Methodenartikel

Implementierung einer minimalinvasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren zur hochrentablen Gewebeentnahme

DOI:

10.3791/64048

⸱

9. Mai 2022

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1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine standardisierte Resektion von Hirntumoren bei Nagetieren durch einen minimalinvasiven Ansatz mit einem integrierten Gewebekonservierungssystem. Diese Technik hat Auswirkungen auf die genaue Widerspiegelung des Pflegestandards in Nagetier- und anderen Tiermodellen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein standardisiertes Paradigma für die Hirntumorresektion und Gewebekonservierung von Nagetieren. In der klinischen Praxis ist die maximale Tumorresektion die Standardbehandlung für die meisten Hirntumoren. Die meisten derzeit verfügbaren präklinischen Hirntumormodelle enthalten jedoch entweder keine Resektion oder verwenden chirurgische Resektionsmodelle, die zeitaufwendig sind und zu signifikanter postoperativer Morbidität, Mortalität oder experimenteller Variabilität führen. Darüber hinaus kann die Durchführung einer Resektion bei Nagetieren aus mehreren Gründen entmutigend sein, darunter das Fehlen klinisch vergleichbarer chirurgischer Instrumente oder Protokolle und das Fehlen einer etablierten Plattform für die standardisierte Gewebeentnahme. Dieses Protokoll hebt die Verwendung eines multifunktionalen, nicht-ablativen Resektionsgeräts und eines integrierten Gewebekonservierungssystems hervor, das von der klinischen Version des Geräts angepasst wurde. Das in der vorliegenden Studie eingesetzte Gerät kombiniert abstimmbare Saugkraft und eine zylindrische Klinge an der Apertur, um Gewebe präzise zu untersuchen, zu schneiden und abzusaugen. Das minimalinvasive Resektionsgerät erfüllt seine Funktionen über das gleiche Gratloch, das für die erste Tumorimplantation verwendet wurde. Dieser Ansatz minimiert Veränderungen der regionalen Anatomie während Biopsie oder Resektionsoperationen und reduziert das Risiko eines signifikanten Blutverlustes. Diese Faktoren reduzierten signifikant die Operationszeit (<2 min/Tier), verbesserten das postoperative Überleben der Tiere, verringerten die Variabilität in Versuchsgruppen und führen zu einer hohen Lebensfähigkeit von resezierten Geweben und Zellen für zukünftige Analysen. Dieser Prozess wird durch eine Klingengeschwindigkeit von ~ 1.400 Zyklen / min erleichtert, die die Ernte von Geweben in ein steriles geschlossenes System ermöglicht, das mit einer physiologischen Lösung der Wahl gefüllt werden kann. Angesichts der zunehmenden Bedeutung der Untersuchung und genauen Modellierung der Auswirkungen von Operationen, Konservierung und rigoroser vergleichender Analyse von regionalisierten Tumorresektionsproben und Intra-Cavity-Therapeutika wird dieses einzigartige Protokoll die Möglichkeiten erweitern, unbeantwortete Fragen zum perioperativen Management und zur therapeutischen Entdeckung von Hirntumorpatienten zu untersuchen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Glioblastom (GBM) ist der häufigste und aggressivste primäre Hirntumor bei Erwachsenen. Trotz der jüngsten Fortschritte in der Neurochirurgie, der gezielten Medikamentenentwicklung und der Strahlentherapie beträgt die 5-Jahres-Überlebensrate für GBM-Patienten weniger als 5%, eine Statistik, die sich seit über drei Jahrzehnten nicht signifikant verbessert hat1. Daher besteht ein Bedarf an effektiveren Behandlungsstrategien.

Um neue Therapien zu entwickeln, wird es immer offensichtlicher, dass Prüfprotokolle (1) übersetzbare präklinische Modelle verwenden müssen, die die Tumorheterogenität und Mikroumgebung genau rekapitulieren, (2) das Standardtherapieschema widerspiegeln, das bei Patienten mit GBM verwendet wird, das derzeit Operation, Strahlentherapie und Chemotherapie umfasst, und (3) den Unterschied zwischen reseziertem Kern und Rest berücksichtigen. invasives Tumorgewebe 2,3,4,5. Die meisten der derzeit verfügbaren präklinischen Hirntumormodelle implementieren jedoch entweder keine chirurgische Resektion oder verwenden chirurgische Resektionsmodelle, die relativ zeitaufwendig sind, was zu einem erheblichen Blutverlust führt oder keine Standardisierung aufweist. Darüber hinaus kann die Durchführung der Resektion von Nagetier-Hirntumoren aufgrund des Mangels an klinisch vergleichbaren chirurgischen Instrumenten oder Protokollen und des Fehlens einer etablierten Plattform6 für die systematische Gewebeentnahme eine Herausforderung darstellen (Tabelle 1).

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, ein standardisiertes Paradigma für die Resektion und Gewebekonservierung von Nagetier-Hirntumoren unter Verwendung eines multifunktionalen nicht-ablativen minimal-invasiven Resektionssystems (MIRS) und eines integrierten Gewebekonservierungssystems (TPS) zu beschreiben (Abbildung 1). Es wird erwartet, dass diese einzigartige Technik eine standardisierte Plattform bietet, die in verschiedenen Studien in der präklinischen Forschung für GBM und andere Arten von Hirntumormodellen verwendet werden kann. Forscher, die therapeutische oder diagnostische Modalitäten für Hirntumoren untersuchen, können dieses Protokoll implementieren, um eine standardisierte Resektion in ihren Studien zu erreichen.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Tierstudien wurden von der University of Maryland und dem Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. C57BL/6 weibliche Mäuse, 6-8 Wochen alt, wurden für die vorliegende Studie verwendet. Die Mäuse wurden aus kommerziellen Quellen gewonnen (siehe Materialtabelle). Alle Vorschriften der Biosicherheitsstufe 2 (BSL-2) wurden eingehalten, einschließlich der Verwendung von Masken, Handschuhen und Kitteln.

1. Erste intrakranielle Tumorimplantation

  1. In der Anfangsphase der Studie injizieren Sie jeder Maus intrakraniell 100.000 Zellen (GL261 murine Gliom-Zelllinie), suspendiert in 4 μL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (1x PBS) bis zu einer Tiefe von 2,5 mm nach dem zuvor veröffentlichten Bericht7.
  2. Quantifizieren Sie das Tumorsignal in jeder Maus mit dem In-vivo-Bildgebungssystem 8 bis 9 Tage nach der Tumorimplantation.
    HINWEIS: Falls erforderlich, stratifizieren Sie die Mäuse in zwei Gruppen basierend auf der Tumorlast. In der vorliegenden Studie waren die beiden Gruppen: (1) Mäuse mit relativ geringer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 5,5e+006 ± 0,1e+006 Photonen/s, n = 10) und (2) Mäuse mit relativ großer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 1,69e+007 ± 0,2e+007 Photonen/s, n = 10), (p < 0,05, Mann-Whitney-Test)9.
  3. Teilen Sie jede Gruppe in zwei vergleichbare Untergruppen auf.
    HINWEIS: In dieser Studie waren die beiden Untergruppen: unbehandelte Mäuse (n = 5) und Mäuse mit Tumoren, die sich einer chirurgischen Resektion mit dem MIRS unterzogen wurden (n = 5), (p > 0,05, Mann-Whitney-Test)9.
  4. Verfolgen Sie ab dem Tag der Resektion die Tumorprogression mit dem In-vivo-Bildgebungssystem mit einer Frequenz, die auf dem Tumorwachstumsmuster basiert.
    HINWEIS: Verfolgen Sie für die GL261-Zelllinie die Tumorprogression am Tag der Resektion und dann alle 3-6 Tage.

2. Tumorresektion mittels MIRS

  1. Anästhesieren Sie die Maus mit einem Isofluran-O2-Gasgemisch in einer Induktionskammer oder intraperitonealer Injektion von Xylazin / Ketamin-Lösung.
    1. Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, stellen Sie den Gasdurchfluss auf 1,0 ml / min und den Verdampfer auf 2,0% für die Anästhesieinduktion ein, was normalerweise 3-5 Minuten in der Kammer erfordert (siehe Materialtabelle).
    2. Wenn Sie das injizierbare Anästhetikum verwenden, betäuben Sie die Mäuse, indem Sie 0,2 ml Anästhesielösung (80-100 mg / kg Ketamin und 10-12,5 mg / kg Xylazin, siehe Materialtabelle) intraperitoneal injizieren.
  2. Beurteilen Sie das Tier auf eine ausreichende Sedierung, indem Sie den Zeh kneifen. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit der Hornhaut zu vermeiden. Verabreichen Sie vor dem Eingriff ein Analgetikum (0,03-0,06 mg/kg Buprenorphin subkutan).
  3. Setzen Sie die Maus auf den stereotaktischen Rahmen (siehe Materialtabelle), sobald die vollständige Sedierung bestätigt wurde.
    HINWEIS: Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, legen Sie die Nase der Maus in einen Nasenkegel, wo sie während des Eingriffs weiterhin das Isofluran-O2-Gemisch erhält (1,5%).
  4. Entfernen Sie die vorherige Klammer und entfernen Sie dann die Haare entweder mit einer Enthaarungscreme oder durch Rasur. Desinfizieren Sie die Haut mit abwechselnden Zyklen eines Peelings auf Chlorhexidin/Betadin-Basis und Alkohol. Erstellen Sie dann mit einem sterilen Skalpell einen 1 cm langen Mittellinienschnitt entlang der vorherigen Operationsnarbe.
  5. Befestigen Sie das MIRS-Handstück über den Bühnenadapter/Handstückhalter am stereotaktischen Arm, um die Stabilität und Präzision zu verbessern.
  6. Richten Sie die MIRS-Maschine (siehe Materialtabelle) mit den folgenden Einstellungen ein (Abbildung 1).
    1. Stecken Sie das Netzkabel auf der Rückseite in die Netzkabelbuchse. Schalten Sie das System durch Umschalten ein oder aus (1 = ON, 0 = OFF).
    2. Stecken Sie ein Ende des Stickstoffschlauchs (im Lieferumfang der Konsole enthalten) in die männliche Armatur auf der Rückseite der Konsole. Drehen Sie die Verbindungsmutter im Uhrzeigersinn, um die Verbindung festzuziehen.
      HINWEIS: Das gegenüberliegende Ende des Schlauchs muss an die Stickstoffversorgung angeschlossen werden.
    3. Bevor Sie den Schlauch an die Stickstoffversorgung anschließen, vergewissern Sie sich, dass der Versorgungsdruck 100 psig nicht überschreitet, was dem für die Konsole empfohlenen Eingangsversorgungsdruck entspricht.
      HINWEIS: Die Konsole erzeugt ihre eigene Aspiration, wenn sie durch das Fußpedal aktiviert wird, sobald der Stickstoff der Konsole zugeführt wurde.
    4. Sichern Sie den Deckel des Vakuumanschlusses und dichten Sie ihn ab, um ein Auslaufen im Vakuumsystem zu vermeiden. Alle Lecks im Absaugsystem beeinträchtigen die Leistung der MIRS-Konsole.
    5. Wenn die Aspiration während der Einrichtung oder Ansaugung unter 17 liegt, überprüfen Sie, ob der Aspirationsknopf an der Vorderseite der Konsole auf den maximalen Pegel (100) eingestellt ist, stellen Sie sicher, dass das Absaugsystem nicht leckt, und vergewissern Sie sich, dass der Stickstoffeingangsversorgungsdruck korrekt ist.
    6. Um das Fußpedal mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den grauen Fußpedalanschluss in die graue Buchse, bis er einrastet und in Position passt.
      HINWEIS: Der Fußpedalanschluss wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist verschlüsselt.
    7. Um das Handstück mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den blauen Handstückanschluss in die blaue Buchse, bis er einrastet und in Position passt.
      HINWEIS: Der Handstückanschluss wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist verschlüsselt.
    8. Bereiten Sie jedes Handstück vor, bevor Sie das System verwenden, indem Sie sterile Flüssigkeit aus einer kleinen Schüssel in die Öffnung, durch den Schlauch und das Handstück und dann in den Kanister absaugen, um sicherzustellen, dass das Innere des Schlauchs und des Handstücks geschmiert wird, um die Gewebeverschlüsse zu reduzieren.
    9. Bereiten Sie sich auf die Aspiration allein oder die Aspiration mit Schneiden vor, indem Sie den entsprechenden Modus auf der Vorderseite der Konsole auswählen. Initiieren Sie mit dem Fußpedal.
  7. Führen Sie die 23 G MIRS-Kanüle bis zu einer Tiefe von 2,5 mm in das Gratloch ein.
  8. Leiten Sie den Resektionsprozess ein, indem Sie das mit der Kanüle verbundene Fußpedal drücken. Führen Sie einen vollständigen Zyklus (360°) oder mehr der Resektion mit dem Drehknopf im Handstück durch.
    HINWEIS: Je mehr Zyklen durchgeführt werden, desto mehr Volumen an Tumorgewebe wird reseziert.
  9. Sobald der Resektionsprozess abgeschlossen ist, ziehen Sie die 23 G MIRS-Kanüle aus dem Gratloch und verwenden Sie 5 ml 1x PBS, um den Schlauch zu spülen und Restablagerungen zu entfernen.
  10. Entfernen Sie die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen und schließen Sie die Wunde mit einem Hefter oder 4-0-Nahtmaterial (siehe Materialtabelle).
  11. Legen Sie die Maus während der Erholung von der Narkose auf ein Heizkissen oder unter ein wärmendes Licht, bevor Sie sie in ihren Käfig zurückbringen.
  12. Nachdem das Experiment abgeschlossen ist, reinigen Sie die Kanüle durch Spülen. Abwechselnd mit gekühlten Medien und Luft, um das gesamte resezierte Gewebe zurück in den Sammelbehälter zu "schieben". Entfernen Sie den Sammelbehälter aus dem System und verschließen Sie ihn mit der mitgelieferten Kappe.
  13. Nach Abschluss von Schritt 2.12 legen Sie die distale Spitze der Kanüle in 3%H2O2und saugen Sie 24-25 in Hg an, um die Saugleitung zurück zum Saugsammelbehälter zu füllen und 60-90 s stehen zu lassen. Spülen Sie mit sterilen Medien, die Luft und Medien intermittierend pulsieren.
  14. Überwachen Sie die Mäuse nach dem Eingriff auf neurologische Anzeichen (abnormale unregelmäßige Bewegungen oder Krampfanfälle).
  15. Euthanasieren Sie die Mäuse mit schweren neurologischen Beeinträchtigungen (werden lethargisch, haben ein hageres Aussehen, beugen sich zurück oder haben unregelmäßige Bewegungen).
    HINWEIS: Für die vorliegende Studie wurden 200 mg/kg einer kommerziell erhältlichen Euthanasielösung (siehe Materialtabelle) verwendet, um jede Maus einzuschläfern.

3. Gewebeentnahme über TPS

  1. Tauchen Sie die Tumorprobe für 5 min bei Raumtemperatur in eine Gewebekulturschale, die ein RBC-Lysemedium enthält (siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: Das Gewebe, das aus dem MIRS in das TPS entnommen wird, liegt hauptsächlich in Form von Einzelzellen zusammen mit kleinen Gewebestücken vor.
  2. Legen Sie einen 70-μm-Filter (siehe Materialtabelle) auf ein 50-ml-konisches Röhrchen und verwenden Sie einen Kolben einer 5-ml-Spritze, um die Tumorprobe durch den Filter zu leiten.
  3. Verwenden Sie mit einer Transferpipette das RPMI-1640-Medium, um das Passieren von Zellen und beliebiger Gewebemasse durch den Filter zu erleichtern.
  4. Zentrifugieren bei 428 x g für 5 min bei 4 °C. Verwerfen Sie den Überstand mit einer Pipette.
  5. Resuspendieren Sie jede Probe in 5 ml vorbereitetem RPMI-1640-Medium.
  6. Um die Lebensfähigkeit des Gewebes zu erhöhen, insbesondere wenn große Gewebebrocken beim ersten Eindruck sichtbar gemacht werden, fügen Sie jeder Probe die erforderlichen Volumina des Enzymcocktails (bestehend aus DNAse I, Kollagenase IV, Dispase, Papain und EDTA, siehe Materialtabelle) hinzu. Verwenden Sie den Wirbel, um die Lösungen zu mischen.
    HINWEIS: Schritt 3.6 ist optional. Die Zusammensetzung des Enzymcocktails (für ein Gesamtvolumen von 5 ml/Probe): 300 μL DNAse I Grad II, 150 μL Kollagenase/Dispase (spaltet Fibronektin, Kollagenase IV, I und unpolare Aminosäuren), 250 μL Papain (unspezifische Protease) und 6 μL 0,5 M EDTA.
  7. Legen Sie die Proben in einen Shaker-Inkubator, der auf 200 U/min, 37 °C für 20 min eingestellt ist.
  8. Nach 20 min drehen Sie die Proben bei 428 x g für 5 min bei 4 °C. Verwerfen Sie den Überstand.
  9. Einzelne Zellen durch ein 70-μm-Zellsieb filtern und bei 274 x g für 3 min bei 4 °C herunterdrehen. Führen Sie eine Zelllebensfähigkeitsanalyse10 mit Trypanblau und Hämozytometer durch (siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: Die Lebensfähigkeit von Tag 0 liegt zwischen 30% und 70% und steigt innerhalb von 2-3 Tagen signifikant an.
  10. Fahren Sie mit den Schritten 4, 5 oder 6 fort, je nachdem, welche Lebensfähigkeitsprüfung erforderlich ist.

4. Wachsende Zellen in adhärenter Kultur

  1. Resuspendieren Sie das Pellet in einer zertifizierten Laminar-Flow-Haube in serumhaltigem haftendem Medium (wie DMEM, 10% fetalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin / Streptomycin (P / S) -Lösung) und Plattenzellen in einem adhärenten Zellkolben.
  2. Halten Sie die Zellen in einer kontrollierten inkubierten Umgebung (37 °C, 5% CO2).

5. Wachsende Zellen in Suspensionskultur (Neurosphären)

  1. In einer zertifizierten Laminar-Flow-Haube wird das Pellet in serumfreiem vollständigem Stammzellmedium11 resuspendiert und in einem Suspensionskolben geplättet.
  2. Halten Sie die Zellen für 2-3 Tage in einer kontrollierten inkubierten Umgebung (37 °C, 5% CO2), um die Bildung von Neurosphären zu ermöglichen.
  3. Nach der Visualisierung der Neurosphären im Kulturmedium verwenden Sie Trypsin-EDTA oder Accutase (siehe Materialtabelle), um Einzelzellsuspensionen für das Passaging zu erhalten.
    HINWEIS: Solange bei der Ernte besondere Sorgfalt angewendet wird und geeignete Medien verwendet werden, die neurale Stammzellen unterstützen, müssen die Stammzellen im entnommenen Gewebe innerhalb weniger Tage Neurosphären bilden.

6. Vorbereitung der Zellen auf die Reimplantation

  1. Resuspendieren Sie das Pellet in einer Konzentration von 100.000 lebenden Zellen pro 4 μL 1x PBS.
  2. Injizieren Sie sofort naive Mäuse mit der intrakraniellen Tumorimplantationsmethode (Schritt 1).

7. Histologische Analyse

  1. Unmittelbar nach der Resektion extrahieren und fixieren Sie das Gehirn in 4% Paraformaldehyd (PFA) für 24 h12.
  2. Übertragen Sie die Gehirne in eine 30% ige Saccharoselösung, bis sie mit Saccharose gesättigt sind (auf den Boden des Behälters gesunken).
  3. Übertragen Sie das Gehirn in eine 70% ige Ethanollösung.
  4. Führen Sie die Einbettung, das Schneiden von Paraffinblöcken und die Standardfärbung von Hämatoxylin- und Eosin (H & E) gemäß dem zuvor veröffentlichten Bericht13 durch.
    HINWEIS: Die Dicke jedes Abschnitts, der für die Färbung genommen wurde, betrug 10 μm.

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Ergebnisse

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Chirurgische Resektion mit dem MIRS führt zu einer signifikanten Abnahme der Tumorlast
In der Gruppe mit einer geringeren Tumorlast betrug das mittlere Biolumineszenzsignal zu Studienbeginn 5,5e+006 Photonen/s ± 0,2e+006 in der Subgruppe, die einer Resektion unterzogen wurde. Nach der Resektion sank das mittlere biolumineszierende Signal auf 3,09e+006 Photonen/s ± 0,3e+006, (p <0,0001, Mann-Whitney-Test)9 (Abbildung 2)....

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Tumorresektion ist ein Eckpfeiler der neurochirurgischen onkologischen Behandlungspläne für niedriggradige und hochgradige Hirntumoren. Zytoreduktion und Debulking des Tumors korrelieren mit einer verbesserten neurologischen Funktion und einem Gesamtüberleben bei Patienten mit Hirntumoren 1,2,5,6. Obwohl Protokolle für die chirurgische Resektion zuvor in Nagetiermodellen beschrieben wurden,...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BT hat Forschungsgelder von NIH und ist Miteigentümer von Accelerating Combination Therapies*, und Ashvattha Therapeutics Inc. hat eines ihrer Patente lizenziert. GW verfügt über NIH-Mittel (R01NS107813). HB ist ein bezahlter Berater von Insightec und Vorsitzender des medizinischen Beirats des Unternehmens. Diese Vereinbarung wurde von der Johns Hopkins University gemäß ihren Richtlinien zu Interessenkonflikten überprüft und genehmigt. HB erhält Forschungsgelder von NIH, Johns Hopkins University und Philanthropie und ist Berater für CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* und Nurami Medical *. (*einschließlich Eigenkapital oder Optionen).

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL SpritzenBD309628
15 mL konische RöhrchenCorning430052
200 Proof EthanolPharmCo111000200
5 mL PipettenCoStar4487
70 Mikron FilterFisher08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anased (Xylazin-Injektion, 100 mg/ml)Covetrus33198
AnästhesiesystemPatterson Scientific78935903
Anästhesiegas-AbfallbehälterPatterson Scientific78909457
Bankschutz UnterlageCovidien10328
C57Bl/6, 6-8 Wochen alte MäuseCharles River LaboratoriesStammcode 027
ChroMini ProMoserType 1591-Q
Kollagenase-DispaseRoche#10269638001
Countess II Automatisierter ZellzählerThermo Fisher
Countess II FL HämazytometerThermo FisherA25750
Lösung zur Entfernung von AblagerungenMiltenyi Biotech#130-109-398
D-LuciferinGoldbioLUCK-1G
DMEM F12 MedienCorning10-090-CV
DMEM MedienCorning10-013-CV
DNAse ISigma Aldrich#10104159001
Eppendorf RöhrenPosi-Click1149K01
EuthanasielösungHenry Schein71073
FBSMillipore SigmaF4135
Fötales RinderserumThermo Fisher10437-028
FormalinInvitrogenINV-28906
GazeHenry Schein101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
HeparinSigmaH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
InduktionskammerPatterson Scientific78933388
IsofluranCovetrus11695-6777-2
Isofluran-VerdampferPatterson Scientific78916954
KetaminCovetrus11695-0703-1
Kopf Stereotaktischer RahmenKopf Instruments5001
LichtfeldmikroskopBioTekCytation 5
MikroinjektionseinheitKopf5001
MikromotorbohrerForedomF210418
MRT-SystemBruker7T Biospec Avance III MRT-Scanner
NICO Myriad SystemNICO Corporation
AugensalbePuralube Tierarztsalbe
PapainSigma Aldrich#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
Percoll LösungSigma Aldbsp;#P4937
PipettensteuerungFalconA07260
Povidon-Jod-LösungAplicare52380-1905-08
ProgesteronSigmaP-8783
PutrescineSigmaP-5780
RPMI MediaInvitrogenINV-72400120
SkalpellklingeCovetrus7319
SkalpellgriffFine Science Tools91003-12
HautmarkerTime OutD538,851
Heftklammer EntfernerMikRonACR9MM
HefterMikRonACA9MM
HeftklammernClay Adams427631
Stereotactic FrameKopf Instruments5000
SaccharoseSigma AldrichS9378
Nahtmaterial, vicryl 4-0EthiconJ494H
T-75 KulturflascheSarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK Lysing Puffer (1x)LonzaBP10-548E
Trypsin-EDTACorningMDT-25-053-CI

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Minimalinvasive ChirurgieNagetier TumormodellGewebekonservierungstereotaktische ChirurgieTumorzellviabilit tautomatisierte GewebeentnahmeNeurosph renbildungZellviabilit tsanalysepr klinischer Hirntumor

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