Extraktion und Nachweis von Geosmin und 2-Methylisoborneol in Wasser und Fischen mit Hilfe von sorptiven Extraktionssonden mit hoher Kapazität und GC-MS

Geosmin (GSM) und 2-Methylisoborneol (MIB) kommen natürlicherweise in Wasser und Böden als Nebenprodukte des mikrobiellen Stoffwechsels vor ^1,2. Obwohl sie im Allgemeinen nicht gefährlich für die Umwelt oder die menschliche Gesundheit sind, verleihen sie dem Wasser unangenehme "erdige" und "schlammige" Gerüche und Aromen, die selbst bei extrem niedrigen Konzentrationen von nur 10 bzw. 20 ng/L für GSM bzw.^{MIB 3,4} wahrnehmbar sind. Daher verringert das Vorhandensein dieser Geruchsstoffe die wahrgenommene Qualität des Wassers und ist in den meisten Fällen höchst unerwünscht. In der Binnenschifffahrt verringern Geruchsstoffe die Attraktivität für Besucher und können Beschwerden bei Umweltbehörden hervorrufen⁵, während Geruchsstoffe im Trinkwasser einen unangenehmen Geruch und Geschmack vermitteln, den die Verbraucher als inakzeptabel empfinden⁶. In der Tat haben viele Länder gesetzliche Grenzwerte für den Gehalt an Odorstoffen im Trinkwasser festgelegt, wobei China 10 ng/L als maximal zulässige GSM-Konzentration^{vorschreibt 7}.

Aquakultur-Zirkulationssysteme (RAS) gewinnen in der Aquakulturindustrie als Mittel zur Fischproduktion immer mehr an Bedeutung. Diese Systeme arbeiten an Land und verwenden Wasser kontinuierlich wieder, wodurch die Umweltbelastung reduziert wird, aber eine umfangreiche Filterung des RAS-Wassers ist erforderlich, um optimale Bedingungen für die Fischzucht zu gewährleisten. Bewegungsbett-Biofilter werden aufgrund des Überflusses an Nährstoffen im Fischkot und im nicht gefressenen Futter von Mikroben besiedelt⁸. Diese Mikroben sind vorteilhaft für die Entfernung von stickstoffhaltigen Abfällen und überschüssigen Nährstoffen; Einige Spezies können jedoch GSM, MIB und andere Geruchsstoffe^{produzieren 4}. Diese Geruchsstoffe werden dann in das Wasser ausgelaugt und in das Fleisch des Fisches aufgenommen, wo sie unangenehme Geruchs- und Geschmackseigenschaften verleihen können, die die Verbraucher als anstößig empfinden. Die Geruchsgrenzwerte in Fischfleisch sind artabhängig, aber die Werte für Atlantischen Lachs, eine häufige Art in RASs, liegen bei 44 - 500 ng/kg für GSM und >900 ng/kg für MIB⁴. Daher sollten RAS-Betreiber die GSM- und MIB-Konzentrationen in ihren Systemen regelmäßig überwachen, um sicherzustellen, dass diese nicht problematische Werte^{erreichen 4}. Betroffene Fische können vor der Ernte von geschmacksfremden Verbindungen befreit werden, um die Qualität des Filets wiederherzustellen. Dies ist jedoch ein teurer Prozess, bei dem die Anlage die Wasserzirkulation stoppen und stattdessen 10 bis 14 Tage lang neues Wasser durch das System fließen^{lassen muss 9}. Angesichts der Tatsache, dass GSM und MIB in einer Vielzahl von Branchen ein anhaltendes und wirtschaftlich kostspieliges Problem darstellen, ist es sinnvoll, die Analysemethoden für den Nachweis neu zu bewerten und zu verbessern. Im Idealfall sollten RAS-Betreiber in der Lage sein, sowohl das RAS-Wasser zu überwachen, um steigende GSM- und MIB-Konzentrationen zu erkennen, bevor sie problematisch werden, als auch das Fischgewebe, um festzustellen, ob und in welchem Ausmaß GSM- und MIB-Konzentrationen die Produktqualität beeinträchtigt haben.

Die meisten Methoden zum Nachweis von GSM und MIB verwenden Gaschromatographie (GC) entweder mit einem Massenspektrometer (MS) oder einem Flammenionisationsdetektor (FID) zur Trennung und Detektion, aber die Art und Weise, wie Geruchsstoffe ursprünglich aus der Wassermatrix extrahiert werden, ist sehr unterschiedlich, wobei viele Methoden veröffentlicht^{wurden 10}. Dass eine solche Vielfalt von Methoden erprobt wurde und tatsächlich immer noch routinemäßig angewendet wird, spricht für die Tatsache, dass jede von ihnen erhebliche Nachteile hat. Zu diesen Nachteilen gehören die Anforderung einer großen Probengröße und großer Lösungsmittelmengen wie bei der Flüssig-Flüssig-Extraktion (LLE), eine geringe Empfindlichkeit und Wasserinterferenz wie bei Headspace-basierten Methoden oder umfangreiche Probleme mit Verschleppung und Systemkontamination wie bei Purge and Trap (P und T).

Die sorptive Extraktion umfasst eine Reihe von Extraktionstechniken, bei denen eine feste sorptive Phase verwendet werden kann, um Odorstoffe aus dem Kopfraum über einer Probe oder aus der Probe selbst durch direktes Eintauchen¹⁰ zu extrahieren. Diese Techniken sind mit kleineren Probenvolumina als andere Techniken kompatibel, benötigen keine Lösungsmittel und werden in der Regel nicht stark durch Wasserinterferenzen beeinträchtigt. Die gebräuchlichste Form der sorptiven Extraktion, die Festphasen-Mikroextraktion (SPME), verwendet jedoch nur ein kleines Volumen an sorptiven Phasen mit geringer Kapazität für Analyten, was die Extraktionseffizienz einschränkt. Darüber hinaus können die beteiligten spröden Fasern beschädigt oder gebrochen werden¹¹ und Arbeitsabläufe unterbrechen. Die sorptive Rührstab-Extraktion (SBSE) überwindet diese Schwierigkeiten mit einem größeren Phasenvolumen und einer haltbareren Konstruktion, ist aber nicht ohne weiteres automatisierbar und erfordert einen manuellen Transfer von Rührstäben in Proben und von Proben in thermische Desorptionsröhrchen¹². Im Zusammenhang mit der routinemäßigen Wassersiebung, bei der ein hoher Durchsatz entscheidend ist, ist dieser Mangel an Automatisierung ein erhebliches Hindernis.

Das Ziel unserer Methode ist es, die oben genannten Methoden in Bezug auf den Probendurchsatz und die sorptive Extraktionskapazität insgesamt zu verbessern. Aus diesem Grund haben wir eine Technik entwickelt, bei der sorptive Extraktionssonden mit hoher Kapazität (HCSE) verwendet werden, die die hohe Analytkapazität und Robustheit von SBSE mit der Phasenauswahl und Automatisierung von SPME für die quantitative Hochdurchsatzanalyse von GSM und MIB kombiniert. Mit einigen Modifikationen kann die Technik sowohl auf Wasserproben als auch auf Proben von homogenisiertem Fischgewebe angewendet werden. Hier beschreiben wir das Protokoll vollständig und präsentieren Validierungsdaten, die zeigen, dass es reproduzierbar, linear und hochempfindlich ist. Obwohl hier Aquakulturproben zu Demonstrationszwecken verwendet werden, eignet sich das Protokoll für die Überwachung von Odorstoffen in einer Vielzahl von Probentypen, einschließlich Gewässern, Böden und verschiedenen Lebensmitteln. Dank der vollständigen Automatisierung ist das Protokoll besonders vorteilhaft, wenn hohe Probenzahlen zu erwarten sind.

Die Fischproben wurden von Tieren entnommen, die bereits für den menschlichen Verzehr geschlachtet wurden. Daher war keine ethische Freigabe erforderlich.

1. Erstellung der Kalibrierung und der internen Standards

1. Vorbereitung des Kalibrierstandards
   1. Bereiten Sie die Stammlösung C1 vor, indem Sie 10 μl Geosmin und 2-Methylisoborneol-Lösung (100 μg/ml) in einen 100-ml-Messkolben geben und mit Methanol der LC-MS-Qualität auffüllen. Die resultierende Lösung enthält jeden Analyten mit 10 μg/l (ppb).
   2. Kalibrierstandards werden durch Zugabe der C1-Stammlösung in dem in Tabelle 1 angegebenen Volumen in einen 100-ml-Messkolben und durch Auffüllen des Volumens mit deionisiertem Wasser hergestellt.
   3. Stellen Sie täglich frische Kalibrierstandards her, da diese extrem verderblich sind.
      HINWEIS: Es ist wichtig, diese Stammlösungen jeden Tag frisch zuzubereiten.
2. Interne Normvorbereitung
   1. Bereiten Sie die Stammlösung (I1) vor, indem Sie 10 mg 2-Isopropyl-3-methoxypyrazin (IPMP) (>98 % rein) in einen 1-l-Messkolben geben, der volumenmäßig mit Methanol der Klasse LC-MS gefüllt ist, so dass eine Brühe von 10 mg/l entsteht.
   2. Pipettieren Sie 100 μl Lösung I1 in einen 100-ml-Messkolben und füllen Sie das Volumen mit deionisiertem Wasser, um Lösung I2 (10 μg/l) zu erhalten. Geben Sie 50 μl in jedes Probengefäß, um eine Endkonzentration von 100 ng/l zu erreichen.

2. Wasseranalytik

1. Probenvorbereitung
   1. Legen Sie ein 20-ml-Fläschchen für jede zu analysierende Wasserprobe in das Probentablett.
   2. Wiegen Sie mit einer kalibrierten Waage 2,5 g NaCl ab und geben Sie es in jedes 20-ml-Probenfläschchen mit Bördelverschluss.
      HINWEIS: Die Zugabe von Salz verbessert die Übertragung von MIB und Geosmin vom Wasser in den Kopfraum.
   3. Geben Sie mit einer Pipette oder einem Flaschenaufsatzspender 5 ml des Probenwassers in jedes 20-ml-Probenfläschchen mit Bördelverschluss.
   4. Pipettieren Sie 50 μl der internen Standardlösung I2 in jede Probe, jeden Kalibrierstandard und alle QA/QC-Proben, einschließlich Leerproben.
   5. Setzen Sie die Kappe auf das Fläschchen und verschließen Sie es mit einem Bördelwerkzeug für Fläschchen, um den Analytverlust zu minimieren.
   6. Verarbeiten Sie jeweils nur 1-2 Proben und verschließen Sie jedes Fläschchen schnell, sobald es fertig ist, um den Analytverlust flüchtiger Analyten zu minimieren.
2. Analytextraktion (Wasser)
   1. Setzen Sie das Probentablett auf den Halter des Autosampler-Fachs.
   2. Um eine Instrumentenmethode vorzubereiten, öffnen Sie das Instrumentenprogramm und klicken Sie auf den Methodeneditor.
      1. Erstellen Sie eine neue Methode, indem Sie die folgenden Parameter in den Methodeneditor eingeben (wobei die anderen Parameter auf ihren Standardwerten belassen werden):
      2. Stellen Sie unter "Vorprobenahme" die Rührzeit des Fläschchens auf 10 Minuten ein, damit sich die Analyten vom Wasser in den Kopfraum absetzen können.
      3. Stellen Sie unter "Probenahme" die Inkubationstemperatur auf 65 °C, die Inkubationszeit auf 30 min und die Rührwerksdrehzahl auf 400 U/min ein.
      4. Stellen Sie sicher, dass "HiSorb-Sonde waschen" aktiviert ist. Andernfalls kann die restliche Probenmatrix das System verunreinigen.
      5. Stellen Sie unter "Sondendesorption" die Desorptionszeit auf 15 min und dieD-Absorptionstemperatur auf 270 °C ein.
      6. Stellen Sie in den Trap-Einstellungen die niedrige Temperatur des Traps auf 25 °C und den "Split Flow" auf 8 mL/min ein.
   3. Führen Sie die Autosampler-Methode in Verbindung mit der GC-MS-Methode aus, indem Sie die Start-Taste in jedem der jeweiligen Programme drücken.

3. Analyse des Fischgewebes

1. Probenvorbereitung
   1. Legen Sie ein 20-ml-Fläschchen für jede zu analysierende Fischprobe in das Probentablett.
   2. Homogenisieren Sie das Fischgewebe mit einer handelsüblichen Küchenmaschine.
   3. Wiegen Sie mit einer kalibrierten Waage 1,00 g homogenisiertes Fischgewebe in jede Durchstechflasche.
   4. Pipettieren Sie 5 ml gesättigte NaCl-Lösung in jedes Fläschchen.
   5. Pipettieren Sie 100 μl der internen Standardlösung I2 in jede Probe, Kalibrierprobe und alle QA/QC-Proben.
   6. Setzen Sie eine Kappe auf das Fläschchen und verschließen Sie es mit dem Bördelwerkzeug des Fläschchens.
   7. Bereiten Sie jeweils nur 1-2 Proben vor, um den Verlust von halbflüchtigen und flüchtigen Verbindungen zu reduzieren.
2. Analytextraktion (Fisch)
   1. Setzen Sie das Probentablett auf den Halter des Autosampler-Fachs.
   2. Bereiten Sie eine Instrumentenmethode wie folgt vor (lassen Sie die anderen Parameter auf ihren Standardwerten).
      HINWEIS: Die Rührzeit der Fläschchen vor der Probenahme und die Inkubationstemperatur weichen von Abschnitt 2.2.2 ab.
      1. Stellen Sie unter "Vorprobenahme" die Rührzeit des Fläschchens auf 20 Minuten ein.
      2. Stellen Sie unter "Probenahme" die Inkubationstemperatur auf 80 °C, die Inkubationszeit auf 30 min und die Rührwerksdrehzahl auf 400 U/min ein.
      3. Stellen Sie sicher, dass die Option "HiSorb-Sonde waschen" aktiviert ist, da sonst die verbleibende Probenmatrix das System verunreinigen kann.
      4. Stellen Sie unter "Sondendesorption" die Desorptionszeit auf 15 min und die Desorptionstemperatur auf 270 °C ein.
      5. Stellen Sie in den Trap-Einstellungen die niedrige Temperatur der Trap auf 25 °C und den geteilten Durchfluss auf 8 mL/min ein.
         HINWEIS: Hier ist aufgrund der höheren Affinität von MIB und GSM für lipidreiches Fischgewebe im Vergleich zu Wasser ein längerer, heißerer Vorprobenahmeschritt erforderlich.
   3. Führen Sie die Autosampler-Methode in Verbindung mit der GC-MS-Methode aus, indem Sie die Start-Taste in jedem der jeweiligen Programme drücken.

4. Trennung und Detektion mittels GC-MS

1. Verwenden Sie die gleichen GC-MS-Parameter für Wasser- und Fischgewebemethoden.
2. Stellen Sie sicher, dass der GC mit einer 5MS-Säule von 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm ausgestattet ist und mit hochreinem Helium-Trägergas versorgt wird. Stellen Sie die Trägerflussrate auf 2 mL/min ein.
3. Bereiten Sie ein GC-Ofenprogramm wie folgt vor: Eine Anfangstemperatur von 60 °C, gehalten für 3 Minuten, dann eine Temperaturrampe von 10 °C/min auf 100 °C, dann 20 °C/min auf 190 °C, dann 30 °C/min auf 280 °C, mit einer abschließenden Haltezeit von 2 Minuten. Die Gesamtlaufzeit ist auf 16,5 min festgelegt.
4. Stellen Sie die Transferleitung zwischen GC und MS auf 280 °C und die Ionenquelle und das Vierfache auf 250 °C bzw. 200 °C ein.
5. Verwenden Sie für die MS-Erkennung im Scan-Modus einen Scanbereich von m/z 50-350.
6. Für den ausgewählten Ionenüberwachungsbetrieb (SIM) ist die Quantifizierung und Bestätigung von Ionen von m/z 95 bzw. 107 für MIB, m/z 137 und 152 für IPMP und m/z 112 und 55 für GSM zu verwenden.
   HINWEIS: Viele Chromatographie-Softwarepakete verfügen über eine automatische Peakauswahl, es wird jedoch dringend empfohlen, die Peakauswahl manuell auf Fehler zu überprüfen.

Methodenoptimierung

Um sicherzustellen, dass die Methode optimiert ist, wurden verschiedene Experimente durchgeführt, darunter eine Verschleppungsbewertung, eine Optimierung der Sondendesorptionszeit, eine interne Standardbewertung, eine Sondenphasenbewertung, eine Bewertung der Linearität und Wiederholbarkeit sowie die Berechnung der Nachweisgrenze der Methode.

Bewertung des Übertrags

Wir begannen unser Experiment mit einer Sondendesorptionstemperatur von 250 °C. Es wurden Kalibrierstandards erstellt, wie in Tabelle 1 dargestellt. Um die Verschleppung zu bewerten, analysierten wir GSM- und MIB-Standards bei 20 ng/L und fuhren dann fort mit einem Lauf der GC-MS-Parameter, ohne etwas in die Säule zu injizieren (Säulenleer), einer Desorption der Fokussierfalle ohne Übertragung von etwas aus dem Injektor (Trap-Rohling), einer Erwärmung des Injektors ohne Einführen einer Sonde (Injektorrohling), und eine Desorption der Sonde ohne vorherige Probenahme (Sonde blank). Weniger als 1 % Verschleppung wurde in den Spalten Blind, Trap Blank und Injektor-Blank beobachtet, aber im Sonden-Blank lag der Carryover bei 9,35 % bzw. 3,77 % für GSM und MIB (Tabelle 2). Daher stellten wir fest, dass es unter den verwendeten Bedingungen eine signifikante Verschleppung von GSM auf der PDMS-Sonde gab.

Optimierung der Desorptionszeit

Nachdem wir eine Verschleppung auf der PDMS-Sonde festgestellt hatten, versuchten wir, dies durch Anpassung der Desorptionstemperatur der Sonde zu beheben. Es wäre zu erwarten, dass eine höhere Sondendesorptionstemperatur die Geschwindigkeit der Analytdesorption von der Sonde erhöht, so dass die Desorption am Ende der 15-minütigen Sondendesorptionszeit vollständiger wäre. Eine höhere Temperatur kann jedoch auch den Abbau des Analyten fördern und sich somit negativ auf die Empfindlichkeit auswirken. Höhere Temperaturen können auch sorptive Materialien beschädigen, so dass Temperaturen über 280 °C vermieden werden müssen. Die Verschleppung von GSM war bei einer Sondendesorptionstemperatur von 250 °C signifikant, reduzierte sich jedoch erheblich auf deutlich unter die akzeptable Schwelle von 5 %, wenn stattdessen 270 °C verwendet wurden (Abbildung 1). Diese Verbesserung wurde ohne Verlust der Sensitivität erreicht, wobei die für die Erstanalyse erzeugten Peakbereiche bei 270 °C nicht kleiner waren als bei niedrigeren Sondendesorptionstemperaturen (Abbildung 1). Dies deutet darauf hin, dass eine Zunahme des Analytabbaus vernachlässigbar ist.

Verwendung des internen Standards

Die Verbindung 2-Isopropyl-3-methoxypyrozin wurde häufig als interner Standard bei der Detektion von GSM und MIB13 eingesetzt. Wir verglichen die berechneten Konzentrationen von GSM und MIB mit den bekannten Spike-Konzentrationen, sowohl mit als auch ohne interne Standardkorrektur. Die Wiederfindung ohne interne Standardkorrektur war gering, mit berechneten Konzentrationen bei 60 % der bekannten Spike-Konzentrationen (Abbildung 2). Im Gegensatz dazu fiel die Wiederfindung bei Anwendung der internen Standardkorrektur sehr gut aus und lag bei rund 100 %. Daher haben wir bei allen zukünftigen Analysen eine interne Standardkorrektur vorgenommen.

Phasenauswahl

Bei SPME-Analysen werden PDMS häufig Kohlenstoff-Weitbereichs- (CWR) und/oder Divylbenzol (DVB) zugesetzt, um die Empfindlichkeit zu verbessern, was jedoch die Kosten erhöht. Wir haben versucht, reine PDMS-Sonden mit dreiphasigen (DVB/CWR/PDMS) Sonden zu vergleichen, da das erhöhte Phasenvolumen der Sonde wahrscheinlich die Empfindlichkeit gegenüber SPME-Fasern verbessert. Die Wiederfindungsdaten für PDMS und dreiphasige Sonden (Abbildung 3) zeigen eine weitgehend ähnliche Leistung zwischen den beiden Sondentypen, wobei die Wiederfindungen mit den PDMS-Sonden etwas näher an 100 % liegen. Angesichts der leicht überlegenen Leistung und der reduzierten Kosten führten wir daher alle zukünftigen Analysen mit PDMS-Sonden durch. Es sollte beachtet werden, dass, da die Sonde Analyten aus dem Kopfraum und nicht über direkten Kontakt mit der Probenmatrix sammelt, die Kinetik der GSM/MIB-Partitionierung zum Phasenmaterial sich nicht zwischen Wasser- und Fischproben unterscheiden sollte.

Validierung der Methode

Es wurde eine Kalibrierreihe analysiert, die sechs Konzentrationen von Analyten in Wasser von 1 bis 100 ng/L abdeckte (Abbildung 4). Es wurde eine hervorragende Linearität mit r2 von 0,9999 für GSM und 0,9999 für MIB erreicht. Der Standardfehler der Regression betrug 0,43 bzw. 0,37 für GSM und MIB. Dies deutet darauf hin, dass die Methode für quantitative Analysen über den bewerteten Bereich geeignet ist. Wir bestimmten die Wiederholbarkeit anhand von acht Replikaten von Laborstandards, die GSM und MIB bei 40 ng/L in Wasser enthielten. Die RSD-Werte betrugen 6,3 % für GSM und 4,8 % für MIB, was eine bemerkenswerte Reproduzierbarkeit der Ergebnisse zeigt. Diese Replikate wurden in drei separaten Chargen an verschiedenen Tagen analysiert, was die Präzision der Methode weiter demonstriert. Daher ist HCSE mit GC-MS-Analyse eine quantitative und zuverlässige Methode.

Minimale Nachweisgrenzen (MDL)

Die MDL wurde gemäß dem US-amerikanischen EPA-Protokoll14 unter Verwendung von Proben aus Spike-Wasser (n = 10) oder Spike-Fischproben (n = 11) berechnet. Das Verfahren zur Extraktion und Detektion von GSM und MIB in Wasser ergab Nachweisgrenzen von 1,2 ng/L für GSM und 1,1 ng/L für MIB. Diese MDLs lagen weit unter den Grenzwerten für menschliche Gerüche von etwa 10 bzw. 20 ng/L. Auf diese Weise kann das vorgeschlagene Verfahren die Akkumulation dieser Geruchsmoleküle sicher und quantitativ nachweisen, bevor sie die sensorischen Schwellenwerte des Menschen erreichen. Die Nachweisgrenzen für die Extraktion und den Nachweis von GSM und MIB aus Fischen betragen 18,1 ng/kg für GSM und 13,6 ng/kg für MIB.

Analyse von Wasserproben aus Aquakulturen

Wir analysierten Wasserproben aus sieben rezirkulierenden Aquakultursystemen, wobei jeweils fünf Replikate (System 3) oder drei Replikate (alle anderen Systeme) bewertet wurden. Bis auf eines enthielten alle analysierten rezirkulierenden Aquakultursysteme Geosmin und MIB in Konzentrationen über unserem MDL (Abbildung 5), was auf ein mögliches Problem mit der Wasserqualität hindeutet. Wir stellten jedoch fest, dass MIB in allen Fällen deutlich unter der menschlichen Geruchsschwelle von 20 ng/L lag, während nur ein System die GSM-Geruchsschwelle von 10 ng/L überschritt (System 1, GSM-Konzentration = 12,69 ng/L). Obwohl wir GSM und MIB in System 3 nachgewiesen haben, stellen wir fest, dass die Konzentration für MIB unter unsere berechneten MDLs fällt und daher nicht sicher quantifiziert werden kann. Die Methode zeigte trotz der Verwendung von Wasserproben aus der realen Welt eine beeindruckende Präzision in allen Systemen mit sehr geringen Schwankungen in der berechneten Konzentration zwischen den Replikatproben in jedem System (Abbildung 5).

Analyse von Fischgeweben

Fischgewebe, das reich an Lipiden ist, verleiht einen starken Matrixeffekt, der die Extraktion von GSM und MIB während dieser Methode erschwert. Aus diesem Grund werden subtile Änderungen an der Methode vorgenommen, um die Extraktionseffizienz zu erhöhen, einschließlich einer höheren Inkubationstemperatur (80 °C) und einer längeren Inkubationszeit (20 Minuten) im Vergleich zur Wasserextraktionsmethode. Zuvor wurden Fischgewebe analysiert, um die Hintergrundkonzentrationen GSM und MIB zu bestimmen. Dieselben Proben wurden dann mit einer bekannten Menge an GSM und MIB versetzt und in dreifacher Ausfertigung analysiert, um die prozentuale Wiederfindung und Präzision zu bestimmen (Abbildung 6).

Abbildung 1: Einfluss der Sondendesorptionstemperatur auf die Verschleppung. (A) Ein Labornormal mit GSM und MIB bei 20 ng/L wurde bei einer von drei Sondendesorptionstemperaturen in dreifacher Ausfertigung mit mittleren Peakbereichen analysiert. Jede Sonde wurde anschließend noch zweimal bei der Anfangstemperatur desorbiert, um die Verschleppung zu bewerten, mit Ergebnissen in (B) (GSM) und (C) (MIB). Der Übertrag wird als Peakfläche in Prozent der anfänglichen Peakfläche ausgedrückt. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung über drei Replikate dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Interne Standardnutzung. Vergleich von korrigierten und unkorrigierten Datenwiederherstellungsdaten für analytische Standards bei 15 oder 40 ng/L, wobei die Extraktion nur mit PDMS-Sonden erfolgte. Die Probenkonzentrationen wurden unter Verwendung von IPMP als internem Standard korrigiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. 

Abbildung 3: Analyt-Rückgewinnung. Wiederfindungsdaten für analytische Standards von GSM (links) und MIB (rechts) bei 15 ng/L, mit Extraktion mit reinen PDMS- oder dreiphasigen (PDMS, DVB, CWR) Sonden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Analytische Kalibrierkurven. Lineare Regressionen von Kalibrierkurven für GSM (durchgezogene Linie, r2 von 0,9999; S=0,37) und MIB (gestrichelte Linie, r2 von 0,9999; S = 0,37). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Anwendung von Aquakulturwasser. Konzentrationen von (A) GSM und (B) MIB in Wasserproben aus sieben Aquakultursystemen (n ≥ 3 für jedes System). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. 

Abbildung 6:  Anwendung von Fischgewebe. Konzentrationen von GSM und MIB aus zwei Fischproben, die mit GSM und MIB (F1 und F2) versetzt wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Kalibrierstandards. Geosmin- und 2-MIB-Standards bestehen alle aus CRM47525 Geosmin- und 2-Methylisoborneol-Lösung (100 μg/ml) in Methanol, die in Methanol zu einer Stammlösung C1 (10 μg/ml) verdünnt wurde.

Tabelle 2: Bewertung der Sondenverschleppung. Verschleppung nach Extraktion, Desorption und GC-MS-Analyse eines Laborstandards mit GSM und MIB bei 20 ng/L und internem Standard-IPMP bei 30 ng/L. Beschreibungen der Analysen sind in Abschnitt 2.2.1 enthalten.

Autoren dieser Veröffentlichung, die bei Markes International Ltd oder Markes International GmbH angestellt sind, halfen bei Systemschulungen, Systemprotokollen, experimentellen Designs und Schreiben. Um Verzerrungen oder wahrgenommene Verzerrungen in unserer Forschung zu vermeiden, wurden alle Laboruntersuchungen und Datenanalysen an der University of Maine unter der direkten Aufsicht des United States Department of Agriculture-Agriculture Research Service (USDA-ARS) und des Aquaculture Research Institute der University of Maine durchgeführt.