Methodenartikel

Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in ein Fontan-Schafmodell zur kontinuierlichen und langfristigen hämodynamischen Überwachung

DOI:

10.3791/68068

⸱

2. Mai 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Abigail Wexner Research Institute at Nationwide Children's Hospital, 2Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Biomedical Sciences Graduate Program, The Ohio State University College of Medicine, 4Department of Pediatric Cardiology, Nationwide Children's Hospital, 5Department of Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Methodik für die Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts für Großtiere, um eine kontinuierliche und langfristige Erfassung hämodynamischer Daten zu ermöglichen, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck, unterer und oberer Hohlvenendruck und Herzrhythmus.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Während das Fontan-Verfahren die Lebenserwartung von Patienten mit einem Ventrikel drastisch verbessert, ist allgemein anerkannt, dass die daraus resultierende Durchblutung als Folge eines chronisch erhöhten zentralvenösen Drucks und eines verminderten Herzzeitvolumens langfristig zu einer erheblichen Krankheitslast führt. Chronische Fontan-Tiermodelle sind eine wertvolle Bereicherung für die Untersuchung der späten physiologischen Ergebnisse dieser Operation und ein notwendiges Werkzeug bei der Bewertung zukünftiger Geräte zur Linderung des Fontan-Versagens. Frühere Versuche, chronische Fontan-Modelle zu erstellen, wurden jedoch durch schlechte Überlebensraten behindert. Darüber hinaus stellt eine effektive hämodynamische Datenerfassung bei frei beweglichen Tieren eine große Herausforderung dar. Zu diesem Zweck bietet der Einsatz von drahtlosen implantierbaren Telemetriesystemen eine neuartige Lösung für die Echtzeit- und Langzeitüberwachung von Herz-Kreislauf-Daten. Dieses Protokoll beschreibt die Methodik für die chirurgische Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in einem Fontan-Überlebensschafmodell, das die kontinuierliche und kontinuierliche Aufzeichnung verschiedener hämodynamischer Parameter ermöglicht, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck und lokalisierter Drücke in der unteren (IVC) und oberen Hohlvene (SVC). Telemetriegeräte wurden mit einer Kanülierung entweder der Halsschlagader und der Vena jugularis interna oder der Arteria femoralis und der Vene femoralis implantiert, um druckempfindliche Katheter in der Aorta ascending und SVC bzw. in der abdominalen Aorta bzw. IVC zu platzieren. Der Einsatz der drahtlosen Telemetriesysteme ermöglichte eine engmaschige postoperative Überwachung nach einer einstufigen Fontan-Operation, was zu einem verbesserten Wohlergehen und Überleben der Tiere beitrug.

Einleitung

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Die Entwicklung des Fontan-Verfahrens im Jahr 1971 führte zu einer signifikanten Verbesserung der Ergebnisse bei Patienten mit einem Ventrikel1. Der Zweck dieser Operation besteht darin, den systemischen und pulmonalvenösen Rückfluss zum Herzen zu trennen, wodurch die systemische Sauerstoffversorgung erhöht und die Volumenbelastung des systemischen Ventrikels verringert wird. Seit seiner Einführung wurden zahlreiche Modifikationen am chirurgischen Ansatz vorgenommen. Gegenwärtig wird der totale Bypass des rechten Herzens am häufigsten durch eine stufenweise Rekonstruktion erreicht 2,3. In der Regel wird die erste Phase in der ersten Lebenswoche durchgeführt4. Die Patienten durchlaufen dann eine zweite Phase, die entweder aus dem Glenn-Verfahren oder der Hemi-Fontan-Behandlung besteht, um den Blutfluss von der oberen Hohlvene (SVC) zur Lungenarterie (PA) umzuleiten5. Daran schließt sich das Fontan-Verfahren an, bei dem ein extrakardialer Kanal oder lateraler Tunnel zwischen der Vena cava inferior (IVC) und PA6 angelegt wird. Chirurgische Fortschritte, wie sie in der Geschichte des Fontan-Verfahrens erzielt wurden, hätten ohne die Verwendung von Tiermodellen nicht erreicht werdenkönnen 7.

Während das Fontan-Verfahren die Lebenserwartung von Patienten mit einem Ventrikel drastisch verbessert, ist allgemein anerkannt, dass der resultierende Kreislauf, der ohne subpulmonale Pumpe auskommt, langfristig eine erhebliche Krankheitslast als Folge eines chronisch erhöhten zentralvenösen Drucks (ZVP) und eines verminderten Herzzeitvolumens verursacht 8,9,10,11,12 . Chronische Fontan-Tiermodelle sind eine wertvolle Bereicherung für die Untersuchung der späten physiologischen Ergebnisse im Zusammenhang mit dieser Operation13. Die aktive Datenerfassung von kardiovaskulären Parametern wie ZVP, Herzfrequenz und anderen Vitalparametern zur Erfassung der postoperativen hämodynamischen Veränderungen ist für eine umfassende Bewertung der sich entwickelnden Pathophysiologie unerlässlich. Darüber hinaus sind Tiermodelle ein notwendiges Werkzeug, um die Leistungsfähigkeit neuartiger ventrikulärer Unterstützungssysteme zu testen, die entwickelt wurden, um die hämodynamischen Mängel der Fontan-Zirkulation in vivozu lindern 14,15,16,17,18,19.

Eine effektive Datenerfassung stellt jedoch eine große Herausforderung dar. Invasive katheterbasierte Techniken sind durch ihre vorübergehende Natur, die damit verbundenen Verfahrensrisiken und die Unfähigkeit, den Zustand des Tieres über längere Zeiträume zu überwachen, begrenzt. Darüber hinaus wurden frühere Versuche, ein Fontan-Modell für Großtiere zu erstellen, durch schlechte Überlebensraten behindert, vermutlich aufgrund des Versagens normaler Herzen, sich an die akute Etablierung des Fontan-Kreislaufs anzupassen 7,20. Zu diesem Zweck bietet der Einsatz von drahtlosen Telemetriesystemen eine neuartige Lösung für die langfristige Echtzeiterfassung von kardiovaskulären Daten bei frei beweglichen Tieren21,22. Diese Geräte können auch eine engmaschige postoperative Überwachung ermöglichen, was zu einem verbesserten Tierschutz und Überleben führen könnte.

Hier beschreiben wir die Methodik für die erfolgreiche Implantation und Anwendung eines drahtlosen Telemetriesystems23 in einem chronischen Fontan-Schafmodell. Diese Technik bot ein robustes und zuverlässiges Mittel zur kontinuierlichen hämodynamischen Datenerfassung, das die Untersuchung des venösen Drucks und anderer wichtiger physiologischer Parameter ermöglichte. Die Implementierung dieser Technologie in präklinischen Modellen ist entscheidend für unser besseres Verständnis der Fontan-Physiologie und die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien, die darauf abzielen, die langfristigen Ergebnisse von Fontan-Patienten zu verbessern.

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Protokoll

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Dieses Versuchsprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121) genehmigt. Alle Verfahren entsprachen den Richtlinien des National Institute of Health's Guide for the Use and Care of Laboratory Animals. Diese Forschung folgte den Richtlinien für Tierversuche: Berichterstattung über In-vivo-Experimente . Dorset-Schafe mit einem Gewicht von 23-38 kg und einer Altersspanne von 2-12 Monaten wurden vor der Operation mindestens 1 Woche lang in einer spezifisch pathogenfreien Umgebung mit freiem Zugang zu Futter und Wasser untergebracht. Die in der Studie verwendeten Geräte und Reagenzien sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Tiere

  1. Lassen Sie das Schaf 1 Woche vor der Operation vom Tierarztteam untersuchen, um sicherzustellen, dass es sicher anästhesiert werden kann. Schnelle gesunde Schafe und 12 Stunden vor dem chirurgischen Eingriff ohne Wasser.
  2. Beruhigung mit einer Kombination aus Ketamin (4 mg/kg) und Diazepam (0,5 mg/kg), die durch eine Vena jugularis interna (IJ) injiziert wird.
  3. Rasieren Sie das Schaf gemäß dem geplanten Verfahren (siehe unten) und über dem Oberschenkel für die Platzierung des Elektrokauter-Erdungskissens. Reinigen Sie die Operationsstellen mit Alkohol.
  4. Führen Sie einen 8-9 mm einlumigen Endotrachealtubus in die Luftröhre ein.
  5. Legen Sie eine Magensonde zur Dekompression von Magen und Pansen ein.
  6. Führen Sie einen einlumigen Venenkatheter (16-18 G) in die rechte Jugularvene oder eine Vena saphena lateralis ein, um eine kontinuierliche Flüssigkeitsverabreichung, eine kontinuierliche Infusion (CRI) von Propofol und eine Medikamenteninjektion nach Bedarf durchzuführen.
  7. Legen Sie einen arteriellen Zugang (22-24 G) in eine Ohrarterie zur kontinuierlichen Blutdrucküberwachung.
  8. Platzieren Sie eine Blutdruckmanschette an der rechten vorderen Extremität für die nicht-invasive Blutdruckmessung, einen Clip am Ohr oder an der Zunge zur Überwachung der Sauerstoffsättigung und Elektrokardiogramm (EKG) an allen vier Gliedmaßen.
  9. Während des Eingriffs ist die Anästhesie mit inhalativem Isofluran 1%-3% mit 100% O2 und/oder Propofol CRI (20-45 mg/kg/h) aufrecht zu erhalten.
  10. Reinigen Sie die Operationsstellen aseptisch mit einem Präparat auf Chlorhexidin-Basis und bedecken Sie sie auf die übliche sterile Weise.
  11. Verabreichen Sie Cefazolin (25 mg/kg) zur Antibiotikaprophylaxe vor der Inzision und dosieren Sie während der Operation alle 4 Stunden nach Bedarf.
  12. Verabreichen Sie vor der Inzision eine subkutane Injektion eines Lokalanästhetikums wie Bupivacain 0,25% an allen geplanten Inzisionsstellen.

2. Vorbereitung des Telemetriegeräts

  1. Öffnen Sie das Telemetrie-Softwareprogramm, und schalten Sie das Telemetriegerät mit dem Magnetschalter ein, während es noch in der Originalverpackung versiegelt ist.
  2. Klicken Sie im Softwareprogramm in der oberen Leiste auf Hardware und wählen Sie Edit PhysioTel Digital (CLC) Configuration , um die Telemetrieeinheit einem Communication Link Controller (CLC) zuzuweisen.
  3. Sobald ein CLC ausgewählt ist, wird die Seite mit den CLC-Details geöffnet. Klicken Sie auf dieser Seite auf Nach Implantaten suchen, um eine Suche nach Implantaten zu starten, die in der Nähe eingeschaltet sind.
  4. Klicken Sie auf Hinzufügen , um die Telemetrieeinheit zur Liste Ausgewählte Implantate hinzuzufügen. Das Gerät wird nun in der Liste "Konfigurierte Implantate" auf der Seite "CLC-Details " angezeigt. Klicken Sie auf Speichern und beenden.
  5. Starten Sie die Datenerfassung, indem Sie auf der Registerkarte Samplingsteuerung auf die Schaltfläche Wiedergabe neben dem Namen der Telemetrieeinheit klicken. Das Diagramm, das die Live-Datenerfassung anzeigt, wird automatisch geöffnet.
  6. Nehmen Sie das Gerät aus der Außenverpackung und bringen Sie es in die sterile Innenverpackung auf den Operationstisch.
  7. Stellen Sie das Gerät auf Null, während es in der Innenverpackung verbleibt. Warten Sie, bis die Messungen des Geräts 30 s lang stabil waren, und verwenden Sie die stabilisierten NPMN-Druckwerte (Non-Pulsatile Mean) als Offset.
  8. Wählen Sie in der Subject-Einrichtung das Einstellungssymbol neben dem Parameter aus, der auf Null gesetzt wird, und öffnen Sie die Registerkarte Offsets . Geben Sie den aus den NPMN-Messungen erhaltenen Versatzwert in das Textfeld ein.
  9. Überprüfen Sie nach Eingabe des Offsets, ob die NPMN-Messwerte 0 ± 0,1 mmHg betragen. Wenn nicht, wiederholen Sie Schritt 2.7, bis die Werte im gewünschten Bereich liegen.
  10. Führen Sie die Schritte 2.7-2.9 für beide Druckkanäle durch.
  11. Bevor Sie die Druckmesskatheter in ein Blutgefäß einführen, klopfen Sie auf die Spitze, um den entsprechenden Kanal zu identifizieren. Taps werden in der Wellenformausgabe sichtbar.
  12. Verwenden Sie den Katheter für den linksventrikulären Druckkanal (LVP) für die arterielle Druckmessung und den Blutdruckkanal (BP) für die venöse Druckmessung.
  13. Legen Sie auf der Registerkarte Standardattribute des Dialogfelds Attribute für die Blutdruckanalyse die minimale Pulshöhe für den Blutdruckkanal auf 1 mmHg fest.

3. Methode 1: Kanülierung der Oberschenkelarterie und der Venen

  1. Rasieren Sie das Schaf in einem breiten Umfang um die rechte Leiste und über Bauch und Brust.
  2. Positionieren Sie das Schaf in Rückenlage auf dem Operationstisch, wobei die vorderen Gliedmaßen mit einem flexiblen Stoffgurt in Beugung gesichert sind und die Hintergliedmaßen mit einem Schlupfknoten in Verlängerung gesichert sind, um den Zugang zur Leiste zu ermöglichen (Abbildung 1A).
  3. Machen Sie einen 5 cm langen Querschnitt in der rechten Leistenregion, zentriert über der tastbaren Oberschenkelarterie, etwa 1 cm unterhalb der Leistenfalte.
  4. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion wird durch das Unterhautgewebe bis zum Femurdreieck präpariert. Lokalisieren Sie die Femurgefäße, indem Sie auf den arteriellen Puls tasten.
  5. Teilen Sie zwischen dem Musculus sartorius und dem Musculus adductor longus entlang der Richtung der Muskelfasern, um die Femurgefäße freizulegen (Abbildung 1B).
  6. Mit einer Kombination aus stumpfer und scharfer Dissektion wird das Bindegewebe umlaufend von den Oberschenkelgefäßen befreit.
  7. Führen Sie eine doppelt geschlungene 2-0-Seidenbinde um beide Gefäße proximal und distal zur Kanülenstelle für eine temporäre Gefäßligatierung.
  8. Machen Sie einen 6 cm langen Querschnitt durch die Haut im rechten Unterbauch, etwa 3 cm über der Leistenfalte.
  9. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion wird das Unterhautfett und das Bindegewebe durchtrennt, um eine 6 cm x 4 cm große Tasche zu schaffen, die oberflächlich zum äußeren Bauchmuskel reicht.
  10. Führen Sie das Telemetriegerät in die Unterhauttasche ein und befestigen Sie es mit einer 2-0-Seidennaht (Abbildung 1C).
  11. Tunneln Sie die Antenne des Telemetriegeräts unter das Unterhautgewebe und befestigen Sie sie mit einer 2-0-Seidennaht.
  12. Für die Platzierung der Biopotential-Ableitungen (EKG) werden 1 cm lange Gegenschnitte in der Haut über dem Mittel- und Unterbauch sowie der unteren und oberen Brust vorgenommen. Tunneln Sie subkutan, um diese Schnitte mit der Körpertasche des Geräts zu verbinden und die EKG-Ableitungen an die gewünschte Stelle zu führen.
  13. Platzieren Sie die positive Elektrode im Unterhautgewebe links vom unteren Brustbein. Stellen Sie sicher, dass der Silikonschlauch entfernt wird, um die Spitze des Stahldrahts darunter freizulegen.
  14. Platzieren Sie die negative Elektrode im Unterhautgewebe rechts vom oberen Brustbein.
  15. Überschüssige Drähte für beide Elektroden können aufgewickelt und an der subkutanen Stelle mit einer 2-0-Seidennaht gesichert werden.
  16. Legen Sie einen subkutanen Tunnel von der unteren Bauchtasche bis zum Leistenschnitt an und fädeln Sie die beiden Druckkatheter durch.
  17. Legen Sie einen Taschenstich mit einer 6-0-Polypropylen-Naht um die Kanülenstelle sowohl der Oberschenkelarterie als auch der Vene, die mit einem Kunststoff-Tourniquet gesichert werden kann.
  18. Füllen Sie die Kathetergelspitzen mit nicht komprimierbarem, hochviskosem Gel, um eine Koagulation in den Katheterspitzen zu verhindern und sicherzustellen, dass keine Luftblasen entstehen.
  19. Verabreichen Sie 3 Minuten vor der Kanülierung eine Dosis intravenöses Heparin (100 Einheiten/kg).
  20. Ziehen Sie die proximalen und distalen 2-0 Seidentourniquets um die Oberschenkelarterie fest. Mit einem Skalpell #11 vorsichtig in das Gefäß in der Mitte des Handbeutel-Fadenstichs einschneiden und mit der Spitze eines gebogenen Blutkörpers leicht erweitern.
  21. Führen Sie den Druckkatheter ein, der dem LVP-Kanal entspricht, und schieben Sie ihn in die Bauchaorta vor, wobei Sie das proximale Seidentourniquet lösen, um die Passage des Katheters zu ermöglichen. Ziehen Sie die Naht an der Handtasche fest und binden Sie sie um den Katheter.
  22. Wiederholen Sie die Schritte 3.20 und 3.21 für die Kanülierung der Oberschenkelvene mit dem Druckkatheter, der dem Blutdruckkanal entspricht, und schieben Sie ihn in die abdominale IVC vor (Abbildung 1D).
  23. Vergewissern Sie sich, dass sich die Katheterspitzen in der IVC und der Aorta mit Hilfe der Fluoroskopie befinden.
  24. Nähern Sie sich dem Sartorius-Muskel mit einer resorbierbaren Naht 2-0 an.
  25. Verschließen Sie die Haut mit tiefen dermalen und subkutikulären Nähten mit resorbierbaren Nähten 3-0 bzw. 4-0.

4. Methode 2: Kanülierung der Halsschlagader und der Vena jugularis interna

  1. Rasieren Sie das Schaf in einem weiten Umfang um den linken Hals und über die Brust hinunter.
  2. Positionieren Sie das Schaf im rechten lateralen Dekubitus auf dem Operationstisch, wobei das linke vordere Glied mit einem Slipknotbinder in Beugung gesichert ist, um die Brust freizulegen (Abbildung 2A).
  3. Machen Sie einen 5 cm langen Längsschnitt über der linken Halsschlagader und der Vene IJ, etwa 7 cm kranial zum thorakalen Einlass.
  4. Präparieren Sie mit Elektrokauter das Unterhautfett, das Bindegewebe und das Platysma, um die Halsgefäße freizulegen (Abbildung 2B).
  5. Mit einer Kombination aus stumpfer und scharfer Dissektion wird das Bindegewebe von der linken Halsschlagader und der Vena IJ umlaufend entfernt.
  6. Führen Sie eine doppelt geschlungene 2-0-Seidenbinde um beide Gefäße proximal und distal zur Kanülenstelle für eine temporäre Gefäßligatierung.
  7. Machen Sie einen 6 cm langen Längsschnitt an der Basis des linken Halses zwischen dem Schulterblatt und der Halswirbelsäule.
  8. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion das Unterhautfett und das Bindegewebe durchtrennen, um eine 6 cm x 4 cm große Tasche zu schaffen, die sich in Richtung Wirbelsäule erstreckt.
  9. Führen Sie das Telemetriegerät in die Unterhauttasche ein und befestigen Sie es mit einer 2-0-Seidennaht.
  10. Tunneln Sie die Antenne des Telemetriegeräts unter das Unterhautgewebe und befestigen Sie sie mit einer 2-0-Seidennaht.
  11. Nehmen Sie 1 cm lange Gegenhautschnitte an der Basis des Halses sowie an der unteren linken und oberen rechten Brust vor, um die EKG-Ableitungen zu platzieren. Tunneln Sie subkutan, um diese Schnitte mit der Körpertasche des Geräts zu verbinden und die EKG-Ableitungen an die gewünschte Stelle zu führen (Abbildung 2C).
  12. Platzieren Sie die EKG-Ableitungen ähnlich wie die oben beschriebenen Schritte für das Verfahren der Femurimplantate (Abschnitt 3).
  13. Legen Sie einen subkutanen Tunnel von der lateralen Gerätetasche bis zum medialen Halsschnitt an und fädeln Sie die beiden Druckkatheter durch. Bereiten Sie diese Druckkatheter vor der Kanülierung mit Gel vor, wie im Femurimplantatverfahren beschrieben.
  14. Legen Sie mit einer 6-0-Polypropylen-Naht einen Handtaschenstich um die Kanülenstelle an beiden Gefäßen und befestigen Sie ihn mit einem Kunststoff-Tourniquet.
  15. Verabreichen Sie 3 Minuten vor der Kanülierung eine Dosis intravenöses Heparin (100 Einheiten/kg).
  16. Ziehen Sie die proximalen und distalen 2-0-Seidentourniquets um die Halsschlagader fest. Mit einem Skalpell #11 vorsichtig in das Gefäß in der Mitte des Handbeutel-Fadenstichs einschneiden und mit der Spitze eines gebogenen Blutkörpers leicht erweitern.
  17. Führen Sie den Druckkatheter ein, der dem LVP-Kanal entspricht, und schieben Sie ihn in die thorakale aufsteigende Aorta vor, wobei Sie das proximale Seidentourniquet lockern, um den Katheter passieren zu lassen. Ziehen Sie die Naht an der Handtasche fest und binden Sie sie um den Katheter.
  18. Wiederholen Sie die Schritte 4.16 und 4.17 für die Kanülierung der linken Vene IJ mit dem Druckkatheter, der dem Blutdruckkanal entspricht, und schieben Sie ihn in das thorakale SVC vor.
  19. Bestätigen Sie die geeignete Position der Katheterspitzen in der thorakalen SVC und der aufsteigenden Aorta mittels Fluoroskopie (Abbildung 2D).
  20. Nähern Sie sich dem Platysma-Muskel mit einem resorbierbaren 2-0-Naht an.
  21. Verschließen Sie die Haut mit tiefen dermalen und subkutikulären Nähten mit resorbierbaren Nähten 3-0 bzw. 4-0.

5. Wiederherstellung

  1. Brechen Sie die Anästhetika ab. Entfernen Sie die Magensonde und extubieren Sie, wenn das Schaf ohne Hilfe des Beatmungsgeräts atmet. Dies tritt typischerweise auf, nachdem das Schaf Anzeichen von Erregung zeigt (Bewegung, Blinzeln, Reaktion auf schmerzhafte Reize, Kiefertonus, Kauen).
  2. Entfernen Sie den arteriellen Zugang.
    HINWEIS: Das Telemetriegerät kann eine kontinuierliche Blutdrucküberwachung durchführen, wenn einer seiner Druckkatheter in die Aorta eingeführt wurde.
  3. Bringen Sie die Schafe zur Genesung in eine isolierte Haltungseinheit. Helfen Sie dem Schaf, in sternaler Liege zu bleiben und schließlich zu stehen.
  4. Intravenös Banamin (2,2 mg/kg) und subkutanes Buprenorphin SR (0,03 mg/kg) gegen postoperative Schmerzen verabreichen.

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Ergebnisse

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Chirurgische Ergebnisse
Insgesamt 13 Schafe wurden einer einstufigen Fontan-Operation unterzogen, die eine vollständige kavopulmonale Verbindung mit Ablösung sowohl des SVC als auch des IVC aus dem rechten Vorhof, einer direkten End-to-Side-Anastomose des SVC zum PA und der Platzierung eines extrakardialen Conduits zwischen IVC und PA umfasste. Schafe wurden diesem Verfahren im Durchschnittsalter von 13,3 ± 7,6 Monaten unterzogen. Von diesen wurden 3 Schafe einer drah...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir haben zwei chirurgische Methoden für die Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in ein Schafmodell entwickelt. Das Gerät wurde erfolgreich bei 5 Schafen implantiert, um eine kontinuierliche, langfristige Überwachung und Aufzeichnung verschiedener kardiovaskulärer Parameter zu erreichen, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck und lokalisierter venöser Drücke von der abdominalen IVC und der thorakalen SVC. Alle Schafe überstanden die Operation zur Implantation ohne ...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Projekt wurde von der Additional Ventures Cures Collaborative, Palo Alto, Kalifornien, finanziert.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir schätzen die engagierten tierärztlichen Mitarbeiter am Animal Research Core. Wir möchten auch Mary Walker, DVM, MS, unseren Dank für ihre unschätzbare Expertise und ihre wachsame Betreuung während der gesamten Studie aussprechen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9 % NatriumchloridlösungBaxter Healthcare CorporationPharmazieIntraoperative Flüssigkeitsreanimation und Wundspülung
16 g intravenöser KatheterBD382259Für Flüssigkeits- und Arzneimittelgabe
22-G-intravaskulärer KatheterBD381423Für arteriell  Blutdruckmessung
70 % IsopropylalkoholAspen Vet11795782Topische Reinigungslösung
ACT-PatroneAbbot-Diagnostik03P86-25Aktivierte Gerinnungszeit
Backhaus-HandtuchklemmeMedlineMDS1411111Um sterile Drape anzubringen 
BanamineHospira PharmaceuticalsPharmaziePostoperative Schmerzkontrolle: Konzentration 50 mg/mL, Dosis 2,2 mg/kg
BlutdruckmanschetteRoyal Philips9.89803E+11Nicht-invasive Blutdruckmessung
Bupivacain-HydrochloridHospira PharmaceuticalsPharmazieLokalanästhesie: Konzentration 2,5 mg/mL, Dosis 2,5 mg/kg
BuprenorphinHospira PharmaceuticalsPharmaziePostoperative Schmerzlinderung: Konzentration 0,3 mg/mL, Dosis 0,03 mg/kg
Castroviejo-NadelhalterMedlineMDS0750386Nadelhalter beim Nähen von Blutgefäßen
Kauterie-ReinigungspolsterKardinalgesundheit300-2SSZum Reinigen der Kauteriestiftspitze
KauteriumstiftMedlineESRK3002LZur Zerlegung mittels Elektrokauterie
CefazolinHospira PharmaceuticalsPharmazieAntibiotikaprophylaxe
CetacaineCetylite220Topisches Betäubungsspray für die Intubation
ChloraprepBD930825Topisches Antiseptikum
Debakey atraumatische ZangeMedlineMDS1130630FFür den Umgang mit Gewebe
DiazepamHospira PharmaceuticalsPharmazieBeruhigungsmittel: Konzentration 5 mg/mL, Dosis 0,5 mg/kg
EKG-Leitungen3M2570EKG-Überwachung
Endotrachealrohr, Größe 8-9Covidien86452, 86114 oder 86454Sicherung der Atemwege
Hartmann-hämostatische PinzetteMedlineMDS1221109Um Blutgefäße abzuklemmen und kleine Nähte zu halten
HeparinHospira PharmaceuticalsPharmazieAntikoagulans: 1.000 USP-Einheiten/mL
Druckmesser-KitEdwards LifesciencesVSYPX12NFür arteriell  Blutdruckmessung
Pulsoximeter-LingualclipNellcorPO736Für Pulsoximetrie
IsofluraneBaxter Healthcare CorporationPharmazieNarkose: Dosis 1–3 %
Kantrowitz-Zange (rechtwinkliger Winkel)MedlineMDS1243528Für eine stumpfe Dissektion um Blutgefäße
KetaminHospira PharmaceuticalsPharmazieBeruhigungsmittel: Konzentration 100 mg/mL, Dosis 4 mg/kg
Laparotomie-DraperMedlineDYNJP3008Sterile Vorhänge
SchmiergeleeMedlineMDS0322273ZEndotrachealrohr-Schmiermittel
Mayo Hegar NadelhalterMedlineMDS2418420FNadelhalter beim Nähen von Weichgewebe
Mayo-SchereMedlineMDS0816121Naht durchtrennen
Metzenbaum gebogene SchereMedlineMDS3223226Für scharfe Sektion
Nadeln und SpritzenKardinalgesundheit309604Zur intravenösen und subkutanen Medikamentenverabreichung 
OptixcareAventixOPX-4252Hornhautschmiermittel
Perma-Hand SeidennahtEthiconC016DFür die Blutgefäßligation und Anbindung des Telemetriegeräts subkutan
PhysioTel Digital drahtloses TelemetriegerätData Sciences InternationalL21-ModellDrahtloses Telemetriegerät-Implantat
Pierce-MikrozangenMedlineMDG384908Kleine Nadelhandhabung 
Kunststoff-Tourniquet und NahtschlingeMedtronic 79013Zur Erleichterung der Hämostase während der Gefäßkanüle
DruckbeutelCarefusion64-10029Zur Überwachung des arteriellen Blutdrucks
Prolene 6-0 NahtEthicon8307HBeutelfadenstich für die Gefäßkanüle
PropofolFresenius KabiPharmazieAnästhesie: Konzentration 10 mg/mL, Dosis 20-45 mg/kg/h
Skalpell #10 KlingeMedlineMDS15310Für Hautschnitte
Skalpell #11 KlingeMedlineCISION11CSFür den Schnitt in die Blutgefäße
Schnidt-MandelpinzetteMedlineMDS5018719Für eine stumpfe Dissektion durch subkutanes Gewebe
SoftCarry-TrageVier Flaggen über AspenSSTR-4Für den Transport von Tieren
Steriles Einweg-OP-HandtuchMedlineMDT2168201Sterile Vorhänge
Sterile SchaleLSL Industries5232Um Kochsalzlösung zu halten
Steriler Baumwoll-Röntgen-MullschwammMedlineNON21430LFFlüssigkeitsabsorption
Orogastrische TubeJorgensen Lab, Inc.J0348RFür die Dekompression von Magen und Pansen
T-PortMedlineDYNDTN0001Intravenöser Katheterschlauchanschluss
UrinabflussbeutelCovidien3512Verbindet sich mit der orogastrischen Sonde, um Magenflüssigkeiten aufzusammeln
Veterinär-Trokar mit StyletBraintree Scientific, Inc.TRO-STY 7B-12Um Telemetriedrähte durch subkatanes Gewebe zu führen.
Vicryl 2-0 NahtEthiconVCPB269HVerschluss des subkutanen Weichgewebes
Vicryl 3-0 NahtEthiconVCPB416HVerschluss der tiefen Hautschicht
Vicryl 4-0 NahtEthiconJ494HNähere Schicht der subkutikulären Schicht
WärmedeckeJorgensen Lab, Inc.J1034BUm die Körpertemperatur des Tieres zu erhalten
Weitlander RetraktorTeleflex Medical165358Für Wundrückung
Yankauer-Bulb-Spitzen-SaugkraftMedlineDYND50138Sterile Abfallwirtschaft

Referenzen

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  3. Bove, E. L., Lloyd, T. R. Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results. Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).
  4. Iskander, C., et al. Comparison of morbidity and mortality outcomes between hybrid palliation and norwood palliation procedures for hypoplastic left heart syndrome: Meta-analysis and systematic review. J Clin Med. 13 (14), 4244(2024).
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