Summary
Мы разработали и описать протокол, основанный на концепции мокрого прядения, для строительства на основе желатина биоматериалов, используемых для применения тканевой инженерии.
Abstract
Эта статья представляет недорогой метод для изготовления желатин, как природный полимер, леска волокон или другие надлежащие формы. Через мокрый, спиннинг метод желатин волокон производятся гладкой экструзии в среде подходящей коагуляции. Чтобы увеличить функциональные поверхности этих волокон желатина и их способность имитировать функции тканей, желатин можно формовать в форму трубки, ссылаясь на этой концепции. Рассмотренные в vitro и in vivo тесты, желатин трубы демонстрируют большой потенциал для применения в тканевой инженерии. Действуя в качестве подходящего разрыв наполнителя, желатин, трубы могут быть использованы для замены тканей в поврежденной области (например, в нервной и сердечно-сосудистой системы), а также способствовать регенерации путем предоставления прямой замены стволовых клеток и нейронных сетей. Этот протокол предоставляет подробные процедуры для создания биоматериала, на основе природного полимера, и его осуществление, как ожидается, значительно способствовали развитию коррелятивных природных полимеров, которые помогают реализовать стратегии регенерации тканей.
Introduction
Последняя разработка в регенерации тканей предполагает применение тканевой инженерии, которая представляет собой вызов для совершенствования новых терапевтических стратегий медицинского лечения. Например ограниченный потенциал регенерации нервной системы, следующие травмы или болезни, создает проблему значительного здравоохранения во всем мире. Из-за сложности патофизиологических процессов, связанных с нервной системой использование традиционных аутотрансплантатом или осуществление стабилизации хирургии было показано, чтобы предложить преимущества в функциональных результатов, но нет сильных доказательств для эффекты позвоночника Фиксация хирургии1,2. Ткани на поврежденную область потеряла и заменен на hypertrophically индуцированных астроциты3, сформировав плотной глиальный рубец4,5. Эта матрица действует как барьер, что блоки нерва функционируют6,7 и, таким образом, значительно препятствует регенерации. Таким образом, подходящие пломбировочный материал разрыв ожидается предотвратить потерю ткани и уменьшить образование связанных рубцовой соединительной ткани, поддержание целостности поврежденной области, а также путем предоставления прямой замены нервных клеток и Схема регенерации аксона.
Полимерные биоматериалы были предпочтительным, как строительные леса для терапии регенерации тканей, основанные на регулировании ячейки или аксона тканей и поведение прогрессии через поддержку естественных внеклеточного матрикса (ECM). Формат волокна обычно рассматривается как строительный блок для различных материалов, благодаря его одномерные структуры8. Волокна могут быть получены как правило экструзия расплава или влажная, спиннинг метод; Однако большого размера и стоимости оборудования и сложности для выполнения этих методов являются сложным. Кроме того большинство работы, связанной с полимерного волокна была сосредоточена на синтетические или композитных материалов. Полимеры природные в качестве источника биоматериала предлагают лучше биосовместимость свойствами для организма человека. Тем не менее для получения выравнивание естественных полимерных волокон является относительно более сложным, чем синтетические полимерные источники9. Таким образом, преобразование естественных полимеров как богатый источник белка в биоматериала волокна является важной стратегией — не только биоматериала волокна можно непосредственно изолированы от сырья, таким образом избегая ненужного преобразования до мономеров, но белковых волокон также имеют хороший внешний вид и благоприятные характеристики10.
В этой связи мы описываем метод недорогой обработки для изготовления волокон природного полимера через основные концепции мокрого прядения, которые могут быть реализованы на лабораторных установках для тканевой инженерии. Мокрого прядения выполняется путем экструзии и коагуляции раствора полимера в подходящей полимер нерастворитель. Необходимости, вязкой допированном в среду коагуляции приводит молекулы полимера распустить. Через фазового перехода нити затем потерять их растворимости и осаждаются в виде твердого полимера этапа11. Ссылаясь на этой концепции, мы затем расширил развития желатин в форму трубки процессом литья, который считается надлежащего применения регенерации тканей. Кроме того, неразрывно, мы также можем разработать любой формы, материала из желатина волокон (например, желатин каналом закатал из нескольких волокон желатина), для других желаемых приложений.
Желатин, биоразлагаемые природный полимер, формируется из денатурированные и гидролизованный коллаген, включая любые semicrystalline, аморфный или тройной винтовой состояние коллагена12. Хорошо известно, что коллаген является основным структурного белка во всех соединительных тканях позвоночных и беспозвоночных13,14, которая похожа на структуру белка главный ЭВМ, которая вызывает рост нервных и, одновременно заменяет большое количество Гликозаминогликан, выделяется во время травм спинного мозга. Таким образом использование желатина в качестве источника будет отличным выбором для любого медицинского автомобиля. Помимо того, что недорогой источник, желатин также биоразлагаемых и cytocompatible и клинически доказано, чтобы быть временный дефект наполнитель15. Превратился в форму трубки, в vitro и in vivo тесты, описанные здесь продемонстрировать, что желатин есть отличная биосовместимость и пригодность для будущих ткани инженерных приложений. Культивировали с жировых стволовых клеток человека, желатин трубы улучшить клеточная дифференцировка в нейронных прогениторных клеток, используя позитивные Нестин окрашивание как маркер нервных клеток. Кроме того желатин, как заполнение разрыва материала, как метода, в этом исследовании, ожидается быть управляемой и безопасной и пользу ткани инженеров, которые в настоящее время разрабатывают коррелятивных природных полимеров для укрепления тканей Регенерация стратегии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Жировой ткани были получены от ортопедических операций, как заверенные институционального обзора Совет из Tri-служба больницы общего профиля, Тайбэй, Тайвань, R.O.C. процедуры с участием животных субъектов были утверждены Комитетом по уход животных на национальном Медицинский центр обороны, Тайвань (R.O.C).
1. Смочите спиннинг процесс
-
Подготовка решения
- Растворяют 5 г порошка желатина в 100 мл двойной дистиллированной воды для получения 5% (w/v) концентрации раствора.
- Перемешайте смесь медленно в 60-70 ° C на ночь для достижения полностью однородной дисперсии без каких-либо пузыри.
-
Мокрого прядения
- Образование волокна
Примечание: Схема метода показан на рисунке 1A. Спиннинг установки оснащен Перистальтический насос машины (см. Таблицу материалы), обеспечивает высокоточный скорость и управляет гладкой доставки потока.- Подключите 26 G x 1/2 дюйма (0,45 мм x 12 мм) шприц как решение инжектор ясно виниловые трубки.
- Подготовка 100 мл раствора ацетона 99,5% в стакан стекло, чтобы использоваться как ванна коагуляции.
- Запустить машину Перистальтический насос на 21 об/мин (3.25 мл/мин) и пусть раствор желатина постоять несколько секунд в раствор ацетона перед прокаткой его.
- Возьмите желатин волокон из ацетона раствор и погрузить их в 2,5% (w/v) поликапролактон/Дихлорметан (PCL/DCM) раствора с 1:20 (w/w).
- Пусть желатина, волокна в PCL/DCM раствор сухой ночлег, под капотом при комнатной температуре.
- Трубку
Примечание: Схема метода показан на рисунке 1B.- Использования периферического венозного катетера 24 G x 3/4 дюйма (0.7 мм x 19 мм) как пробки плесени.
- Загрузить катетер в раствор желатина и держать его там для 3 s.
- Загрузить катетер в раствор ацетона и удерживайте в течение 1 мин.
- Снова загрузить катетер в раствор желатина и держать его там для 3 s.
- Повторите это альтернативные процедуры 20 x.
- Возьмите катетер из раствора ацетона и пусть формованные трубки сушат при комнатной температуре в течение 5 мин.
- Осторожно вынуть трубки катетера на желатин, используя зажим и тщательно передачи трубки желатин в стакан пипетку Pasteur с осадкой 2,5% (w/v) решение PCL/DCM.
- Пусть, Пастер пипетки, содержащий желатин трубки и PCL/DCM раствор сухой ночлег, под капотом при комнатной температуре.
- Образование волокна
2. морфология желатин трубки
- Смонтируйте кусок сушеные желатин трубки на заготовка углерода.
- Поместить образец в машину coater ионного распыления (см. Таблицу материалы) и пальто образца с золотом для 60 s; Затем, наблюдать его морфологии, растровая электронная микроскопия (см. Таблицу материалы).
3. Культура жировых стволовых клеток человека
- Поместите жировой ткани (полученные от устных жировой ткани, Клиническая хирургия) в чашку Петри, содержащие 10 мл раствора передачи, состоящий из 0,1 М фосфат амортизированное saline (PBS), пенициллин/стрептомицина 1% и 0,1% раствор глюкозы.
- Тканях мелко нарежьте (менее 1 мм2) с лезвием скальпеля.
- Передача тканей в 15 мл пластиковых труб и центрифуги на 500 x g за 5 мин.
- Удалить супернатант и инкубировать отложений в пластиковые тубы 10 мл среды Дульбекко изменение орла (DMEM, состоящий из 4 мм L-глютамином, пируват натрия 1 мм и 15 мг/Л фенола красного) с 0.1% коллагеназы при 37 ° C, в атмосфере увлажненный содержащие 95% воздуха и 5% CO2, за 1 день.
- Центрифуга пластиковую трубку в 500 x g 5 мин, тщательно удалить супернатант (не прикасайтесь отложения) и затем приостановить осадка осторожно, добавив 10 мл DMEM, содержащие 10% плода бычьим сывороточным (ФБС) и пусть она стоять за 1 день при 37 ° C , в атмосфере увлажненные, содержащих 95% воздуха и 5% CO2.
- Центрифуга пластиковую трубку в 500 x g 5 минут и удалить супернатант тщательно; Затем добавьте 1 mL средних стволовых клеток (состоящие из кератиноцитов сыворотки свободной среды (K-УЛП), 5% от FBS, N-ацетил L-цистеин, аскорбиновая кислота-2-фосфат, стрептомицин, амфотерицин) приостановить отложений, передаче его в колбу культуры T25, содержащий 4 мл Стволовые клетки средних и пусть он стоять в течение 3 дней при 37 ° C, в атмосфере увлажненные, содержащих 95% воздуха и 5% CO2.
- Отменить супернатанта, добавляют 1 мл 0,25% трипсина Этилендиаминтетрауксусная кислота (ЭДТА) и проинкубируйте его при 37 ° C, в атмосфере увлажненные, содержащий воздуха 95% и 5% CO2 для 3.5 мин, чтобы отсоединить клетки из нижней части культуры колбу.
- Добавьте 1 mL FBS, приостановить смесь и передать его на пробки microcentrifuge.
- Центрифуга подвеска на g 500 x 3,5 мин, приостановить отложений с 1 мл раствора средних стволовых клеток и передача его в колбу культуры, содержащий 5 мл среды стволовых клеток; затем держите его при 37 ° C в атмосфере увлажненные, содержащих 95% воздуха и 5% CO2.
- Поддерживайте субкультуры, изменив средних стволовых клеток каждые 3 дня.
4. Культивирование клеток на трубе желатина
- Стерилизовать желатин трубки с ультрафиолетовым светом за 2 ч; Затем погрузите его в 75% (v/v) этанола и мыть его 2 x с средних стволовых клеток для удаления остаточных этанола.
-
Соберите жировых стволовых клеток человека (hASCs) от культуры колбу.
- Удалите носитель из культуры колбу.
- Добавить 1 мл 0,25% трипсина-ЭДТА и инкубировать при 37 ° C в атмосфере увлажненные, содержащих 95% воздуха и 5% CO2 для 3.5 мин, чтобы отделить hASCs от нижней части культуры колбу.
- Добавьте 1 mL FBS, приостановить смесь и передать его на пробки microcentrifuge.
- Центрифуга пробки microcentrifuge на 500 x g для 3,5 мин; затем удалить супернатант тщательно и приостановить отложений с 1 мл раствора средних стволовых клеток.
- Трубка желатин в 6-ну пластины, содержащие 3 мл средних стволовых клеток и семян 4 х 104 hASCs на трубу; Инкубируйте их в течение 2 недель при 37 ° C, в атмосфере увлажненные, содержащих 95% воздуха и 5% CO2.
- Измените средних стволовых клеток каждые 3 дня, чтобы обеспечить достаточное питание для роста клеток.
5. Immunocytochemistry
- Удалите средство стволовых клеток и мыть хорошо с PBS.
- Закрепите трубку с клетки Муравьиная кислота 0,1% для 30 мин при комнатной температуре.
- Мыть хорошо 2 x с PBS.
- Добавление сурфактанта (NP-40, 0,05%) и проинкубируйте втечение 10 мин при комнатной температуре.
- Мыть хорошо 3 x с PBS.
- Добавить 2% нормальной козьего сыворотки и инкубации при комнатной температуре за 30 мин.
- Декант решение, добавить Нестин основное антитело (нейронных прогениторных клеток маркер) и инкубировать на ночь при 4 ° C.
- Мыть хорошо 3 x с PBS.
- Добавление вторичного антитела осла mouse-флуоресцеин Изотиоцианаты (FITC) и сохранить образец в темноте за 2 ч.
- Мыть хорошо 3 x с PBS.
- Добавьте 1 mL Hoechst 33342 пятно ядер и проинкубируйте втечение 10 мин при комнатной температуре.
- Мыть хорошо мягко и наблюдать под флуоресцентным микроскопом.
6. в Vivo биосовместимость тест
Примечание: Крысы с весом между 201-225 g были успешно протестированы с использованием этого протокола.
-
Анестезия
- Стимулировать и поддерживать анестезии; предпочтительно, анестезировать крыса (8-недельных Sprague-Dawley крыса, самка) через внутримышечной инъекции tiletamine и zolazepam (25 мг / кг + 25 мг / кг, соответственно) и ксилазина (5 мг/кг). Выполните тест стимуляции боль, нажав крыса пальцев для подтверждения анестезии.
-
Стерилизации Хирургическое сайта
- Бритья и очистки кожи крыс трапециевидной площади (над задней части шеи) и протереть лосьоном повидон йод подготовить асептических состояние кожи (100 мг/мл).
- Обложка Крыса с стерильные хирургические шторы для снижения бактериального передачи и последующего загрязнения хирургической сайта.
-
Имплантация желатин трубки
- Аккуратно вырежьте кожу Раца трапециевидной площади с хирургические ножницы.
- Создайте рану 2 см и разместите желатин трубки непосредственно на слое между фасции и мышц.
-
Postimplantation хирургия
- Закрыть рану с швом нейлона и протрите его повидон йод раствор (100 мг/мл).
- Вызвать крыс через внутримышечной инъекции кетопрофена (2,5 мг/кг) и содержит цефазолина (15 мг/кг).
- Держите крыса в асептических условиях для 7 дней.
-
Эвтаназия
- Крыса умерщвлены через удушение CO2 в соответствии с принципами AVMA для эвтаназии. Подтвердите смерть крыса, ноги и хвост пинча, следуют груди трогательно обеспечить сердцебиение.
- Аккуратно вырежьте Крыса с лезвием скальпеля, удалить имплантированные ткани и принимать фотографии для наблюдения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В этом исследовании мы успешно разработали желатин в волокна (рисA) и трубки (рис. 2B, C) через удобный мокрого прядения концепции. Эти материалы на основе желатина могут быть использованы как любой инструмент медицинский, в зависимости от их формы. Учитывая, что функциональная поверхность и рамки таких материалов являются более подходящими для регенерации тканей, мы изучили биосовместимость желатин трубки, выполнив тесты в vitro и in vivo.
Чтобы получить обзор трубки желатина, во-первых, мы провели морфологических наблюдений с помощью растровая электронная микроскопия (рис. 3). Результаты показали, что не очень гладкая поверхность желатин трубки (рис. 3А), его внутренний диаметр был более чем 200 мкм (рис. 3B), и толщина его было около 20 мкм (рис. 3C).
Затем immunocytochemistry была выполнена для изучения биосовместимость желатин трубки в пробирке (рис. 4). Первоначально желатин трубка была инкубировали с жировых стволовых клеток человека на 2 недели и был запятнан Нестин как маркер нервных клеток (рис. 4A). Под флуоресцентным микроскопом окрашивание показали положительный Нестин пятнать маркер (зеленый цвет) вместе с кучей обнаруженных ядер (синий цвет), которые предложил, что клетки могут проникать и хорошо придерживаться желатина трубки и дифференцироваться в клетки-предшественники нейронных (Рисунок 4B). Кроме того в естественных условиях биосовместимость тест трубки желатин показали аналогичные результаты. Трубка желатин был вставлен в фасции слой в крыса трапециевидной области на 7 дней. Результат показывает, что имплантация трубки желатин в фасции слой указал его безопасности и большой биосовместимость, показали никаких признаков покраснение, опухоль, или другие симптомы воспаления местные ткани и был окружен хорошо развитая соединительной ткани (рис. 5A, B).
Рисунок 1 : Схема мокрой спиннинг установки. (A) желатина волокон. (B) желатина трубки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Яркие изображения на основе желатина материала, полученные через мокрый, спиннинг метод. (A) желатина волокон. (B) желатина трубки. (C) желатина трубки в растворе PBS. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Морфология желатин трубки, отмеченные растровая электронная микроскопия. (A) A поверхностный взгляд на поверхности трубы желатин (шкала бар = 50 мкм). (B) наклонной плоскости зрения (шкала бар = 200 мкм). (C) обзора по вертикали (шкала бар = 25 мкм). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4 : Наблюдение жировых стволовых клеток человека (hASC) роста на трубе желатин. (A) яркий вид изображение желатин трубки hASCs. (B) под флуоресцентным микроскопом, окрашивание, показали положительные Нестин пятнать маркер вместе с кучей ядер витражи с Hoechst 33342.The желатин трубки предоставляет оптимальную среду для hASCs присоединиться и расти внутри трубки (шкалы бар = 200 мкм; синий цвет = ядер; зеленый цвет = Нестин). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 5: In vivo биосовместимость тест трубки желатин. (A) имплантации трубки желатин в слое фасции. (B) наблюдение за окружающей среды местных тканей, имплантируются с желатином трубки (красный прямоугольник области) после 7 дней. Не покраснение, опухоль или другие симптомы воспаления были замечены, и трубка окружен развитой соединительной ткани через 7 дней после имплантации. Это свидетельствует о отличная биосовместимость желатин трубки с окружающей среде местных тканей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Мы представили разработки на основе желатина биоматериалов с помощью простой влажной спиннинг техники, которые могут применяться в изучении природных полимеров для регенерации тканей. Эта работа продемонстрировала возможность изготовление желатина как источник большой белок без добавления других источников, с целью оптимизации свойства желатина, сам. Разработка на основе желатина биоматериалов полностью велась в комнатной температуре (22-26 ° C). Нежный решение подготовка является важнейшим шагом в рамках протокола, как поддержание концентрации точное решение и помешивая решение очень плавно, чтобы избежать любые пузыри. Появление пузырей в решении, особенно при загрузке в шприц, будет влиять на формы желатин в среде коагуляции.
На основе желатина биоматериалов были получены через фазовый переход раствора желатина в среде подходящей коагуляции, который вызывает desolvation молекул полимера и осаждает раствор желатина в твердотельные этап11. Используя эту базовую концепцию мокрой спиннинг метод, мы использовали форму желатин в форму трубки для увеличения функциональности его поверхности и имитировать функции ткани человека через процесса формования. В этом случае достаточное время для загрузки, держать и повторить шаги необходимо создать форму точный трубки. В этом протоколе, не может контролироваться однородности форму трубки во время процесса, учитывая асинхронно из этапа перехода от дна вверх части трубки. Кроме того сохранились и стерилизации методы для этого материала ограничены из-за его содержание белка.
Рассмотренные в vitro и in vivo тесты, текущие результаты продемонстрировали что трубы желатина, созданные с настоящим Протоколом экспонат отличная биосовместимость и имеют большой потенциал применения в тканевой инженерии. Внутренний диаметр трубок желатина, полученные в настоящем исследовании была более чем 200 мкм (рис. 3B), который позволяет клетки проходят через и легко придерживаться внутренней поверхности трубы16. Кроме того толщина и мягко asperous поверхность трубки предоставляет правильное шаблон для ячейки насадку (рис. 3A, C). Последовательно, immunocytochemistry результаты показали, что клетки проникли и придерживаться желатина трубки особенно нервных стволовых клеток, как заметил через положительный пятнать нервных клеток с маркером Нестин (рис. 4B ). Как Нестин маркер был найден в области роста шишки на этапах расширения аксона, позитивные окрашивание Нестин свидетельствует о конус роста17. В конечном счете эта комбинация позитивных желатин hASCs может быть реализован в лечении регенерации нервной системы. Спинного мозга состоит из групп аксоны нейронов и пучки нервных волокон вдоль спинной позвонок. Таким образом, желатин трубка может не только предоставить соответствующим наполнителем разрыв но также руководство нервных волокон роста и регенерации через трубку. Кроме того Великий биосовместимость наблюдением имплантации трубу желатин в фасции слой не смогла продемонстрировать любые вредные и воспаление влияет на местных тканей и трубка был окружен развитой соединительной ткани (Рисунок 5 A, B).
В заключение мы успешно разработали простой и полезный протокол для строительства на основе желатина биоматериалов с отличным биосовместимость и клеточной среды, который может использоваться в перспективу ткани инженерных приложений, таких как в нервной системы регенерации, замена кровеносный сосуд, мочевыводящих путей восстановления и в восстановлении орган частей. Этот протокол может осуществляться инженерами тканей, которые в настоящее время разрабатывают коррелятивных Полимеры природные без добавления синтетических полимеров. Протокол может быть легко дополнен и могут быть использованы для настройки разработки конкретных биоматериалов. В будущем этот протокол может быть адаптирована для производства на основе белков биоматериалов в массовом масштабе, способствуя тем самым реализации регенерации тканей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Это исследование было поддержано Министерством национальной обороны (МАБ-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; MAB-107-065), Министерство науки и техники (большинство 107-2320-B016-016), Tri служба больницы общего профиля, национальной обороны медицинский центр, Тайвань (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041) и Чэн синь больницы, так и национальной обороны медицинский центр сотрудничества (CH-МКНД-107-8).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | - |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | - |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | - |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | - |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | - |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | - |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | - |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
References
- Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725 (2008).
- Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, Suppl 2 13-26 (2005).
- Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
- Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
- Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
- Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
- Chawla, K. K. Fibrous Materials. , Cambridge University Press. London, UK. (1998).
- Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
- Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
- Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
- Yannas, I. V.
- Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
- Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
- Veis, A. The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , Academic Press. New York, NY. (1994).
- Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
- Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).
