Summary
Vi utviklet og beskrive en protokoll basert på våt spinning konseptet, for bygging av gelatin-baserte biologisk materiale brukes for anvendelse av vev engineering.
Abstract
Denne artikkelen presenterer en rimelig metode for å dikte gelatin, som en naturlig polymer monofilament fiber eller andre passende former. Gjennom den våte spinning metoden, er gelatin fiber produsert av glatt ekstrudering i et egnet koagulering medium. For å øke funksjonelle overflaten av disse gelatin fiber og deres evne til å etterligne funksjoner i vev, kan gelatin støpes inn i en rørform ved å henvise til dette konseptet. Gelatin rør undersøkt av i vitro og in vivo tester, og viser et stort potensial for programmet i vev engineering. Fungerer som en egnet fylle gapet materiale, gelatin rør kan brukes til å erstatte vevet i den skadede delen (f.eks i nervøs eller kardiovaskulære systemet), samt å fremme regenerering av skaffer en direkte erstatning av stamceller og nevrale kretser. Denne protokollen gir en detaljert fremgangsmåte for å opprette en biomateriale basert på en naturlig polymer, og gjennomføringen forventes å ha stor nytte utviklingen av correlative naturlig polymerer, som bidrar til å realisere vev gjenfødelse strategier.
Introduction
Den nyeste utviklingen i vev gjenfødelse omfatter bruk av vev utvikling, som representerer en utfordring for forbedring av nye strategier i medisinske behandlinger. For eksempel utgjør begrenset potensialet i nervesystemet gjenfødelse, følgende skade eller sykdom, et betydelig helseproblem over hele verden. Komplekse patofysiologiske prosesser knyttet nervesystemet, bruk av tradisjonelle autograft eller implementering av stabilisering kirurgi har vist seg å tilby fordeler i funksjonelle resultater, men det er ingen sterke bevis for effekten av spinal fiksering kirurgi1,2. Vevet på den skadede delen er tapt og erstattet hypertrophically indusert astrocyttene3til slutt danne en tett glial arr4,5. Denne matrisen fungerer som en barriere som blokker utvinning av nerve funksjon6,7 og er dermed et stort hinder gjenfødelse. Derfor en egnet gapet fyllmasse forventes å hindre tap av vev og redusere dannelsen av arr-assosiert bindevev opprettholde integriteten til den skadede delen og gir direkte utskifting av neural celler og krets å fremme axon regenerering.
Polymere biologisk materiale er foretrukket som stillaser for vev regenerasjon terapi, basert på regulering av cellen eller axon atferd og vev progresjon gjennom naturlig ekstracellulær matrix (EFM) støtte. Fiber formatet regnes vanligvis som en byggestein for ulike materialer, på grunn av sin endimensjonal struktur8. Fibrene kan vanligvis oppnås ved smelte ekstrudering eller våt spinning metoden; men er størrelsen og utstyret og vanskeligheter for å utføre disse metodene utfordrende. Dessuten, har fleste av arbeidet knyttet til polymer fiber vært fokusert på syntetisk eller komposittmaterialer. Naturlig polymerer som biomateriale tilbyr bedre biocompatibility egenskaper for kroppen. Likevel, for å få justeringen av naturlige polymer fiber er relativt vanskeligere enn Syntetisk polymer kilder9. Derfor konvertering av en naturlig polymer som en rik kilde til protein i biomateriale fiber er en viktig strategi, ikke bare kan biomateriale fiber være direkte isolert fra råstoff, dermed unngår en unødvendig transformasjon til monomerer, men protein fiber har også et godt utseende og gode egenskaper10.
I denne forbindelse, beskriver vi en billig behandlingsmetode for produksjon av naturlig polymer fiber gjennom de grunnleggende konseptene for våt spinning, som kan gjennomføres på laboratoriet skala tissue engineering. Våt spinning utføres av ekstrudering og koagulering av en polymer løsning til en egnet polymer nonsolvent. En passende, tyktflytende løsning dopet i koagulering medium fører til polymer molekyler å oppløse. Gjennom fase overgangen, filamenter deretter mister deres løselighet og er utløst i form av en solid polymer fase11. Henvise til dette konseptet, utvidet vi så utviklingen av skjemaet rør av en molding prosess, som er riktig for vev gjenfødelse program. Dessuten, egentlig, vi kan også utvikle en figur av materiale fra gelatin fiber (f.eks gelatin kanal rullet av flere gelatin fiber), andre ønsket programmer.
Gelatin, en naturlig biologisk nedbrytbart polymer er dannet av utarmet og hydrolyzed kollagen, inkludert noen semicrystalline, amorf eller trippel spiralformede stat kollagen12. Det er velkjent at kollagen er essensielle strukturelle proteinet i alle bindevev av virveldyr og virvelløse dyr13,14, som ligner på protein oppbygning viktigste ECM som induserer nerve vekst og samtidig, erstatter en stor mengde glycosaminoglycan utskilles i løpet av ryggmargsskade. Derfor ville bruk av som være et godt valg for alle medisinske kjøretøy. Foruten å være en billig kilde, gelatin er også biologisk nedbrytbart og cytocompatible og klinisk bevist å være en midlertidig feil filler15. Utviklet til en tube, viser i vitro og in vivo tester beskrevet her at gelatin har en utmerket biocompatibility og egnethet for fremtidige vev utvikling programmer. Kultivert med menneskelige adipose stamceller, gelatin rør forbedre celledifferensiering i nevrale stamceller ved hjelp av positivt nestin flekker som en neural celle markør. Videre er gelatin som fyller gapet materiale, som produseres av metoden i denne studien forventet å være håndterlig og trygt og stor nytte vev ingeniører som utvikler for tiden correlative naturlig polymerer for styrking av vev gjenfødelse strategier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Fett vev ble Hentet fra lever slik den institusjonelle gjennomgang styret for Tri-Service General Hospital, Taipei, Taiwan, R.O.C. prosedyrer som involverer dyr fag er godkjent av dyr omsorg komiteen på nasjonalt Forsvar Medical Center, Taiwan (R.O.C).
1. fukt Spinning prosessen
-
Løsning forberedelse
- Oppløse 5 g av gelatin pulver i 100 mL dobbel-destillert vann å få 5% (w/v) løsning konsentrasjon.
- Rør blandingen langsomt ved 60-70 ° C over natten å oppnå en fullstendig homogen dispersjon uten bobler.
-
Våt spinning
- Fiber formasjon
Merk: En skjematisk av metoden er vist i figur 1A. Spinning oppsettet er utstyrt med en peristaltiske pumpe maskin (se Tabell for materiale) som gir høy presisjon hastighet og styrer glatt levering av flyten.- Plugg 26 G x 1/2 tommers (0,45 mm x 12 mm) sprøyter som løsning injektoren i klar vinyl slangen.
- Forberede 100 mL 99,5% aceton løsning i et beaker glass som koagulering badekaret.
- Kjøre peristaltiske pumpe maskinen på 21 rpm (3,25 mL/min) og la gelatin løsningen stå i flere sekunder i aceton løsning før rulle det opp.
- Ta ut gelatin fra aceton løsning og dyppe dem i 2,5% (w/v) polycaprolactone/diklormetan (PCL/DCM) løsning med 1:20 (w/w).
- La gelatin fiber i PCL/DCM løsningen tørre over natten, under panseret ved romtemperatur.
- Rør formasjon
Merk: En skjematisk av metoden er vist i figur 1B.- Bruke en perifert venekateter av 24 G x 3/4 tommers (0,7 x 19 mm) som rør mold.
- Laste kateter inn gelatin løsningen og holder det det 3 s.
- Legg kateter i aceton løsningen og holde for 1 min.
- Laste inn kateter igjen i gelatin løsningen og holder det det 3 s.
- Gjenta denne alternative prosedyren 20 x.
- Ta ut kateter fra aceton løsning og la støpte røret tørr ved romtemperatur for 5 min.
- Forsiktig ta gelatin tunnelbanen fra kateter ved hjelp av en hemostat og nøye overføre gelatin røret til et glass Pasteur pipette med nedsenking av 2,5% (w/v) PCL/DCM løsningen.
- La Pasteur pipette som inneholder gelatin tunnelbane og PCL/DCM løsning tørre over natten, under panseret ved romtemperatur.
- Fiber formasjon
2. morfologi av Gelatin rør
- Montere stykke tørket gelatin rør på mangelfull karbon.
- Prøven inn ion frese coater maskinen (se Tabell for materiale) og pels prøven med gull for 60 s; deretter observere dens morfologi av skanning elektronmikroskop (se Tabell for materiale).
3. kultur av menneskelige Adipose stamceller
- Plass fett vev (hentes fra muntlig fettvev av kliniske kirurgi) i en Petriskål inneholder 10 mL av overføring løsning 0.1 M fosfat-bufret saltvann (PBS), 1% penicillin/streptomycin og 0,1% glukose.
- Skjær vev i små biter (mindre enn 1 mm2) med en skalpell blad.
- Overføre vev i en 15 mL plastrør og sentrifuge på 500 x g for 5 min.
- Fjerne nedbryting og Inkuber sediment i et plastrør som inneholder 10 mL av Dulbeccos endret Eagle's medium (DMEM, som består av 4 mM L-glutamin, 1 mM natrium pyruvate og 15 mg/L fenol rødt) med 0,1% collagenase på 37 ° C, i en fuktet atmosfære inneholder 95% luft og 5% CO2for 1 dag.
- Sentrifuge plastrør på 500 x g i 5 min, forkaste nedbryting nøye (ikke berør sediment), og deretter stoppe sediment forsiktig ved å legge 10 mL av DMEM som inneholder 10% fosterets bovin serum (FBS) og la den stå i 1 dag på 37 ° C , i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2.
- Sentrifuge plastrør på 500 x g i 5 min og kast nedbryting nøye. Legg deretter til 1 mL av stilk cellen medium (bestående av keratinocyte serum-free medium (K-SFM), 5% av FBS, N-acetyl-L-cystein, askorbinsyre-2-fosfat, streptomycin og amfotericin) å suspendere sediment, overføre det til en T25 kultur kolbe som inneholder 4 mL Stem celle medium, og la den stå i 3 dager på 37 ° C, i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2.
- Forkaste nedbryting, Legg 1 mL av 0,25% trypsin-ethylenediaminetetraacetic syre (EDTA) og ruge det ved 37 ° C, i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2 for 3,5 min, for å koble cellene fra bunnen av kultur kolbe.
- Legge 1 mL av FBS, suspendere blandingen og overføre den til et microcentrifuge rør.
- Sentrifuge suspensjon på 500 x g for 3,5 min suspendere sediment med 1 mL av stilk cellen medium og overføre den til kultur kolbe som inneholder 5 mL av stilk cellen medium; deretter holde den på 37 ° C i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2.
- Opprettholde subkultur ved å endre stamcelleforskningen mediet hver tredje dag.
4. dyrking av celler i Gelatin røret
- Sterilisere gelatin røret med UV lys for 2t; deretter Dynk kjeden i 75% (v/v) etanol og vaske det 2 x med stilk cellen medium å fjerne gjenværende etanol.
-
Samle de menneskelige adipose stamcellene (hASCs) fra kultur kolbe.
- Fjerne mediet fra kultur kolbe.
- Legg 1 mL av 0,25% trypsin-EDTA og ruge på 37 ° C i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2 i 3,5 min, koble fra hASCs fra bunnen av kultur kolbe.
- Legge 1 mL av FBS, suspendere blandingen og overføre den til et microcentrifuge rør.
- Sentrifuge microcentrifuge røret på 500 x g for 3,5 min; deretter forkaste nedbryting nøye og suspendere sediment med 1 mL av stilk cellen medium.
- Sett røret gelatin i en 6-vel plate som inneholder 3 mL stamcelleforskningen medium og frø 4 x 104 av hASCs til røret; Inkuber dem for 2 uker på 37 ° C, i en fuktet atmosfære som inneholder 95% luft og 5% CO2.
- Endre stamcelleforskningen mediet hver 3 dager for å gi nok ernæring for cellevekst.
5. Immunocytochemistry
- Fjerne stamcelleforskningen mediet og vask brønnen med PBS.
- Fastsette røret med celler med 0,1% eddiksyre glacial i 30 min ved romtemperatur.
- Vask godt 2 x med PBS.
- Legge til en surfactant (NP-40, 0,05%) og ruge i 10 min ved romtemperatur.
- Vask den vel 3 x med PBS.
- Legge til 2% normal geit serum og ruge ved romtemperatur for 30 min.
- Dekanter løsningen legger til primære antistoff nestin (nevrale celle markør) og ruge over natten på 4 ° C.
- Vask den vel 3 x med PBS.
- Legg til sekundære antistoff esel mouse-fluorescein isothiocyanate (FITC) og holde prøven i mørket 2T.
- Vask den vel 3 x med PBS.
- Legg 1 mL av Hoechst 33342 flekken kjerner og ruge i 10 min ved romtemperatur.
- Vask brønnen forsiktig og observere det under fluorescens mikroskop.
6. i Vivo Biocompatibility Test
Merk: Rotter med en vekt mellom 201-225 g er blitt med hell testet bruker denne protokollen.
-
Anestesi
- Indusere og vedlikeholde anesthesia; helst bedøve en rotten (8-uke-gamle Sprague Dawley rat, kvinnelige) via en intramuskulær injeksjon av tiletamine og zolazepam (25 mg / kg + 25 mg / kg, henholdsvis) og xylazine (5 mg/kg). Utføre en smerte stimulering test ved å trykke rottas fingre å bekrefte anesthetization.
-
Sterilisering av kirurgiske området
- Barbere og rengjøre huden av rottes trapezius området (over baksiden av halsen) og tørk med povidon-jod lotion å forberede aseptiske tilstanden til huden (100 mg/mL).
- Dekk rotte med sterilt kirurgisk forheng å redusere bakteriell overføring og påfølgende forurensning av kirurgiske området.
-
Implantering av gelatin røret
- Forsiktig kutt huden på rat's trapezius område med en kirurgisk saks.
- Opprett et sår på 2 cm og sett gelatin røret direkte på laget mellom fascia og muskelen.
-
Postimplantation kirurgi
- Lukke såret med nylon Sutur og tørk med povidon-jod løsning (100 mg/mL).
- Indusere rotta via intramuskulær injeksjon ketoprofen (2,5 mg/kg) og cefazolin (15 mg/kg).
- Holde rotta aseptiske vilkår i 7 dager.
-
Eutanasi
- Rotte er euthanized via CO2 kvelning AVMA retningslinjer for Euthanasia. Bekreft død rotte ved tå og hale knip, etterfulgt av brystet rørende å sikre hjerterytme.
- Kutte rotta forsiktig med skalpell blad, fjerne implantert vevet og ta bilder for observasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I denne studien utviklet vi lykkes gelatin i fiber (figur 2A) og rør (figur 2B, C) gjennom brukervennlig våt spinning konseptet. Disse gelatin-baserte materialer kan benyttes som en medisinsk verktøy, avhengig av figurene. Tatt i betraktning at funksjonelle overflaten og rammen av slike materialer er mer egnet for vev gjenfødelse, undersøkt vi biokompatibilitet av gelatin rør av utføre i vitro og in vivo tester.
For å få en oversikt over gelatin røret, først gjennomførte vi morfologiske observasjoner ved hjelp av skanning elektronmikroskop (Figur 3). Resultatene viste at overflaten av gelatin røret ikke var veldig glatt (Figur 3A), indre diameter var mer enn 200 µm (Figur 3B), og tykkelsen var ca 20 µm (Figur 3C).
Da ble immunocytochemistry utført for å undersøke biokompatibilitet av gelatin røret i vitro (Figur 4). I utgangspunktet gelatin røret ble inkubert med menneskelige adipose stamceller i 2 uker og var farget med nestin som en neural celle markør (Figur 4A). Under fluorescens mikroskopet viste den flekker den positive nestin flekker markør (grønn fargen) sammen med en rekke oppdaget kjerner (blått), som foreslo at cellene kan trenge og følge godt til gelatin røret og skille ut nevrale stamceller (Figur 4B). Videre viste i vivo biocompatibility tidens gelatin røret tilsvarende resultater. Gelatin røret ble satt inn i fascia laget i en rottes trapezius området, i 7 dager. Resultatet viser at implantering av gelatin røret i fascia laget indikert sin sikkerhet og stor biocompatibility, viste ingen indikasjon på rødhet, hevelse eller andre betennelse symptomer av lokale vev, og var omgitt av godt utviklet bindevev (figur 5A, B).
Figur 1 : Av den våte spinning oppsett. (A) Gelatin fiber. (B) Gelatin rør. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 : Lyst bilder av gelatin-basert materiale innhentet gjennom den våte spinning metoden. (A) Gelatin fiber. (B) Gelatin rør. (C) Gelatin rør i PBS løsning. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 : Morfologi av gelatin røret, observert av skanning elektronmikroskop. (A) A overfladisk utsikt over overflaten av gelatin røret (skala bar = 50 µm). (B) skråning visning (skala bar = 200 µm). (C) vertikal Vis (skala bar = 25 µm). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4 : Observasjon av menneskelige adipose Stamcelle (hASC) vekst på gelatin røret. (A) lyst bilde av gelatin tube-hASCs. (B) Under fluorescens mikroskopet, den flekker viste den positive nestin flekker markør sammen med en rekke kjerner beiset med Hoechst 33342.The gelatin tube gitt et optimalt miljø for hASCs å følge og vokse inne i røret (skala bar = 200 µm; blå farge = kjerner; grønn farge = nestin). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5: In vivo biocompatibility test av gelatin røret. (A) implantering av gelatin røret i fascia laget. (B) observasjon av lokale vev miljøet implantert med gelatin røret (rød rektangel område) etter 7 dager. Ingen rødhet, hevelse eller andre betennelse symptomer ble observert, og røret er omgitt av velutviklet bindevev 7 dager etter implantasjon. Dette er tegn på en utmerket biokompatibilitet av gelatin røret med lokale vev miljøet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi presentert utviklingen av gelatin-baserte biologisk materiale ved hjelp av en enkel våt spinning teknikk som kan brukes i studiet av naturlige polymerer for vev gjenfødelse. Dette arbeidet viste at gelatin fabrikasjon som en stor proteinkilde uten tilsetning av andre kilder, med sikte på å optimalisere egenskapene av seg selv. Utviklingen av gelatin-baserte biologisk materiale ble helt gjennomført i romtemperatur (22-26 ° C). En mild løsning forberedelse er en avgjørende skritt i protokollen, som opprettholder en nøyaktig løsning konsentrasjon og stirring løsningen veldig greit for å unngå bobler. Utseendet på bobler i løsningen, vil spesielt når lastet inn sprøyten, påvirke form av gelatin i koagulering medium.
Gelatin-baserte biologisk materiale ble innhentet gjennom fase overgangen av gelatin løsningen i et egnet koagulering medium som forårsaker desolvation til polymer molekyler og precipitates gelatin løsningen i en solid polymer fase11. Ved å bruke denne grunnleggende konseptet av den våte spinning metoden, benyttet vi form av gelatin i rørform å øke funksjonaliteten til overflaten og etterligne funksjoner i menneskelig vev gjennom molding prosessen. I dette tilfellet de tilstrekkelig tid å laste, hold, og Gjenta trinnene er nødvendig for å bygge opp en nøyaktig rørform. I denne protokollen, homogenitet av rør figuren under prosessen ikke kan kontrolleres, vurderer den asynkront av overgangsfasen fra bunnen til opp del av røret. I tillegg er de bevarte og sterilisering metodene for dette materialet begrenset på grunn av dens proteininnhold.
Undersøkt av i vitro og in vivo tester, viste gjeldende resultater at gelatin rør laget med denne protokollen viser en utmerket biocompatibility og har stor potensialet anvendelighet i vev engineering. Den indre diameteren på gelatin rør innhentet i denne studien var mer enn 200 µm (Figur 3B), som gjør at cellene kan passere og lett overholde rør indre overflate16. I tillegg gir tykkelse og mildt asperous overflaten av røret en riktig mal for cellen vedlegg (Figur 3A, C). Konsekvent immunocytochemistry resultatene viste at cellene gjennomsyret og overholdt den gelatin tube-spesielt den nevrale stamceller, som observert gjennom den positive flekker av neural celler med markør nestin (Figur 4B ). Som nestin markøren ble funnet i området av veksten kjeglene under stadier av axon forlengelsen, er den positive flekker av nestin indikativ kjegle vekst17. Til slutt kan denne positive gelatin-hASCs kombinasjonen implementeres i behandlingen av nervesystemet gjenfødelse. Ryggmargen består av grupper av Nevron axons og bunter av nervefibrene langs spinal ryggvirvlene. Dermed gelatin røret kan ikke bare gi riktig fylle gapet materiale, men vil også guide nerve fiber vekst og regeneration gjennom røret. Dessuten observert stor biokompatibilitet av implantering av et gelatin rør i fascia lag ikke vise noen skadelige og betennelse effekt på lokale vev og røret var omgitt av velutviklet bindevev (figur 5 A, B).
I konklusjonen, utviklet vi en enkel og nyttig protokoll for bygging av gelatin-baserte biologisk materiale med utmerket biocompatibility og celle miljø som kan brukes i prospektet vev engineering programmer, slik som i nervøs systemet gjenfødelse, blodkar erstatning, urinveisinfeksjon gjenoppbygging, og i gjenoppbyggingen av orgel deler. Denne protokollen kan implementeres av vev ingeniører som utvikler for tiden correlative naturlig polymerer uten Syntetisk polymer tillegg. Protokollen kan være lett utvides og kan brukes til å tilpasse utformingen av bestemte biologisk materiale. I fremtiden, kan denne protokollen tilpasses å produsere protein-basert biologisk materiale på en masse skala, og dermed bidra til å realisere vev gjenfødelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Denne studien ble støttet av det nasjonale Forsvarsdepartementet (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; Mab-107-065), departementet for vitenskap og teknologi (de fleste 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, nasjonale forsvar Medical Center, Taiwan (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041), og Cheng-Hsin General Hospital og National Defense Medical Center samarbeid (CH-NDMC-107-8).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | - |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | - |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | - |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | - |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | - |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | - |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | - |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
References
- Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725 (2008).
- Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, Suppl 2 13-26 (2005).
- Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
- Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
- Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
- Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
- Chawla, K. K. Fibrous Materials. , Cambridge University Press. London, UK. (1998).
- Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
- Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
- Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
- Yannas, I. V.
- Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
- Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
- Veis, A. The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , Academic Press. New York, NY. (1994).
- Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
- Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).
