsters, minder zichtbare artefacten waargenomen en Cora dendriet stukken werden gemakkelijker opgelost (figuur 3B, 3C). Dendrite membranen kan worden gemeten bij ongeveer 114 nm in de breedte in de spier-off filets maar bleek 272 nm breed in de spier-op filets (Figuur 3D, 3E) zijn. Zo, ons protocol maakt het mogelijk de toepassing van de super-resolutie microscopie om visualisatie van klasse IV da neuronen.
Figuur 1. Overzicht van de Muscle procedure voor het verwijderen. Een larve is ontleed en vastgemaakt aan een siliconeelastomeer ontleden schotel. Spierweefsel te verwijderen, wordt een pincet riek ingevoegd tussen de spier en de epidermale cellaag, uitgaande van de dorsale middellijn in de buurt van een segment begrenzing (2.2). De tang naar boven getrokken om de bevestiging tussen de spieren en lichaamswand (2,3) te breken. Dit wordt herhaald voor segmenten van interesse en de larven vastgesteld in formaldehyde (2,5). Na fixatie worden forceps gebruikt om de resterende spierweefsel los van de lichaamswand (2,7-2,8) De larvale cuticula en epidermis afgebeeld in oranje, klasse IV DA neuronen in groene en rode spieren. Inlegwerk in (2.2) en (2.7) te vertegenwoordigen dwarsdoorsneden van een enkele larvale hemi-segment. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2. Muscle RemovalVerbetert Confocale beeldvorming van da neuronen en de epidermis immunofluorescentie van Cora. (Groen, AC) of Dlg (groen, DE) werd gedetecteerd met spierweefsel (A, B, D) en zonder spierweefsel (C, E). Klasse IV da neuronen gelabeld met het GAL4 '477 bestuurder UAS-CD4 tot expressie: tdTomato en gedetecteerd met een anti-DsRed antilichaam (rood). Spier-on en spier-off monsters gelabeld voor Cora werd eerst afgebeeld met een confocale microscoop onder identieke omstandigheden (A, C) en vervolgens met grotere laservermogen compenseren spier interferentie (B). Muscle-on en spier-off monsters gelabeld voor Dlg werden afgebeeld onder individueel geoptimaliseerde omstandigheden. Alle afbeeldingen zijn confocale Z-projecties. De middelste (groene) en onderste (rode) panelen tonen afzonderlijke kanalen; de top panelen zijn de gefuseerde kanalen. De grens van het spierweefsel (onderbroken lijnen), de klasse IVda neuron soma (cyaan pijlen), Cora en Dlg dendrite traktaten (witte pijlen), epidermale cel grenzen (magenta pijlen), NMJ (gele pijlen), en de luchtpijp (oranje pijlen) zijn aangegeven. Schaal bar = 20 pm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3. Muscle Uitbouwen Maakt Super-resolutie van de beeldvorming van da neuronen en opperhuidcellen. Immunofluorescentie detectie van Cora (groen) in klasse IV da neuronen met spier intact (A, B) en na verwijdering van de spieren (C). Klasse IV da neuronen werden gemerkt zoals in figuur 2 Muscle-on en spier-off monsters werden afgebeeld met een gestructureerde verlichting microscoop eerst onder identieke omstandigheden (A, C).; de spier-on steekproefin (A) werd vervolgens opnieuw afgebeeld met hogere laservermogen en blootstellingstijden te compenseren voor spier interferentie (B). Alle afbeeldingen zijn Z-projecties. De middelste (groene) en onderste (rode) panelen AC tonen individuele kanalen. Het bovenste paneel van AC is een merge. Epidermale cel grenzen (magenta pijlen), Cora dendrite traktaten (witte pijlen), en een beeld reconstructie artefact (gele pijlpunt) zijn aangegeven. Inlegwerk in de bodempanelen van B en C corresponderen met D en E respectievelijk. De schijnbare breedte van het membraan dendriet wordt in spier-on (D) en spier-off (E) monsters. Schaal bars = 3 micrometer (AC) en 0,5 micrometer (D, E). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hier wordt een protocol beschreven voor het handmatig verwijderen van spierweefsel van Drosophila larvale filets. Dit protocol modificeert eerder beschreven larvale dissectie technieken 10,11. Nadat de larve wordt ontleed in een siliconenelastomeer schaal wordt de dorsale middellijn bevindt. Een enkele tang tand in zijn vlakste mogelijke oriëntatie, wordt zorgvuldig ingevoegd tussen het spierweefsel en de opperhuid, in de buurt van de dorsale middellijn. De tang worden voorzichtig getrokken naar boven te scheiden spierweefsel van het ene ankerpunt in elke larvale segment van belang. De larvale filet wordt vervolgens gefixeerd in koude formaldehyde, waarna pincet weer worden gebruikt om de spieren van de resterende ankerpunten weg te trekken.
Hoewel het verleidelijk is om het geheel van de spier verwijderingsprocedure post-fixatie te voeren, zien we dat de gestrekte spier, eenmaal vastgesteld, blijft afgeplatte en nauw apposed aan de epidermis, zelfs na onthechting van een ankerpunt, waardoormoeilijk te manipuleren zonder beschadiging van het onderliggende weefsel. Bovendien, in onze ervaring, vaste spierweefsel is broos en tranen gemakkelijk, het voorkomen van de volledige verwijdering uit het lichaam muur. Wanneer daarentegen spier wordt losgemaakt van een ankerpunt vóór fixatie, zal samentrekken naar de resterende ankerpunt tijdens fixatie, waardoor weefsel stubs die gemakkelijker kunnen worden gegrepen door een tang en getrokken uit de larvale lichaamswand.
Om best behouden monsters moet veel zorg genomen worden om contact tussen de tang en de opperhuid tijdens de spier verwijderingsprocedure minimaliseren. Hierdoor kan ons protocol enkele minuten aan eerder beschreven dissectie technieken 10,11. Om weefselafbraak voorkomen, moet het aantal larven dat voorafgaand aan fixatie ontleed beperkt zodat verstreken tijd niet meer dan 25 minuten. Daarnaast adviseren wij het testen van meerdere paren tang - tang van dezelfde model kan sterk variëren in vorm en scherpte - en aanpassen van de mate waarin filets uitgerekt voordat spier verwijderd om weefsel behoud en dissectie snelheid te verbeteren.
Tot slot raden we experimenteren met het gebruik van Ca 2 + -vrij HL3.1 zoutoplossing versus standaard HL3.1 zoutoplossing tijdens de larvale dissectie. Aangezien calcium worden larvale spiercontracties sterk verminderd. Aldus kan larvale filets gemakkelijker te manipuleren wanneer ontleed in Ca2 + -vrij HL3.1 zoutoplossing. We zien echter dat spiercontractie ruimte creëert tussen de spieren en epidermis en dit kan de insertie tang tussen deze weefsels vergemakkelijken gecontroleerd risico op beschadiging van de epidermis. Hierdoor kunnen standaard HL3.1 voorkeur dat de integriteit van de epidermis en da neuronen. We krijgen goede resultaten met zoutoplossing en de keuze wordt overgelaten aan de gebruiker.
Terwijl onze protocol toeneemtde duur en de complexiteit van eerder beschreven technieken dissectie 10,11, biedt verschillende verbeteringen die nuttig zijn voor het afbeelden larvale sensorische neuronen en epidermale cellen. Ten eerste maakt beeldvorming van neuronaal en epidermaal eiwitten tot expressie die anders zijn verduisterd door spierweefsel. Ten tweede bevordert de fluorescentie signaal-ruisverhouding. Tot slot maakt het gebruik van superresolutietechnieken voor superieure discriminatie eiwit ruimtelijke relaties in da neuronen en de epidermis. De verbeterde beeldkwaliteit die we waarnemen volgende spier verwijderen is waarschijnlijk het gevolg van een verminderde foton-absorptie en verstrooiing en minder afstand tussen het monster en het dekglaasje. Hoewel hier niet getoond, spier verwijdering waarschijnlijk verbetert ook antilichamen toegang tot de epidermis en da neuronen, verbetering van immunofluorescentie. Greater antilichaam toegankelijkheid kan bijzonder nuttig zijn voor immunofluorescentie protocollen uitgevoerd in de afwezigheid op te zijnce van een weefsel permeabilisatie middel 4.
De verbeteringen bereikt door gebruik van dit protocol zijn waarschijnlijk studies van de neuronale en epidermale factoren die dendriet morfogenese in sensorische neuronen reguleren ten goede komen. Bovendien heeft spier verwijdering eerder vergemakkelijkt elektrofysiologisch onderzoek van sensorische neuronen in het larvale lichaamswand en een gewijzigde versie van het protocol kan nuttig zijn voor toekomstige studies neurofysiologische manipulatie van larvale sensorische neuronen gebruiken. Tenslotte kan een gemodificeerde versie van het protocol handige naar andere toepassingen zoals de isolatie van afzonderlijke DA neuronen voor genexpressie profilering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Wij danken Gary Laevsky voor nuttige discussies over microscopie. Dit werk werd gefinancierd door de NIH subsidies R01GM061107 en R01GM067758 te ERG
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72701-D | |
| Micro Scissors, 8 cm, straight, 5 mm blades, 0.1 mm tips | World Precision Instruments | 14003 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | for dissecting plates |
| Austerlitz insect pins, 0.1 mm | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Fostec 8375 light source | Artisan Technology Group | 62792-4 | |
| Zeiss Stemi 2000 | Carl Zeiss Microscopy | ||
| Vectashield antifade mounting medium | Vector Laboratories | H-1000 | for confocal microscopy |
| Prolong Diamond antifade mountant | Life Technologies | P36970 | for structured illumination microscopy |
| Micro cover glass, 22 x 22 mm, No. 1.5 | VWR | 48366-227 | |
| Superfrost Plus microscope slides, 25 x 75 x 1.0 mm | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Mouse anti-Coracle antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | C615.16 | supernatant, dilute 1:50 |
| Mouse anti-Discs large antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 4F3 | supernatant, dilute 1:50 |
| Rabbit anti-dsRed antibody | Clontech | 632496 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-rabbit antibody, Alexa Fluor 568 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11011 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11001 | dilute 1:500 |
References
- Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136 (7), 1049-1061 (2009).
- Parrish, J. Z., Emoto, K., Kim, M. D., Jan, Y. N. Mechanisms that regulate establishment, maintenance, and remodeling of dendritic fields. Annu Rev Neurosci. 30, 399-423 (2007).
- Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in Drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
- Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of Drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in Drosophila sensory neurons. Neuron. 63 (6), 788-802 (2009).
- Jiang, N., Soba, P., Parker, E., Kim, C. C., Parrish, J. Z. The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development. 141 (13), 2657-2668 (2014).
- Meltzer, S., et al. Epidermis-derived Semaphorin promotes dendrite self-avoidance by regulating dendrite-substrate adhesion in Drosophila sensory neurons. Neuron. 89 (4), 741-755 (2016).
- Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D.
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological analysis of Drosophila larval peripheral sensory neuron dendrites and axons using genetic mosaics. J Vis Exp. (57), e3111 (2011).
- Gustafsson, J. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. J Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
- Ashdown, G. W., Cope, A., Wiseman, P. W., Owen, D. M. Molecular flow quantified beyond the diffraction limit by spatiotemporal image correlation of structured illumination microscopy data. Biophys J. 107 (9), L21-L23 (2014).
- Zhang, W., Yan, Z., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Sound response mediated by the TRP channels NOMPC, NANCHUNG, and INACTIVE in chordotonal organs of Drosophila larvae. PNAS. 10 (33), 13612-13617 (2013).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).
