Summary
여기서 우리는 마우스에서 임상적으로 관련이 있지만 기술적으로 도전적인 수술 절차 인 포털 내 섬 이식을 성공적으로 수행하는 세련된 수술 절차를 제시합니다.
Abstract
간은 현재 임상 환경에서 인간 섬의 일차 이식 부위로 인정되고 있지만, 대부분의 설치류 전임상 췌도 이식 연구에서 췌도는 신장 캡슐 아래에 이식됩니다. 이 모델은 뮤린 간내 섬 이식이 기술적으로 어렵고 높은 비율의 마우스가 외과 적 합병증, 특히 이식 후 주사 부위의 출혈로 사망 할 수 있기 때문에 일반적으로 사용됩니다. 이 연구에서는 주입 후 포털 정맥 출혈의 발생률을 최소화 할 수있는 두 가지 절차가 입증되었습니다. 첫 번째 방법은 흡수성 지혈 젤라틴 스폰지를 주사 부위에 적용하고, 두 번째 방법은 지방 조직을 통해 췌도 주사 바늘을 먼저 침투 한 다음 지방 조직을 물리적 장벽으로 사용하여 문맥 정맥으로 침투하여 출혈을 멈추게합니다. 두 방법 모두 출혈로 인한 마우스 사망을 효과적으로 예방할 수 있습니다. 간내 이식의 전형적인 특징인 췌도 분포 및 이식 후 췌도 혈전증의 증거를 보여주는 전체 간 절편이 제시되었다. 이러한 개선 된 프로토콜은 간내 섬 이식 절차를 개선하고 실험실이 전임상 환경에서 췌도 생존과 기능을 연구하는 절차를 설정하는 데 도움이 될 수 있습니다.
Introduction
포털 정맥을 통한 포털 내 췌도 이식 (IIT)은 임상 환경에서 인간 췌도 이식에 가장 일반적으로 사용되는 방법입니다. 마우스 IIT 모델은 췌도 이식을 연구하고 췌도 이식의 효능을 향상시킬 수있는 유망한 중재 접근법을 테스트 할 수있는 좋은 기회를 제공합니다1. IIT는 1970 년대에 처음 기술되었으며 여러 그룹 1,2,3,4,5에서 사용되었습니다. 그것은 20006,7 년에 인간 섬 이식의 돌파구 이후 인기를 되찾았다. 그러나, 대부분의 췌도 이식 연구는 그것의 쉬운 성공으로 인해 실험적인 췌도 이식을 위한 선호되는 부위로서 신장 캡슐을 이용했다. 반대로, IIT는 기술적으로 더 도전적이며 췌도 이식 연구에 덜 자주 사용됩니다8,9. 그러나 IIT와는 달리, 신장 캡슐 아래에 이식된 섬은 혈전증, 염증 및 간 조직 허혈을 특징으로 하는 즉각적인 혈액 매개 염증 반응을 겪지 않으며, 따라서 간으로 이식된 섬보다 더 나은 기능을 갖는다. 따라서 신장 캡슐 모델은 인간 섬 이식에서 섬에 의해 발생하는 스트레스를 완전히 모방하지 못할 수 있습니다10,11,12.
마우스에서 IIT의 주요 합병증 중 하나는 이식 후 주사 부위에서 출혈이며, 이는 다른 마우스 균주 중에서 사망률의 10-30 %를 유발할 수 있습니다12. 이 논문에서는 출혈을보다 빠르고 안전하게 멈추고 IIT 후 마우스 사망률을 줄이기 위해 두 가지 세련된 접근법이 개발되었습니다. 이러한 세련된 세부 사항에 대한 시각적 데모는 연구자가이 기술적으로 도전적인 절차의 핵심 단계를 식별하는 데 도움이됩니다. 또한, 수용자의 간에서 췌도 이식편의 위치는 이식된 섬을 지닌 헤마톡실린과 에오신(H&E) 염색된 간 조직(전체 절편)의 조직학적 검사에 의해 결정되었다.
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Protocol
모든 절차는 사우스 캐롤라이나 의과 대학 (Medical University of South Carolina)의 기관 동물 관리 및 사용위원회와 찰스턴의 랄프 H 존슨 의료 센터 (Ralph H Johnson Medical Center)의 승인을 받아 수행되었습니다.
1. 스트렙토조토신(STZ)을 이용한 당뇨병 유도
- 수용자 마우스 준비:
- 모든 마우스의 무게를 개별적으로 측정합니다.
- 글루코 미터를 사용하여 꼬리 정맥 혈액 샘플에서 혈당 수준을 확인하십시오.
- 세 가지 다른 시나리오에 대한 STZ 용량 결정 :
- 지방간 질환을 앓고있는 마우스의 경우 STZ [40 mg / kg / day, 복강 내 (i.p.) 주사]를 5 일 연속 주사하십시오.
- NOD-SCID 마우스의 경우 125 mg / kg의 STZ, 단일 주사, 즉 야간 금식 후 주사하십시오.
- C57BL / 6 마우스의 경우 225 mg / kg의 STZ, 단일 주사, i.p.
- STZ (13.5 mg / mL)에 대한 계산 :
참고: 이 계산은 체중이 30g인 C57BL/6 마우스 5마리에 대한 계산입니다.- 총 체중: 5마리의 마우스 x 30g/마우스 = 150g
- 필요한 STZ : 150g x 225mg / 1000g STZ = 33.75mg
- STZ 준비:
- 미리 계산된 용량에 따라 STZ를 계량합니다.
- 칭량된 STZ 분말을 얼음 위의 10 mL 비이커로 옮긴다.
- 3 mL의 시트르산나트륨 용액을 비이커에 첨가하여 STZ를 용해시킨다.
- 잘 섞고, 0.22-μm 기공을 통해 여과 멸균하고, 준비 후 10분 이내에 STZ 용액을 사용한다.
- STZ 주입:
- 원하는 양의 STZ 용액 (마우스 한 명에게 충분함)을 1 mL 주사기에 로딩하십시오.
- 마우스 복부의 오른쪽 아래 사분면에서 복강 주사를 수행하십시오.
- 주사 후 5 분 동안 마우스를 관찰하고이 기간 동안 불편 함의 징후가 있는지 확인한 후 케이지에 다시 넣으십시오.
- STZ 주사 후 매일 글루코미터를 사용하여 꼬리 정맥 혈액 샘플에서 혈당 수준을 모니터링합니다.
참고 :이 실험에서 쥐는 비 공복 혈당이 이틀 연속 350 mg / dL> 될 때 당뇨병 환자로 간주됩니다.
2. 섬 준비
참고: 인간 섬은 100 mm 세포 배양 접시 당 10,000 섬 등가 수 (IEQ)의 밀도에서 10% 태아 소 혈청 (FBS) 및 1% 페니실린/스트렙토마이신 (P/S)이 보충된 CMRL-1066 배지에서 배양되었다9. 마우스 섬을 동일한 밀도로 10% FBS 및 1% P/S로 DMEM에서 배양하였다13. 6-10주령의 수컷 NOD-SCID 및 C57BL/7 마우스를 상업적 공급원으로부터 수득하였다.
- 배양된 섬을 세포 배양 접시에서 부드럽게 긁어서 분리한다.
- 1cc 주사기를 사용하여 원하는 수의 섬(예를 들어, 300-350개의 섬)을 직접 골라서 얼음 위에 멸균된 1.5 mL 마이크로원심분리 튜브에 넣는다.
- 마이크로원심분리기를 사용하여 튜브를 10초 동안 회전시킨다.
- 상층액을 제거하고 펠렛을 잃지 않도록 약간의 액체를 남겨 둡니다.
- 펠렛을 200 μL의 HBSS에 0.5% 소 혈청 알부민 (BSA)으로 재현탁시켰다.
- 재현탁된 섬을 0.5 mL 인슐린 주사기에 흡인한다.
- 주사기를 똑바로 세운 위치에 놓습니다. 섬이 1 분 동안 가라 앉게하십시오.
- 주사기를 밀어 모든 기포를 제거하고 섬을 포함하는 액체의 약 100-150 μL를 남깁니다.
- 주사기 머리를 아래로 내리고 주사기의 측면을 부드럽게 두드려 섬이 액체 전체에 균등하게 분포하도록하십시오. 섬은 이제 주사 할 준비가되었습니다.
3. 섬 이식
- 마우스를 2% 이소플루란으로 전신 마취하에 유도하고 유지시킨다. 동물의 적절한 마취를 보장하기 위해 페달 반사 신경이 부족한지 확인하십시오.
- 면도하고 마우스의 복부 부위에있는 모피를 제거하십시오.
- Buprenorphine의 단일 수술 전 복용량을 투여하십시오 (0.1 mg / kg i.p.).
- 2 % 요오드와 75 % 알코올의 세 가지 번갈아 가며 닦아서 수술 부위를 소독하십시오.
- 마이크로 가위로 개복술을 수행하여 1-1.5cm 절개를 생성합니다.
- 리트랙터로 복강을 엽니 다. 아래에 설명 된대로 방법 A 또는 방법 B 중 하나를 따르십시오.
4. 방법 A : (젤 폼으로 출혈 중지, 그림 1A) 14,15,16
- 마우스 준비
- 절개 주위에 멸균 거즈를 놓습니다.
- 포셉을 사용하여 내장을 부드럽게 꺼내 거즈에 보관하십시오.
- 포털 정맥의 위치를 파악하고 잘 노출시킵니다.
- 전체 수술 중에 따뜻한 식염수 젖은 거즈로 장을 덮으십시오.
- 십이지장 근처의 포털 정맥을 통해 미리 로딩된 인슐린 주사기 바늘을 췌도에 삽입합니다(그림 1B). 이렇게하려면 구멍 (경사)이 아래를 향하도록 바늘을 잡고 벽을 관통하기 전에 개구부의 각도를 포털 정맥 벽과 평행하게 배치하십시오.
- 플런저를 당겨 주사기에 혈액(20-50 μL)을 좀 끌어당겨 섬을 먼저 섞는다.
- 섬을 포털 정맥에 천천히 주입하면서 반복적으로 플런지를 당기고 밀어 넣으십시오.
- 젤 폼 조각 (약 0.5cm x 0.5cm 크기)을 넣어 주사 부위를 덮으십시오.
- 젤 폼을 면화 팁으로 누르면서 포털 정맥에서 바늘을 꺼냅니다.
- 활성 출혈이 없는지 확인하기 위해 약 2 분 동안 젤을 계속 누릅니다.
- 젤 폼에서 면화 팁을 반복해서 굴려 젤 폼이 포털 정맥을 잘 덮는지 확인하십시오.
5. 방법 B : (뚱뚱한 패드로 출혈을 멈추십시오, 그림 1C)17
- 포털 정맥을 철저히 노출하십시오.
- 두 개의 면봉을 사용하여 노출 된 포털 정맥을 왼쪽과 오른쪽 모두에서 잡으십시오.
- 십이지장과 문맥 정맥 사이의 지방 조직 패드를 확인하십시오.
- 바늘을 포털 정맥에 삽입하기 전에 지방 패드를 통해 침투하십시오 (그림 1D).
- 방법 A의 파트 4.2.1 및 4.2.2에서 위에서 설명한 유사한 절차에 따라 섬을 주입하십시오.
- 면봉으로 지방을 누르면서 바늘을 당겨 내십시오.
- 바늘을 제거한 후 1 분 동안 지방 패드를 계속 누릅니다.
- 포털 정맥에서 출혈이 없음을 확인한 후 장을 원래 위치의 복강으로 부드럽게 되돌립니다.
- 폐쇄 전에 0.5 mL의 따뜻한 식염수 (36-37 °C)를 복강에 두십시오.
참고: 따뜻한 식염수는 수술 후 장의 움직임과 회복을 촉진하고 장 괴사를 예방합니다. - 5-0 봉합사로 근육층을 닫습니다.
- 4-0 봉합사로 표피층을 닫습니다.
- 마취에서 완전히 회복 될 때까지 마우스를 가열 패드의 깨끗한 케이지에 넣으십시오.
- 12 시간마다 진통제 (예 : buprenorphine 0.1 mg / kg i.p)를 계속 제공하고 수술 후 48 시간 동안 보충 열을 제공하십시오.
참고 : 췌도 이식 절차는 완료하는 데 약 15-20 분이 걸립니다.
6. H&E 염색 및 전체 간 단면의 사진
- 간 관류
- 마우스를 3.1부에서 상기 기재된 바와 같이 마취하에 놓는다.
- 조심스럽게 포털 정맥을 노출시키고 열등한 정맥 카바를 자릅니다.
- 수동으로 20 mL의 10% 파라포름알데히드를 사용하여 약 5분 동안 문맥 정맥을 통해 간을 관류시키고, 25G needle18이 있는 20 mL 주사기를 사용한다.
참고 : 간 관류는 간 조직에서 혈액을 제거하고 췌도 이식편을 방해하지 않고 간 고정을 향상시킬 수 있습니다. - 관류 된 전체 간을 다른 장기에서 해부하십시오.
- 관류 된 간 조직을 10 % 파라 포름 알데히드에 24 시간 동안 고정하십시오.
- 조직을 파라핀에 내장하십시오.
- 조직 절편을 각각 5 μm 두께로 절단하고 염색을 위해 유리 슬라이드 위에 올려 놓는다.
- 표준 방법15,16을 사용하여 H&E, 인슐린, 피브린 및 다형핵 호중구(PMN) 염색을 수행합니다.
- 현미경으로 전체 간 섹션을 스캔하십시오.
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Representative Results
우리는 포털 정맥을 통해 syngeneic 및 xenogeneic 섬 이식을 수행했습니다. 췌도 이식 기능은 두 췌도 이식 모델 모두에서 용량 의존적 방식으로 관찰되었다. C57BL/6 마우스를 사용한 합성섬 이식 모델에서, 250개의 섬을 이식한 결과, 마우스가 고혈당증으로 복귀하기 전에 일시적인 노르모글리혈증이 발생하였다. 500개의 섬을 투여받은 마우스는 이식 후 30일 이상 노르모글리혈증에 도달하고 유지되었다(도 2A). 두 그룹 모두에서 마우스는 증가된 체중을 보였다(도 2B).
유사하게, 당뇨병성 NOD-SCID 마우스 췌도 이식 모델에 대한 인간 섬에서, 췌도 이식 기능은 체중의 45, 85, 또는 140 IEQs/kg을 이식할 때 비교되었다. 노르모글리혈증은 45 IEQ/g (~225-275 섬/마우스) 인간 섬을 이식했을 때 달성될 수 없었다. 췌도 수가 85 IEQ / g (~ 400-450 섬 / 마우스)로 증가했을 때, 수용자의 35.7 % (10/28)는 이식 후 60 일째에 노르 모 글리 혈증 (p = 0.02 대 45 IEQ / g 그룹)을 달성했습니다. 또한, 인간 섬의 140 IEQ / g (~ 600-650 islets / mouse)를받은 수혜자의 83.3 % (5/6)가 정상 혈당에 도달했습니다 (그림 2C). 또한, 출혈이 있었던 대부분의 마우스는 수술 후 사망했으며 출혈이없는 마우스는 생존했습니다 (그림 2D).
일단 충분한 인간 섬이 NOD-SCID 수용자에게 생착되면, 그들의 혈당 수준은 이식 후 초기 단계에서 잘 조절되고 연구가 끝날 때까지 잘 유지될 수 있다. 이식된 섬은 H&E 및 인슐린 염색으로 쉽게 확인할 수 있습니다. 이식 후 28일 후, 이식된 인간 섬은 대부분 혈관 주변/가까이에서 간 전체에 고르게 분포되었다(그림 3).
간내 모델은 인간 췌도 이식에서 보이는 바와 같이 즉각적인 혈액 매개 염증 반응을 입증하기 위해 사용되었다. 우리의 조직 섹션에서, 우리는 인슐린의 발현, 그리고 이식 된 섬에서 피브린 및 다형핵 백혈구 침윤의 존재를 관찰했다 (도 4A-D).
그림 1: 간내 섬 이식 절차의 그림. (A, C). 방법 A 및 방법 B. (B, D)에 사용된 주요 단계의 회로도. 섬은 포털 정맥 (C)을 통해 직접 또는 지방 팻 (D)을 통해 간접적으로 주사되었다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2 : 포털 내 췌도 이식의 대표적인 결과. (A, B). Syngeneic mouse 췌도 포털 내 이식. C57BL/6 마우스로부터의 췌장섬(250 또는 500)을 STZ에 의해 당뇨병으로 렌더링된 수컷 C57BL/6 마우스에 이식하였다. (a) 연속 혈당 수준을 측정하였다. Normoglycemia는 <2 일 연속 >200 mg / dL의 포도당 수준으로 정의되었습니다. (b) 수용자의 체중의 증가는 췌도 이식 후 관찰되었다. (C) 45 IEQ/g (n=7), 85 IEQ/g (n=28) 및 140 IEQ/g (n=6)에서 상이한 수의 인간 섬을 투여받은 마우스에서 노모글리혈증에 도달하는 당뇨병성 NOD-SCID 마우스의 백분율. (d) 출혈 및 비출혈 마우스에서의 IIT 후 생존율(각각 n=14). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 3: 이식 후 28일째에 인간 췌도 이식편을 보유하는 NOD-SCID 간 절편의 H&E 염색. 섬은 검은 원으로 표시됩니다. 각 원의 지름은 각 섬의 크기와 긍정적으로 일치합니다. 스케일 바 = 전체 간 절편에서 1,000 μm, 삽입에서 100 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 4: 포털내 이식 후 6시간 간 이식된 마우스 섬에 이식된 마우스의 대표적인 조직학적 사진 . (A) H&E, (B) 인슐린(적색) (C) 피브린, 및 (D) PMN 염색. 스케일 바 = 100 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Discussion
이 연구에서는 출혈을 예방하고 마우스 IIT 동안 마우스 사망률을 줄일 수있는 두 가지 개선 된 절차가 입증되었습니다. 이 연구를 통해 연구자들은 이식 후 즉각적인 혈액 매개 염증 반응을 연구하는 데있어 독특한 췌도 이식 모델을 시각화 할 수 있습니다. IIT 모델은 췌도 이식에 대한 반응으로 췌도 세포 생존 및 간 허혈성 손상을 연구하기위한 독특한 모델입니다19. 여기에서, 우리는 이전 연구를 기반으로 절차를 개선하고 초기 합병증으로 인한 마우스 사망률을 줄였습니다. 방법 A14,15,16 및 방법 B8,9 둘 다 다중 연구에 사용되었다. 우리는 전체 간 사이에 분포하는 섬, 그리고 전형적으로 IIT와 관련된 호중구 침윤 및 혈전증이 이식 직후의 이식편에서 두드러졌다는 것을 보여주었다.
마우스 간섬 이식에는 몇 가지 주요 단계가 있습니다. 인간과 마우스 섬 모두 크기가 200μm만큼 클 수 있기 때문에 췌도 제품의 원활한 흐름을 보장하기 위해 이식에 최소 27G의 바늘 크기를 사용해야합니다. 그러나 이것은 바늘 제거 후 출혈을 일으킬 수있는 포털 정맥에 큰 구멍을 생성합니다. 정확한 각도를 통해 췌도를 주입하고 치과 스폰지를 사용하여 지방 조직을 통한 주사 부위 또는 주사를 차단함으로써 출혈 가능성을 최소화 할 수 있으며 마우스는 이식 후 생존율이 높습니다. 이러한 단계는 또한이 절차를 수행 할 때 문맥 정맥 혈류의 막힘으로 인한 간 따뜻한 허혈 - 재관류 손상을 피하는 데 도움이 될 수 있습니다19. 그들은 또한 수술 후 마우스 사망률에 기여할 수있는 간과 장의 손상을 줄일 수 있습니다.
또한 인간 췌도 이식 설정과 비교하여 마우스 간장 이식 모델의 몇 가지 한계가 있다. 첫째, 클리닉 환경에서와 같이 췌도 주입 중에 마우스 포털 정맥 압력을 모니터링 할 수 없습니다. 둘째, 마우스에 이식될 수 있는 부피는 인간에 이식된 다량의 췌도 생성물을 반영하지 않을 수 있다. 따라서 혈전증의 정도는 다를 수 있습니다. 셋째, 이식 후 마우스 췌도 이식편은 마우스에게 인슐린이 주어지지 않기 때문에 일시적으로 고혈당 환경에 노출되는 반면, 인간20에서는 이식 전 기간 동안 인슐린이 주어져서 이식된 섬의 스트레스를 줄일 수 있다20. 그럼에도 불구하고, 간내 섬 모델은 인간 췌도 이식을 연구하는데 사용될 수 있는 독특한 전임상 모델을 제공한다.
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Disclosures
모든 저자는 이해 상충이 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
이 연구는 재향 군인 사무국 (VA-ORD BLR &D Merit I01BX004536)과 국립 보건 연구소 (National Institute of Health)가 HW에 # 1R01DK105183, DK120394, DK118529를 수여합니다. 언어 편집을 해주신 Michael Lee 씨와 Lindsay Swaby 씨에게 감사드립니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
