Summary
Nous avons développé et décrire un protocole basé sur le concept de filage humide, pour la construction des biomatériaux axée sur la gélatine utilisée pour l’application de l’ingénierie tissulaire.
Abstract
Cet article présente une méthode peu coûteuse pour fabriquer la gélatine, comme un polymère naturel, en fibres monofilament ou toute autre forme appropriée. Par le biais de l’humide méthode de filature, fibres de gélatine sont produits par extrusion lisse dans un milieu approprié de coagulation. Pour augmenter la surface fonctionnelle de ces fibres de gélatine et de leur capacité à imiter les caractéristiques des tissus, la gélatine peut être moulé en forme de tube en se référant à ce concept. Examinés par des essais in vitro et in vivo, les tubes de gélatine démontrent un grand potentiel d’application en génie tissulaire. Agissant comme un matériau de remplissage approprié gap, gélatine tubes peuvent être utilisés pour remplacer les tissus dans la zone endommagée (par exemple, dans le système nerveux ou cardiovasculaire), ainsi que pour favoriser la régénération en fournissant un remplacement direct des cellules souches et des circuits neuronaux. Ce protocole prévoit une procédure détaillée pour la création d’un biomatériau basé sur un polymère naturel, et sa mise en œuvre devrait grandement favoriser le développement de polymères naturels corrélatives, permettant de réaliser des stratégies de régénération des tissus.
Introduction
Le dernier développement dans la régénération des tissus implique l’application de l’ingénierie tissulaire, ce qui représente un défi pour l’amélioration de nouvelles stratégies thérapeutiques dans les traitements médicaux. Par exemple, le potentiel limité de régénération du système nerveux, suivant les blessures ou les maladies, pose un problème de santé important dans le monde entier. En raison de la complexité des processus physiopathologiques associés au système nerveux, l’utilisation d’autogreffe traditionnelle ou la mise en œuvre de la chirurgie de stabilisation a été démontré d’offrir des avantages dans les résultats fonctionnels, mais il n’y a aucune preuve solide pour les effets de fixation vertébrale chirurgie1,2. Le tissu à la zone endommagée est perdu et remplacé par des astrocytes induit hypertrophically3, formant éventuellement une cicatrice gliale dense4,5. Cette matrice agit comme une barrière que bloque la récupération du nerf fonctionne6,7 et est, ainsi, grandement entrave la régénération. Donc, un matériau d’écart de remplissage approprié devrait empêcher la perte de tissus et de réduire la formation du tissu conjonctif, associée à cicatrice en maintenant l’intégrité de la zone endommagée, ainsi qu’en fournissant le remplacement direct des cellules neuronales et circuits pour promouvoir la régénération axonale.
Biomatériaux polymériques ont été préféré comme échafaudages pour la thérapie de régénération des tissus, basée sur la régulation des cellules ou axone comportement et tissu la progression grâce à l’appui naturel de la matrice extracellulaire (mec). Le format de la fibre est communément considéré comme un bloc de construction pour différents matériaux, en raison de sa structure de dimension8. Les fibres peuvent généralement être obtenus par extrusion de fonte ou humide filature méthode ; Cependant, la grande taille et le coût de l’équipement et de la difficulté à effectuer ces méthodes sont difficiles. En outre, la majorité des travaux lié aux fibres de polymère a été axée sur les matériaux synthétiques ou composites. Polymères naturels comme source de biomatériau offrent de meilleures propriétés de biocompatibilité pour le corps humain. Néanmoins, pour obtenir un alignement des fibres polymères naturels est relativement plus difficile que de polymère synthétique sources9. Par conséquent, la conversion d’un polymère naturel comme une source riche de protéines, en fibres de biomatériau est une stratégie importante — non seulement les fibres du biomatériau peuvent être directement isolées de la matière première, évitant ainsi une transformation inutile aux monomères, mais la fibres de protéine ont également un bon aspect et les caractéristiques favorables10.
À cet égard, les auteurs décrivent une méthode de traitement peu coûteux pour la fabrication des fibres de polymère naturel à travers le concept de base du filage humide, pouvant être mises en œuvre sur l’échelle de laboratoire pour l’ingénierie tissulaire. Filage humide est réalisée par l’extrusion et la coagulation d’une solution de polymère dans une nonsolvent de polymère adapté. Une solution appropriée, visqueuse dopée dans le milieu de coagulation entraîne les molécules de polymère dissoudre. Par le biais de la phase de transition, les filaments puis perdent leur solubilité et sont précipités sous la forme d’un polymère solide étape11. Se référant à ce concept, nous avons élargi puis le développement de la gélatine dans la forme du tube par un procédé de moulage, qui est considérée comme approprié pour application de régénération tissulaire. En outre, intrinsèquement, nous pouvons également développer toutes les formes de matière de fibres de gélatine (par exemple, conduit de gélatine enroulé plusieurs fibres de gélatine), pour d’autres voulu des applications.
Gélatine, un polymère naturel biodégradable, est formée de collagène dénaturé et hydrolysée, y compris n’importe quel état hélicoïdale semi-cristallin, amorphe ou triple de collagène12. Il est bien connu que le collagène est la protéine structurale essentielle dans tous les tissus conjonctifs de vertébrés et invertébrés13,14, qui est similaire à la structure de la protéine de l’ECM principal qui induit la croissance nerveuse et, simultanément, remplace une grande quantité de glycosaminoglycanes sécrétée au cours de la moelle épinière. Par conséquent, l’utilisation de la gélatine en tant que source serait un excellent choix pour n’importe quel véhicule médicalisé. En plus d’être une source peu coûteuse, gélatine est aussi biodégradable et cytocompatible et cliniquement prouvé pour être temporaire défaut remplissage15. Est devenue une forme de tube, des essais in vitro et in vivo décrits ici démontrent que la gélatine a une excellente biocompatibilité et l’aptitude au tissu futur applications d’ingénierie. Cultivés avec des cellules souches humaines adipeuses, tubes de gélatine améliorent la différenciation cellulaire dans les cellules progénitrices neurales à l’aide de nestin coloration positive comme un marqueur de cellules neurales. En outre, gélatine comme garnissage d’écart, sont produits par la méthode établie dans la présente étude, devrait être facile à gérer en toute sécurité et profiter grandement ingénieurs de tissus qui sont en train de développer des polymères naturels corrélatives pour le renforcement du tissu stratégies de régénération.
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Protocol
Les tissus adipeux ont été obtenues de chirurgies orthopédiques, attestée par l’institutionnel Conseil examen de hôpital général pour le Tri-Service, Taipei, Taiwan, R.O.C. procédures portant sur des sujets animaux ont été approuvés par le Comité de protection des animaux au National Centre médical de la défense, Taiwan (équipe R.O.C).
1. Imprégnez processus de filature
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Préparation de la solution
- Dissoudre 5 g de poudre de gélatine dans 100 mL d’eau bidistillée à obtenir 5 % (p/v) concentration de la solution.
- Agiter le mélange lentement à 60-70 ° C pendant la nuit afin d’obtenir une dispersion parfaitement homogène sans les bulles.
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Mouiller la filature
- Formation de fibre
Remarque : Un schéma de la méthode est illustré dans la Figure 1A. La configuration de la filature est équipée d’une machine à pompe péristaltique (voir Table des matières) qui fournit une vitesse de haute précision et contrôler la prestation lisse de l’écoulement.- Branchez une seringue de 26 x 1/2 pouce (0,45 x 12 mm) comme l’injecteur solution tuyau en vinyle transparent.
- Préparer 100 mL de solution d’acétone de 99,5 % dans un verre de Becher pour être utilisé comme le bain de coagulation.
- Exécutez la machine pompe péristaltique à 21 tr/min (3,25 mL/min) et laisser la solution de gélatine pendant quelques secondes dans une solution d’acétone avant faisant rouler vers le haut.
- Retirer les fibres de la gélatine de la solution d’acétone et immerge-les dans 2,5 % (p/v) de solution de polycaprolactone/dichlorométhane (PCL/DCM) à 01:20 (w/w).
- Laissez la gélatine des fibres dans la solution PCL/DCM sec durant la nuit, sous le capot à la température ambiante.
- Formation du tube
Remarque : Une représentation schématique de la méthode est illustrée à la Figure 1B.- Utiliser un cathéter veineux périphérique de 24 x 3/4 pouce (0,7 mm x 19 mm) comme le moule de tube.
- Charger le cathéter dans la solution de gélatine et tenez-le là pendant 3 s.
- Charger le cathéter dans la solution d’acétone et maintenez pendant 1 min.
- Charger le cathéter à nouveau dans la solution de gélatine et tenez-le là pendant 3 s.
- Répétez cette procédure remplaçant 20 x.
- Retirer le cathéter de la solution d’acétone et laisser le tube moulé à sécher à température ambiante pendant 5 min.
- Retirez délicatement le tube de gélatine du cathéter à l’aide d’une pince hémostatique et transvaser avec soin le tube de gélatine dans une pipette Pasteur en verre avec l’immersion de 2,5 % (p/v) de la solution PCL/DCM.
- Laissez la pipette Pasteur contenant que la solution PCL/DCM sec et un tube de gélatine pour la nuit, sous le capot à la température ambiante.
- Formation de fibre
2. morphologie du tube de gélatine
- Monter le morceau de tube de gélatine séchés sur une ébauche de carbone.
- Placer l’échantillon dans la machine de coucheuse ion par pulvérisation cathodique (voir Table des matières) et enrober l’échantillon avec de l’or pendant 60 s ; puis, observez sa morphologie par microscopie électronique à balayage (voir Table des matières).
3. la culture des cellules souches adipeuses
- Placer les tissus adipeux (obtenues par le tissu adipeux orale par chirurgie clinique) dans une boîte de pétri contenant 10 mL de solution de transfert consistant en une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 0,1 M, 1 % pénicilline/streptomycine et 0,1 % de glucose.
- Couper les tissus en petits morceaux (moins de 1 mm2) avec une lame de bistouri.
- Transférer les tissus dans un tube en plastique de 15 mL et centrifuger à 500 x g pendant 5 min.
- Retirez le surnageant et incuber les sédiments dans un tube en plastique contenant 10 mL de milieu de l’aigle modifié de Dulbecco (DMEM, composé de 4 mM de L-glutamine, pyruvate de sodium 1 mM et 15 mg/L rouge de phénol) avec la collagénase de 0,1 % à 37 ° C, en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % du CO2, de 1 jour.
- Centrifuger le tube en plastique à 500 g pendant 5 min, jeter le surnageant avec précaution (ne pas toucher les sédiments), puis, suspendre le sédiment doucement en ajoutant 10 mL de DMEM contenant 10 % de sérum bovin fœtal (SVF) et laissez reposer pendant 1 nuit à 37 ° C , dans une atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de CO2.
- Centrifuger le tube en plastique à 500 g pendant 5 min et éliminer le surnageant avec soin ; Ensuite, ajouter 1 mL de milieu de cellules souches (constituée de kératinocytes milieu sans sérum (K-GDF), 5 % de FBS, N-acétyl-L-cystéine, l’acide ascorbique-2-phosphate, streptomycine et amphotéricine) pour suspendre le sédiment, transférez-le dans un flacon de culture de T25 contenant 4 mL de moyen de cellules de la tige et laissez reposer pendant 3 jours à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de CO2.
- Jeter le surnageant, ajouter 1 mL d’acide de 0,25 % trypsine-tétraacétique (EDTA) et elle incuber à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % d’air et 5 % CO2 pendant 3,5 min, pour détacher les cellules du fond de la fiole de la culture.
- Ajouter 1 mL de FBS, suspendre le mélange et le transférer dans un tube de microcentrifuge.
- Centrifuger la suspension à 500 g pendant 3,5 min, suspendre le sédiment avec 1 mL de milieu de cellules souches et introduire dans la fiole de culture contenant 5 mL de milieu de cellules souches ; Ensuite, maintenir à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de CO2.
- Maintenir la sous-culture en changeant le support de cellules souches tous les 3 jours.
4. la culture de cellules sur le Tube de gélatine
- Stériliser le tube de gélatine avec la lumière UV pendant 2 h ; Ensuite, l’immerger dans de l’éthanol à 75 % (v/v) et le laver 2 x avec cellules souches moyen pour éliminer l’éthanol résiduel.
-
Recueillir les tissu adipeux des cellules souches humaines (hASCs) du flacon de culture.
- Retirez le support du flacon de culture.
- Ajouter 1 mL de 0,25 % de trypsine-EDTA et incuber à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de CO2 pendant 3,5 minutes, pour détacher les hASCs du fond de la fiole de la culture.
- Ajouter 1 mL de FBS, suspendre le mélange et le transférer dans un tube de microcentrifuge.
- Centrifuger le tube de microcentrifuge à 500 x g pendant 3,5 min ; Ensuite, jeter le surnageant avec soin et suspendre le sédiment avec 1 mL de milieu de cellules souches.
- Placer le tube de gélatine dans une assiette de 6 puits contenant 3 mL de milieu de cellules souches et graine de 4 x 104 de hASCs dans le tube ; les incuber pendant 2 semaines à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de CO2.
- Changer le support de cellules souches tous les 3 jours pour fournir assez de nutrition pour la croissance cellulaire.
5. immunocytochimie
- Enlever le support de cellules souches et laver le puits avec du PBS.
- Fixer le tube avec des cellules avec 0,1 % d’acide acétique glacial pendant 30 min à température ambiante.
- Laver le bien 2 fois avec du PBS.
- Ajouter un surfactant (NP-40, 0,05 %) et incuber pendant 10 min à température ambiante.
- Laver le bien 3 fois avec du PBS.
- Ajouter 2 % de sérum de chèvre normal et incuber à température ambiante pendant 30 min.
- Décanter la solution, ajoutez l’anticorps primaire nestin (marqueur de cellules progénitrices neurales) et incuber une nuit à 4 ° C.
- Laver le bien 3 fois avec du PBS.
- Ajouter anticorps secondaire âne anti-mouse-fluorescéine isothiocyanate (FITC) et conserver l’échantillon dans l’obscurité pendant 2 h.
- Laver le bien 3 fois avec du PBS.
- Ajouter 1 mL de Hoechst 33342 pour souiller les noyaux et incuber pendant 10 min à température ambiante.
- Laver le puits doucement et observez-la sous un microscope à fluorescence.
6. essai in Vivo biocompatibilité
Remarque : Des rats avec un poids entre 201-225 g ont été testés avec succès à l’aide de ce protocole.
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Anesthésie
- Induire et maintenir l’anesthésie ; de préférence, anesthésier un rat (rat Sprague Dawley âgés de 8 semaines, femelle) via une injection intramusculaire de tiletamine et zolazepam (25 mg / kg + 25 mg / kg, respectivement) et de xylazine (5 mg/kg). Effectuer un test de stimulation de douleur en appuyant sur les doigts de rat pour confirmer l’anesthetization.
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Stérilisation du site chirurgical
- Se raser et nettoyer la peau du quartier du trapèze de rat (sur l’arrière du cou) et essuyer avec la lotion de povidone-iode pour préparer l’état aseptique de peau (100 mg/mL).
- Couvrir le rat avec des draps chirurgicaux stériles pour réduire le transfert de bactéries et de contamination ultérieure du site chirurgical.
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Implantation du tube de gélatine
- Doucement, couper la peau du quartier du trapèze de rat avec un ciseaux chirurgicaux.
- Créer une plaie de 2 cm et placer le tube de gélatine directement sur la couche entre l’aponévrose et le muscle.
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Chirurgie postimplantation
- Refermer la plaie avec suture de nylon et essuyez-le avec solution de povidone-iode (100 mg/mL).
- Induire le rat par une injection intramusculaire de kétoprofène (2,5 mg/kg) et de la céfazoline (15 mg/kg).
- Garder le rat dans des conditions aseptiques pendant 7 jours.
-
Euthanasie
- Rat est euthanasié par asphyxie2 CO conformément aux directives de l’AVMA d’euthanasie. Confirmer la mort de rat par pinch orteil et la queue, suivie de poitrine toucher afin d’assurer le rythme cardiaque.
- Couper le rat doucement avec une lame de scalpel, enlever le tissu implanté et prendre des photos pour l’observation.
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Representative Results
Dans cette étude, nous avons développé avec succès la gélatine en fibres (Figure 2A) et les tubes (Figure 2B, C) à travers le concept convivial filage humide. Ces matériaux à base de gélatine peut être utilisées comme n’importe quel outil médical, selon leurs formes. Considérant que la surface fonctionnelle et la trame de ces matériaux sont plus adaptés pour la régénération des tissus, nous avons examiné la biocompatibilité du tube de gélatine en effectuant des tests in vitro et in vivo.
Pour obtenir un aperçu de la tube de gélatine, tout d’abord, nous avons mené des observations morphologiques à l’aide de la microscopie électronique à balayage (Figure 3). Les résultats ont montré que la surface du tube de gélatine n’était pas très lisse (Figure 3A), son diamètre intérieur est de plus de 200 µm (Figure 3B), et son épaisseur est d’environ 20 µm (Figure 3C).
Puis, immunocytochimie a été réalisée afin d’examiner la biocompatibilité du tube de gélatine in vitro (Figure 4). Au départ, le tube de gélatine est incubé avec des cellules souches humaines adipeuses pendant 2 semaines et était taché de nestin comme marqueur de cellules neurales (Figure 4A). Sous le microscope de fluorescence, la coloration a montré la nestin positif taches de marqueur (couleur verte) avec un tas de noyaux détectés (couleur bleue), qui suggère que les cellules pouvaient pénétrer et adhèrent bien au tube de gélatine et se différencient en cellules progénitrices neurales (Figure 4B). En outre, le test de biocompatibilité in vivo du tube de gélatine a donné des résultats analogues. Le tube de gélatine a été inséré dans la couche de carénage dans trapèze zone un rat pendant 7 jours. Le résultat montre que l’implantation du tube de gélatine dans la couche de fascia indiqué son innocuité et une grande biocompatibilité, a montré aucun signe de rougeur, gonflement, ou d’autres inflammations des symptômes du tissu local et était entourée de bien développé des tissus conjonctifs (Figure 5A, B).
Figure 1 : Schéma de l’humide filer installation. (A) des fibres de gélatine. Tube de gélatine (B). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Vif voir des images de matériau à base de gélatine obtient par les procédés au mouillé filature méthode. (A) des fibres de gélatine. Tube de gélatine (B). (C) gélatine tube dans une solution de PBS. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Morphologie du tube gélatine, observée par microscopie électronique à balayage. (A) A vue superficielle de la surface du tube de gélatine (barre d’échelle = 50 µm). (B) plan incliné vue (barre d’échelle = 200 µm). (C) affichage Vertical (barre d’échelle = 25 µm). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Observation de la croissance de cellules souches adipeuses humaines (hASC) sur le tube de gélatine. (A) image de vue lumineuse de gélatine tube-hASCs. (B) sous le microscope de fluorescence, la coloration a montré le positif de nestin coloration marqueur avec un tas de noyaux colorés avec tube de gélatine 33342.The Hoechst a fourni un environnement optimal pour hASCs d’adhérer et de se développer à l’intérieur du tube (barre d’échelle = 200 µm ; couleur bleu = noyaux ; vert couleur = nestin). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5: test de biocompatibilité In vivo du tube gélatine. (A) l’implantation du tube de gélatine dans la couche de fascia. (B) Observation de l’environnement tissulaire locale implanté avec le tube de gélatine (zone du rectangle rouge) après 7 jours. Aucune rougeur, gonflement ou autres symptômes de l’inflammation ont été observés, et le tube est entouré par les tissus conjonctifs bien développés 7 jours après l’implantation. Cela témoigne d’une excellente biocompatibilité du tube de gélatine avec l’environnement tissulaire locale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Nous avons présenté le développement des biomatériaux à base de gélatine en utilisant un simple humide filage technique qui peut être appliquée dans l’étude des polymères naturels pour la régénération des tissus. Ce travail a démontré la possibilité de fabrication de la gélatine comme source de protéines grande sans l’ajout d’autres sources, dans le but d’optimiser les propriétés de la gélatine lui-même. Le développement des biomatériaux axée sur la gélatine a été entièrement réalisé à température ambiante (22-26 ° C). Une préparation de la solution douce est une étape cruciale dans le protocole, comme maintient une concentration de la solution exacte et en agitant la solution très doucement pour éviter les bulles. L’apparition de bulles dans la solution, surtout quand chargé dans la seringue, affectera la forme de la gélatine dans le milieu de la coagulation.
Axée sur la gélatine biomatériaux ont été obtenues par le biais de la transition de phase de la solution de gélatine dans un milieu approprié de coagulation qui provoque la désolvatation des molécules de polymère et précipite la solution de gélatine dans un polymère solide phase11. En utilisant ce concept de base de l’humide filature méthode, nous avons utilisé la forme de la gélatine en forme de tube pour augmenter la fonctionnalité de sa surface et à imiter les caractéristiques des tissus humains à travers le processus de moulage. Dans ce cas, les moments adéquats pour charger, maintenez et répétez les étapes sont nécessaires pour mettre en place une forme de tube exacte. Dans ce protocole, l’homogénéité de la forme du tube pendant le processus ne peut être contrôlée, considérant la façon asynchrone de la phase de transition du fond à la partie haut du tube. En outre, les méthodes conserves et stérilisation pour ce matériau sont limitées en raison de sa teneur en protéines.
Examinés par des essais in vitro et in vivo, les résultats actuels ont démontré que les tubes de gélatine créés avec ce protocole présentent une excellente biocompatibilité et ont de grandes possibilités d’application en génie tissulaire. Le diamètre intérieur des tubes gélatine provenant de cette étude était de plus de 200 µm (Figure 3B), qui permet aux cellules de traverser facilement respecter surface intérieure16 des tubes. En outre, l’épaisseur et la surface légèrement asperous du tube fournit un modèle approprié pour la fixation des cellules (Figure 3A, C). Régulièrement, les résultats de l’immunocytochimie ont montré que les cellules ont pénétré et ont adhéré à la gélatine tube-en particulier les neurones des cellules souches, tel qu’observé par la coloration positive des cellules nerveuses avec le marqueur nestin (Figure 4B ). Comme le marqueur de nestin a été trouvé dans la zone des cônes de la croissance au cours des étapes d’extension de l’axone, la coloration positive de nestin est révélatrice de la croissance de cône17. En fin de compte, cette combinaison de gélatine-hASCs positif peut être implémentée dans le traitement de régénération du système nerveux. La moelle épinière est composée de groupes des axones des neurones et des faisceaux de fibres nerveuses le long des vertèbres de la colonne vertébrale. Ainsi, le tube de gélatine peut non seulement fournir le fossé remplissage approprié mais aussi guide fibre nerveuse croissance et la régénération par le tube. Par ailleurs, la grande biocompatibilité observé par l’implantation d’un tube de gélatine dans l’aponévrose couche n’a pas démontré tout nuisibles et effet de l’inflammation des tissus les, et le tube était entourée de tissus conjonctifs bien développées (Figure 5 A, B).
En conclusion, nous avons développé avec succès un protocole simple et utile pour la construction des biomatériaux axée sur la gélatine avec l’excellent environnement de biocompatibilité et de cellule qui peut être utilisé dans les tissus de perspective ingénierie des applications, telles que nerveux régénération du système, remplacement des vaisseaux sanguins, voies urinaires reconstruction et à la reconstruction de pièces d’orgue. Ce protocole peut être implémenté par des ingénieurs de tissus qui sont développent actuellement corrélatifs polymères naturels sans aucun ajout de polymère synthétique. Le protocole peut être facilement étendu sur et peut être utilisé pour personnaliser la conception des biomatériaux spécifiques. À l’avenir, le présent protocole peut être adapté pour produire des biomatériaux basées sur les protéines sur une échelle de masse, ce qui permet de se rendre compte de la régénération des tissus.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par le ministère de la défense nationale (MAB-105-070 ; MAB-106-077 ; MAB-107-032 ; MAB-107-065), le ministère de la Science et la technologie (la plupart 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, le National Defense Medical Center, Taiwan (TSGH-C106-046 ; TSGH-C106-115 ; TSGH-C107-041) et Cheng-Hsin General Hospital et la coopération (CH-CMDN-107-8) de la National Defense Medical Center.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | - |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | - |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | - |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | - |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | - |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | - |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | - |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
References
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