Method Article

Trennung und differentielle Charakterisierung von mikrobiellen extrazellulären Vesikeln im Darm bei salzempfindlichen Ratten unter salzreichen Ernährungsbedingungen

DOI:

10.3791/68279

⸱

June 6th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medical Technology, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Pathology Department, Suining Central Hospital, 3School of Health Preservation and Rehabilitation, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Department of Pharmacy, Affiliated Sport Hospital of CDSU, 5Department of Neck, Shoulder, Waist, and Leg Pain, Sichuan Province Orthopedic Hospital, 6Neijiang Hospital of Traditional Chinese Medicine Affiliated to Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Protokoll beschreibt die Isolierung von mikrobiellen EVs im Darm von salzempfindlichen Ratten, die mit HSD gefüttert wurden, mittels Dichtegradientenzentrifugation. EVs wurden durch Nanopartikel-Tracking, TEM, LPS/BCA-Assays und 16S rRNA-Sequenzierung charakterisiert, um die Größe, Morphologie, Zusammensetzung und Herkunft der Mikrobiota zu analysieren.

Abstract

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Eine hohe Salzaufnahme ist ein Hauptrisikofaktor für Bluthochdruck, und der zugrunde liegende Mechanismus kann eng mit extrazellulären Vesikeln (EVs) verbunden sein, die von der Darmmikrobiota sezerniert werden. Diese EVs, die von der Darmmikrobiota produziert werden, tragen verschiedene bioaktive Komponenten, die eine entscheidende Rolle bei der Entwicklung von Bluthochdruck spielen können, der durch eine salzreiche Ernährung (HSD) induziert wird. Um diesen Mechanismus zu untersuchen, haben wir eine effiziente Extraktionsmethode entwickelt, die auf Dichtegradientenzentrifugation basiert, um EVs aus der Darmmikrobiota von salzempfindlichen Ratten zu isolieren, die mit einem HSD gefüttert wurden. Durch Partikelgrößenanalyse, Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und Lipopolysaccharid (LPS)-Detektion identifizierten wir die Gradientenverteilung von EVs der Darmmikrobiota und erreichten eine präzise Extraktion. Darüber hinaus wurde die 16S rRNA-Gensequenzierung eingesetzt, um den Ursprung und die Unterschiede in der Zusammensetzung von EVs zwischen der Normal- und der HSD-Gruppe zu analysieren und den Einfluss einer hohen Salzaufnahme auf die genetischen Eigenschaften von EVs der Darmmikrobiota aufzuzeigen. Diese Studie liefert wertvolle Werkzeuge und wissenschaftliche Einblicke in die Mechanismen der Darmmikrobiota, die der salzinduzierten Hypertonie zugrunde liegen, und bietet neue Perspektiven für die Prävention und Behandlung verwandter Krankheiten.

Introduction

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Die Darmmikrobiota, auch bekannt als Darmmikrobiota Mikroflora oder Darmmikroökologie, ist ein Komplex aus Zehntausenden von Mikroorganismen, die sich im biologischen Magen-Darm-Trakt befinden und eine entscheidende Rolle bei der Erhaltung der menschlichen Gesundheit spielen1. In den letzten Jahren wurde mit weiteren Forschungen festgestellt, dass die Darmmikrobiota extrazelluläre Vesikel (EVs) produzieren kann2. EVs sind kleine Vesikel, die von Zellen freigesetzt werden und verschiedene Moleküle in der Zelle tragen, wie Proteine, Nukleinsäuren und Lipide 3,4. Sie können mit anderen Mikroben5, Darmepithelzellen und sogar entfernten Geweben und Organen6 interagieren und so die Gesundheit des menschlichen Körpers beeinträchtigen 7,8. Es besteht eine enge Verbindung zwischen den von diesen Darmmikrobiota produzierten Elektrofahrzeugen und der Ernährung9.

EVs, die von der Darmmikrobiota produziert werden, können wichtige Wirkstoffe sein, durch die eine salzreiche Ernährung (HSD) die Gesundheit des Körpers beeinflusst. HSD stört nicht nur direkt das Gleichgewicht der Darmmikrobiota10, was zu einer signifikanten Verringerung der Anzahl nützlicher Bakterien (wie Lactobacillus)11 führt, sondern fördert auch die Vermehrung schädlicher Bakterien (wie Bacteroides usw.)12. Dieses Ungleichgewicht verringert die Darmbarrierefunktion und erhöht das Risiko von Darmentzündungen. Darüber hinaus beeinflusst eine HSD auch das Säure-Basen-Gleichgewicht und die Nährstoffaufnahme im Darm, indem sie die Stoffwechselaktivitäten13 der Darmmikrobiota verändert, wie z. B. die Verringerung der Produktion von kurzkettigen Fettsäuren 14,15 mit mehreren physiologischen Funktionen.

Diese Veränderungen wirken sich nicht nur auf die Darmgesundheit aus, sondern können auch indirekt die Produktion und Freisetzung von Elektrofahrzeugen regulieren und die Zusammensetzung und Funktion des Elektrofahrzeugs verändern. Die salzreiche Umgebung kann die normalen physiologischen Funktionen von Darmzellen beeinträchtigen, einschließlich der Freisetzung und des Transports von EVs, wodurch die Rolle von EVs bei der interzellulären Informationsübertragung und Immunregulation gestört wird. Gleichzeitig kann eine Darmentzündung eine Vielzahl von EVs mit besonderen Funktionenfördern 16 und sich über die Darm-Organ-Achse und andere Wege auf den gesamten Körper ausbreiten17,18, was eng mit dem Auftreten und der Entwicklung von Bluthochdruck 19,20, Herz-Kreislauf-Erkrankungen21 und zerebrovaskulären Erkrankungen22,23, Fettleibigkeit24,25 und Diabetes26 zusammenhängt und andere chronische Krankheiten.

Daher bestand das übergeordnete Ziel dieser Studie darin, eine effiziente und zuverlässige Methode zur Extraktion von EVs aus der Darmmikrobiota von salzempfindlichen Ratten, die mit einem HSD gefüttert wurden, zu entwickeln und ihre physikalischen Eigenschaften, Zusammensetzung und Funktionen systematisch zu untersuchen. Aufgrund der Merkmale des signifikanten Anstiegs des Blutdrucks nach einer salzreichen Diät wurden salzempfindliche Ratten ausgewählt und zeigten die Wirkung von HSD auf die Darmmikrobiota EV durch die Konstruktion einer effizienten Extraktionsmethode. Die Methode basierte auf der Dichtegradientenzentrifugation und kombinierte verschiedene dynamische Identifikationstechniken wie Partikelgrößenerkennung, LPS/BCA-Messung, Transmissionselektronenmikroskopie und Proteomanalyse. Das Protokoll zielt darauf ab, die Auswirkungen von HSD auf die Darmmikrobiota EV und ihre Mechanismen bei Herz-Kreislauf-Erkrankungen aufzudecken. Mit seiner hohen Effizienz, Reproduzierbarkeit und breiten Anwendbarkeit bietet dieser Ansatz nicht nur ein wichtiges Werkzeug zur Erforschung des Mechanismus von Darmmikrobiota-EVs bei salzinduzierter Hypertonie, sondern legt auch die theoretische Grundlage für die Entwicklung von Krankheitsinterventionsstrategien auf der Grundlage von EVs. Wir hoffen, durch diese Studie neue Wege für die Prävention und Behandlung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen wie Bluthochdruck zu eröffnen27,28.

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Protocol

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Diese tierexperimentelle Studie entspricht den einschlägigen ethischen Richtlinien und internationalen Standards. Studien mit Tieren wurden von der Labortierschutz- und Ethikkommission der Chengdu University of Chinese Medicine (Institution: Chengdu University of Chinese Medicine; Protokollnummer: 2018-21) genehmigt.

1. Vorbereitung der Tiere und Diät

  1. Akklimatisierung von 6 Wochen alten männlichen männlichen Dahl-Ratten mit einem Körpergewicht von 180-200 g durch Aufzucht bei 50 % ± 10 % Luftfeuchtigkeit; 12 h / 12 h Lichtzyklus; 20,0 ± 2,0 °C für 1 Woche unter spezifischen erregerfreien Bedingungen.
  2. Anschließend teilen Sie die Ratten gleichmäßig in zwei Gruppen auf (n = 6). Geben Sie jeder Gruppe eine andere Diät, die 6 Wochen lang anhält: eine normale Salzdiät (NSD) mit 0,5 % Natriumchlorid und eine HSD mit 8 % Natriumchlorid, die in veröffentlichten Studien häufig verwendet wird 29,30,31. Die Mäuse hatten während der gesamten Studie unbegrenzten Zugang zu Futter und Wasser.

2. Überwachung des Blutdrucks

HINWEIS: Die Plethysmographie der Schwanzmanschette wurde als nicht-invasive Methode zur Blutdruckmessung verwendet, und die volumetrische Druckaufzeichnung (VPR) wurde verwendet, wenn der Blutdruck anhand des Blutvolumens des Schwanzes gemessen wurde.

  1. Setzen Sie Ratten einzeln in kleine Käfige mit Sägemehl, die 10 Minuten lang bei ca. 37 °C erhitzt werden, und setzen Sie sie in eine speziell angefertigte Nagetiersicherung mit verstellbarer Nase und Tür für den Eintritt der Tiere. Legen Sie die Ratten in Bauchlage auf ein Heizkissen, um ihre Körpertemperatur auf 37 °C zu halten.
  2. Schließen Sie den VPR-Sensor an der Unterseite des Hecks an und stellen Sie mindestens 10 Anpassungszyklen ein, um den BP28 zu stabilisieren.
    1. Füllen Sie die aufblasbare Manschette an der Schwanzwurzel und platzieren Sie den plethysmographischen Sensor (oder optoelektronischen Sensor) darunter. Langsam auf über den systolischen Druck (normalerweise 200 mmHg) aufblasen und dann langsam loslassen. Das Instrument erkennt automatisch den Druckwert des Verschwindens der Pulswelle (systolischer Blutdruck) und der Genesung (diastolischer Blutdruck). Messen Sie 3-5 Mal hintereinander und nehmen Sie den Durchschnittswert.
  3. Trainieren Sie alle Ratten, sich an das Fixierungsverfahren anzupassen, und führen Sie diese Studie in einem ruhigen Labor gegen 9 Uhr morgens durch, um die Auswirkungen der zirkadianen Variation zu minimieren.
  4. Messen Sie den systolischen Blutdruck (SBP) und den diastolischen Blutdruck (DBP) jeden zweiten Tag vor der Opferung. Schätzung des mittleren arteriellen Drucks (MAP) aus SBP und DBP
    MAP = (SBP + 2 DBP)/3

3. Extraktion von Elektrofahrzeugen

  1. Musterkollektion
    1. Tauchen Sie ein steriles Wattestäbchen in 75%igen Alkohol und verwenden Sie es, um den Anus der Ratte zu stimulieren. Die Stimulation sollte die Darmperistaltik fördern und den Analschließmuskel entspannen, wodurch der Stuhlgang gefördert wird. Nachdem der Kot ausgestoßen wurde, sammeln Sie ihn mit einer sterilen Pinzette in sterilen Behältern geeigneter Größe und lagern Sie ihn sofort bei -80 °C.
  2. Probenvorbereitung
    1. Mit einem Löffel 5 g Kot in ein vorgewogenes 50-ml-Zentrifugenröhrchen geben. Geben Sie 50 mL vorgewärmtes 37 °C endotoxinfreies PBS (maximale Probenkonzentration 10 %) in das Röhrchen und drehen Sie es 30 Minuten lang. Kühlen Sie die Hochgeschwindigkeitszentrifuge auf 4 °C ab.
    2. Zentrifugieren Sie 15 Minuten lang bei 8.000 x g , nachdem die Proben symmetrisch platziert wurden, damit die Zentrifuge sich äquilibrieren kann. Nach der Zentrifugation wird der Überstand abgesaugt und in ein neues steriles Zentrifugenröhrchen überführt.
    3. Erneut bei 8.000 x g für 15 min zentrifugieren. Aspirieren Sie den Überstand und verwenden Sie ihn für die weitere Analyse.
  3. Zubereitung von Rohextrakten
    1. Verwenden Sie eine sterile 0,22 μm Filtereinheit. Stellen Sie die Filtereinheit auf Eis und halten Sie die Vakuumpumpe fest. Den erhaltenen Überstand an die Oberseite des Filters übertragen. Schalten Sie die Vakuumpumpe ein, um die gefilterten Proben zu sammeln.
    2. Das Filtrat in einen Zentrifugalfilter (10 kDa, 15 mL) überführen, 30 min lang bei 4 °C, 3.000 x g zentrifugieren und die Probe auf mindestens 1400 μl konzentrieren.
    3. Entnehmen Sie die konzentrierte Probe und verdünnen Sie sie bei Bedarf mit vorgekühltem endotoxinfreiem PBS auf 1400 μl. Bewahren Sie die Probe unmittelbar nach der Verdünnung auf Eis auf.
      HINWEIS: Der Rohextrakt kann sofort verwendet oder mehrere Monate bei -80 °C gelagert werden.
  4. Trennung von Elektrofahrzeugen
    1. Bereiten Sie den Gradientenpuffer A und den Gradientenpuffer B wie unten beschrieben vor. Bereiten Sie den Puffer einen Tag im Voraus vor, da es mehrere Stunden dauert, bis sich die Verbindung vollständig aufgelöst hat. Der vorbereitete Puffer kann bei 4 °C 6 Monate gelagert werden.
      1. Herstellung von Gradientenpuffer A: 0,25 M Saccharose, 6 mM EDTA und 60 mM Tris in 800 mL endotoxinfreiem Wasser durch magnetisches Mischerrühren auflösen, wobei der pH-Wert mit Salzsäure auf 7,4 eingestellt wird. Mit endotoxinfreiem Wasser auf 1 l verdünnen. Verwenden Sie einen 0,22-μm-Filter mit Flaschenaufsatz, um den Puffer zu filtern.
      2. Herstellung von Gradientenpuffer B: 0,25 M Saccharose, 1 mM EDTA und 10 mM Tris in 800 mL endotoxinfreiem Wasser durch magnetisches Mischerrühren lösen, wobei der pH-Wert mit Salzsäure auf 7,4 eingestellt wird. Verdünnt auf 1 L mit endotoxinfreiem Wasser. Verwenden Sie einen 0,22-μm-Flaschenaufsatzfilter, um den Puffer zu filtern.
    2. Mischen Sie 1 Volumen Gradientenpuffer A und 5 Volumen Dichtegradientenmedium (das Medium besteht aus 60%iger Iodixanollösung), um die Arbeitslösung herzustellen.
    3. Herstellung von Iodixanollösung (10%, 20%, 40%): Zur Herstellung einer 10%igen Iodixanollösung mischen Sie 1 Einheit Arbeitslösung und 4 Einheiten Puffer B; für 20%ige Iodixanollösung 2 Einheiten Arbeitslösung und 3 Einheiten Puffer B mischen; Für 40% ige Iodixanollösung mischen Sie 4 Einheiten Arbeitslösung und 1 Einheit Puffer B. Bereiten Sie jede Lösung frisch vor und lagern Sie sie auf Eis.
      HINWEIS: Für jedes Experiment sollten frische Arbeitslösungen hergestellt werden, und es können zusätzliche 10 % der Lösungen hergestellt werden, um den experimentellen Fehler zu berücksichtigen.
    4. Die in Schritt 3.3.3 hergestellte Lösung wird mit 7 ml Dichtegradientenmedium zu einer 50%igen Iodixanollösung vermischt.
    5. Um einen Dichtegradienten herzustellen, fügen Sie Trypanblaulösung zu 40%iger Lösung und 10% (wt/vol) Iodixanollösung hinzu, um einen klaren Umriss zwischen den verschiedenen Schichten zu schaffen.
    6. Übertragen Sie 8 ml 50%ige Iodixanollösung auf den Boden des dünnwandigen Polypropylen-Zentrifugenröhrchens. Kippen Sie das Röhrchen um 70° und geben Sie 8 ml 40%ige Iodixanollösung auf die Flüssigkeitsoberfläche. Fügen Sie 8 ml 20%ige Iodixanollösung, dann 7 ml 10%ige Iodixanollösung und schließlich 2 ml endotoxinfreies PBS hinzu.
      HINWEIS: Das Vorbereiten eines Dichtegradienten erfordert Übung. Die Qualität des Dichtegradienten hat einen großen Einfluss auf die experimentellen Ergebnisse. Stellen Sie das Rohr nicht aufrecht zwischen verschiedenen Schritten des Zugabeprozesses, da sich dies negativ auf die Qualität des Dichtegradienten auswirkt.
    7. Kühlen Sie die Zentrifuge vorher vor und geben Sie den vorbereiteten Dichtegradienten in die Ultrazentrifuge. Eingabeparameter zum Start, Parameterwerte: 100.000 x g, 20 h, 10 °C.
    8. Für die manuelle Gradientendichtetrennung ziehen Sie langsam 2 mL der Lösung aus der Mitte der Oberfläche des Systems, die insgesamt 34 mL Flüssigkeit enthält. Jeder 2 ml ist ein Gradient, wodurch die Lösung des Dichtegradienten in 17 Gradienten unterteilt wird.
    9. Übertragen Sie die Dichtefraktionen mit einer Pipette in ein steriles Probenröhrchen und legen Sie sie sofort auf Eis. Klemmen Sie das Zentrifugenröhrchen zwischen Daumen und Zeigefinger, um sicherzustellen, dass es aufrecht bleibt.
  5. Rückgewinnung von Elektrofahrzeugen
    1. Mit einem vollautomatischen EVs-Extraktionssystem, das eine Unterdruckoszillation durch ein Doppelkupplungs-Ultraschalloszillationssystem auf dem Ultrafiltrationschip anwendet, werden Nukleinsäure- und Proteinverunreinigungen in der Probe durch die Nanopore entfernt und EVs abgefangen, was zur Anreicherung und Reinigung von EVs führt.
      1. Entfernen Sie das Filtrat in Schritt 3.4.7 und fügen Sie es dem Ultrafiltrationschip hinzu.
      2. Betreiben Sie das Gerät gemäß den Geräteanweisungen und sammeln Sie das gefilterte Filtrat, d. h. die mit Exosomen angereicherte Lösung. Der Hauptprozess ist in Abbildung 1 dargestellt.

4. Identifizierung von Elektrofahrzeugen

  1. Erfassung von Partikelgröße und -konzentration
    1. Bewerten Sie die Größenverteilung und das Zetapotenzial mit einem auf resistiver Impulsmessung (RPS) basierenden Nanocoulometerzähler. Wählen Sie für dieses Experiment Nanoporen-Chips mit einem Messbereich von 60-200 nm aus. Bewerten Sie außerdem die Partikelgrößenverteilung und das Zetapotenzial der EVs mit Hilfe eines Nanobibliothekszählers.
      1. Nehmen Sie eine angemessene Menge EVs-Lösung und verdünnen Sie sie in (1/10, 1/100, 1/1000, 1/10000).
      2. Unterschiedliche Verdünnungen von EV-Lösungen wurden zum Testen auf das Gerät gegeben.
      3. Das Verdünnungsvielfache mit besserer Stabilität wurde ausgewählt und erneut getestet, um genauere Daten zu erhalten.
  2. LPS- und BCA-Assay
    1. BCA-Assay: EVs mit RIPA-Puffer lysieren und dann die Proteine trennen. Bestimmen Sie den Proteingehalt der EVs mit dem BCA-Proteinkonzentrationsbestimmungskit.
    2. LPS-Assay: Fügen Sie mit dem Endotoxin-Nachweiskit Proben, einen Endotoxin-Detektor und chromogen gemäß den Schritten des Kits hinzu. Messen Sie die Extinktion bei 545 nm und berechnen Sie die LPS-Expression der externen Vesikel gemäß der Standardkurve.
  3. TEM-Bewertung: Für die Negativfärbung und TEM-Analyse werden die Proben auf ein lumineszierendes Kupfergitter aufgetragen, das mit einem kontinuierlichen Kohlenstofffilm beschichtet ist, und mit 0,75 % Uranylformiat gebeizt. Für Kryo-EM absorbieren Sie die EVs in ein 300-Mesh-EM-Kohlenstoffgitter mit hydrophiler Oberfläche und frieren sie in flüssigem Stickstoff ein. Beobachten und analysieren Sie die Gitter mit dem Cryo-TEM und zeichnen Sie die Bilder mit 22.000 Vergrößerungenauf 32.
  4. Charakterisierung von Proteinen: EVs mit RIPA-Puffer lysieren und anschließend die Proteine trennen. Bestimmen Sie die Proteinkonzentration mit dem BCA-Protein-Assay-Kit, trennen Sie die gleichen Proteinmengen aus jeder Probe mittels SDS-PAGE und färben Sie sie nach der Elektrophorese mit Coomassie-Blau-Farbstofflösung, um die Proteinprofilezu visualisieren 33,34.
  5. S-Sequenzierung und -Analyse: Extrahieren Sie genomische DNA aus den Stuhlproben mit einem Stuhl-DNA-Extraktionskit. Beurteilen Sie die Integrität und Konzentration der DNA durch Agarosegelelektrophorese und ein Spektralphotometer. Amplifizieren Sie die V3-V4-Region des 16S rRNA-Gens mit universellen Primern, reinigen Sie die PCR-Produkte, quantifizieren Sie sie und sequenzieren Sie sie auf der Illumina-Plattform. Führen Sie Datenanalysen mit der QIIME2-Pipeline35 durch.
    1. Klassifizieren Sie Amplikon-Sequenzvarianten (ASVs) mit DADA2 und gleichen Sie sie mit der Silva-Datenbank mit dem VSEARCH-Algorithmus ab. Verwenden Sie die α-Diversitätsanalyse, um den Artenreichtum und die Diversität innerhalb der Stichproben zu bewerten, hauptsächlich unter Verwendung von Indizes wie dem Shannon-Index und dem Chao1-Index. Die β-Diversitätsanalyse vergleicht die Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft zwischen Proben und wird in der Regel durch die Hauptkoordinatenanalyse (PCoA) visualisiert. Verwenden Sie Methoden der Differentialanalyse, wie z. B. die lineare Diskriminanzanalyse, die Effektgröße (LEfSe) und die Vulkandiagrammanalyse, um mikrobielle Taxa mit signifikant unterschiedlichen Bedingungen oder zwischen Gruppen zu identifizieren.

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Results

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Die EV-Konzentrationen wurden in verschiedenen Fraktionen bestimmt (Abbildung 2A). Die experimentellen Ergebnisse zeigten, dass die Konzentration der EVs in einer Reihe von Dichtegradientenlösungen ein typisches Normalverteilungsmuster aufwies (Abbildung 2B). Insbesondere in Fraktion 9 erreichte die Konzentration von EVs ihren höchsten Punkt (3,85 x 109), was darauf hindeutet, dass der Hauptverteilungsanteil von EVs 936 betrage...

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Discussion

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In dieser Studie konzentrierten wir uns auf die EVs der Darmmikrobiota bei salzempfindlichen Ratten mit einem HSD und erzielten eine Reihe wichtiger Erfolge. Zunächst wurde erfolgreich eine effiziente Extraktionsmethode auf der Grundlage der Dichtegradientenzentrifugation entwickelt, um EVs aus salzempfindlichen Darmmikrobiota von Ratten auf HSD zu isolieren, und die meisten Nicht-EV-Komponenten wurden durch einen sorgfältigen, standardisierten tierexperimentellen Manipulations- und Prob...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären, dass ihnen keine konkurrierenden finanziellen Interessen oder persönlichen Beziehungen bekannt sind, die die in diesem Artikel berichtete Arbeit beeinflusst haben könnten.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (82205240), der Natural Science Foundation der Provinz Sichuan (2025ZNSFSC1836) und dem Clinical Basic Project des Sichuan Provincial Orthopedic Hospital (PY202414) unterstützt.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Essential supplies
Zentrifugalfilter (10nkDa 2 mL)MilliporeUFC903096
Zentrifuge Tude(50 mL)BKMAN20220404
Zentrifuge TudesBECKMAN SCCHARZ30815SCA
VakuumfiltrationssystemBiosharp24902581
Reagenzien
Beyotime022124240705
Coomassie Blue SchnellfärbelösungBeyotimeZ972241010
EDTADamas-betaP3117308
Enhanced BCA-Protein-Assay-KitBeyotimeA006241112
EthanolKESH
HCl
OptiPrep (60% wt/vol, Iodixanol)Serumwerk00124
PBSLabshark130114005
PhosphotungssäureRUIXIN
SaccharoseDamas-betaP1917057
Tris (VWR)Damas-betaP3061764
Trypanblau-Färbelösung (0,4%)BeyotimeBD07242904
Equipment
Absorbance Microplate ReaderSpectraMaxABP01690
BiomicroscopeMoticBA210Digital
Desk ZentrifugeCenceCHT210R
Desktop Hochgeschwindigkeits-MikrozentrifugeDLABD3024
Aluminiumrotor mit festem Winkel + 500 mL ZentrifugalbecherCence
Hochpräzise elektronische WaageSKRBN-200
Laminar-Flow-SchrankNantong Hunan Scientific Instrument Co., Ltd.SW-CJ-2FDS
SW 32.1 Ti Schwenkschaufel turn+ SW 32.1 Ti RotorschaufelBECKMAN COULTER
TransmissionselektronenmikroskopJEOLJEM-1400FLASH
Rohrrotator
UltrazentrifugeBECKMAN SCCHAROptima XE-100
ReinstwassersystemULPHWUPR-II-15TNZ
Multifunktions-Vakuumpumpe für WasserzirkulationQiang QiangSHZ-D(III)
Chromogenes LAL-Endotoxin-Assay-Kit

References

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