Optische Kartierung von atrialen elektrophysiologischen und Kalziumhandhabungsauffälligkeiten in einem Rattenmodell der sterilen Perikarditis

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die duale optische Abbildung von Spannungs- und Kalziumtransienten in sterilen Perikarditis-Herzen der Ratten, um die durch die Entzündung induzierte atriale Remodellierung der postoperativen Vorhofflimmerung zu untersuchen.

Zusammenfassung

Postoperative Vorhofflimmern (POAF) tritt häufig nach einer Herzoperation auf und ist mit einer Vorhofentzündung und Umbildung verbunden. Das sterile Perikarditis-(SP)-Modell reproduziert diese Erkrankung bei Ratten und bietet eine wertvolle Grundlage, um die entzündungsinduzierte atriale Elektrophysiologie zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von Langendorff-perfundierten Rattenherzen nach der SP-Induktion und die Verwendung gleichzeitiger dualer optischer Kartierung zur Aufzeichnung transmembraner Spannungen und Calciumtransienten. Herzen werden mit dem spannungsempfindlichen Farbstoff RH237 und dem Kalziumindikator Rhod-2 AM gefärbt, während die Kontraktilität mittels Blebbistatin unterdrückt wird, um Bewegungsartefakte zu minimieren. Hochgeschwindigkeitsbildgebung ermöglicht die räumlich-zeitliche Kartierung der atrialen Aktionspotentiale und der Kalziumdynamik während kontrollierter Pacing-Protokolle. Quantitative Parameter umfassen Wirkungspotenzial-Dauer, Leitungsgeschwindigkeit, Kalzium-Transientdauer, Zeit bis zum Höhepunkt und Alternans Stärke. Die Methode ermöglicht eine präzise Bewertung der Vorhoffleitungsheterogenität, der Elektro-Kalzium-Kopplung und der Anfälligkeit für Arrhythmien unter entzündlichem Stress. Dieser visualisierte Ansatz bietet eine reproduzierbare und vielseitige Plattform zur Untersuchung von POAF-Mechanismen und zur Prüfung pharmakologischer oder genetischer Interventionen, die auf die atriale Remodellierung abzielen.

Einleitung

Postoperative Vorhofflimmern (POAF) ist eine häufige Komplikation nach einer kardiothorakalen Operation, gekennzeichnet durch vorübergehende Vorhofflimmerepisoden (AF), die typischerweise innerhalb von 2–4 Tagen nach der Operation ihren Höhepunkt erreichen. Obwohl POAF oft selbstbegrenzend ist, ist es mit einem erhöhten Schlaganfallrisiko, längeren Krankenhausaufenthalten und erhöhten Gesundheitskosten verbunden¹. Entzündlicher Stress im Vorhofmyokard gilt als ein wesentlicher Faktor für seine Pathogenese².

Das sterile Perikarditis-(SP)-Modell ist ein gut etabliertes Kleintiermodell zur Untersuchung von POAF ^3,4. In diesem Modell induziert die epikardiale Talkumanwendung eine lokale perikarde Entzündung, die postoperative Veränderungen nachahmt. Frühere Studien mit diesem Modell haben strukturelle Remodellierungen, veränderte Gap Junction-Expression und Kalziumhandhabungsauffälligkeiten gezeigt, die für Arrhythmogenese anfällig sind ^5,6,7. Konventionelle elektrophysiologische Techniken liefern jedoch nur begrenzte raumzeitliche Informationen, was es erschwert, die Heterogenität der Leitung und die Dynamik der Elektro-Kalzium-Kopplung über die intakte Vorhofoberfläche zu erfassen.

Die optische Kartierung ermöglicht eine gleichzeitige hochauflösende Bildgebung von transmembranären Spannungen und Calciumtransienten (CaT) über die atriale Oberfläche hinweg, was eine präzise Visualisierung der atrialen Leitung, Repolarisation und Calcium-Signalgebung⁸ ermöglicht. In diesem Protokoll beschreiben wir duale optische Abbildung in Langendorff-perfundierten SP-Rattenherzen. Dieser Ansatz ermöglicht die Quantifizierung von Leitgeschwindigkeit, Aktionspotenzialdauer (APD), CaT-Eigenschaften und Alternanen unter kontrollierten Pacing-Protokollen. Durch die Integration der elektrischen und kalziumverarbeitenden Begutachtung in eine entzündete Vorhofpräparation bietet die Methode ein wirkungsvolles Werkzeug zur Untersuchung der mechanistischen Grundlage von POAF und zur Erprobung gezielter therapeutischer Interventionen.

Protokoll

Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) unter der Zulassungsnummer [2024] IACUC Nummer 4241 genehmigt und gemäß institutionellen und nationalen Richtlinien durchgeführt. Während der gesamten Studie wurde strikte Einhaltung der Tierschutzrichtlinien eingehalten und klar definierte humane Endpunkte bestanden: Ratten mit anhaltender Lethargie, plötzlichem Gewichtsverlust von über 20 %, Atemnot, Unfähigkeit zum normalen Essen oder Trinken oder schweren postoperativen Komplikationen wurden sofort mit einer Überdosis Isofluran (5 % mit Sauerstoffzufuhr von 1 L/min) zur Linderung des Leidens eingeschläfert.

1. Herstellung von Lösungen und Reagenzien

1. Bereite modifizierte Tyrodlösung (in mM) vor: 128,2 NaCl, 4,7 KCl, 1,3 CaCl₂, 1,05 MgCl₂, 1,19 NaH₂PO₄, 20 NaHCO₃, 11,1 Glukose. Blase mit 95 % O₂/5 % CO₂, passe den pH-Wert auf 7,38–7,42 an und erwärme auf 37 ± 1 °C.
2. Blebbistatin: In DMSO auflösen (5 mg/mL), bei -20°C lagern, lichtgeschützt. Verwenden Sie bei 10 μM Endkonzentration.
3. RH237 (spannungsempfindlicher Farbstoff): In DMSO (2 mg/mL) auflösen, bei −20 °C lagern, lichtgeschützt. Verwenden Sie bei 2 μM Endkonzentration.
4. Rhod-2 AM (Kalziumindikator): In DMSO gelöst (1 mg/mL); Lagern Sie bei −20 °C, lichtgeschützt. Verwendung bei 0,89 μM Endkonzentration.
5. Pluronisches F-127 (Tensid): 20 % Lösung in DMSO (kommerziell erhältliche Reagenzien).
6. Natriumpentobarbital (1 %): 0,1 g in 10 mL Kochsalzlösung zur Anästhesie auflösen (40 mg/kg, i.p.).
   HINWEIS: Handhabung von Farbstoffen und DMSO-Beständen mit geeigneter PSA; Schütze Blebbistatin und Farbstoffe vor Licht. Halten Sie sich an Biosicherheits- und Chemikaliensicherheitsregeln.

2. Ausrüstung

1. Langendorff-System mit Temperaturregelung (37 ± 1 °C), Reservoir, Blasensäule und peristaltischer Pumpe (Durchfluss 10–12 mL/min).
2. Bildgebung: Hochgeschwindigkeits-CMOS-Kamera (≥ 1 kHz Bildrate; ≥ 80 × 80 Pixel Sichtfeld für das Atrium), LED-Anregungsquelle (530 ± 25 nm), dichroischer Strahlteiler (~630 nm), Emissionsfilter (Rhod-2 ~590 nm; RH237 >700 nm), Objektiv mit verstellbarer Blende, optischer Tisch mit Schwingungsisolierung. Anregungslichtquelle: LED-Laser mit maximalem Strom von 5 A, grünes Licht mit maximaler Leistung von 2,2 W.
3. Stimulation: Konstantspannungsstimulator, bipolare Pacing-Elektroden.
4. Physiologie: Unterwasser-EKG-Elektroden; Thermistorsonde; schwarzer Hintergrund (Kautschuk) zur Reduzierung der Lichtkontamination des Ventrikels; feine chirurgische Instrumente; Beatmungsgerät für Ratten. Ein detailliertes Inventar ist in der Materialtabelle verfügbar.

3. Induktion einer sterilen Perikarditis (SP) bei Ratten

1. Betäuben männliche Sprague-Dawley-Ratten (200–220 g) mit 1 % Natriumpentobarbital (40 mg/kg, I.P.). Anästhesietiefe bestätigen (Verlust des Pedalreflexes).
2. Intubieren Sie die Ratte mit einer Kanüle aus Polyethylen oder Metall unter direkter Visualisierung. Führen Sie den Schlauch vorsichtig in die Luftröhre ein, direkt über der Carina, und sichern Sie ihn, um eine Verschiebung zu verhindern. Verbinden Sie sich mit einem Beatmungsgerät auf ein Gezeitenvolumen von 2 mL/100 g, 55 Atemzüge/min, I:E = 1:1. Bestätigen Sie eine effektive Belüftung durch Beobachtung symmetrischer Brustausdehnung und stabiler Atmung.
   HINWEIS: Vermeiden Sie eine tiefe oder flache Platzierung, um eine Bronchialintubation oder eine unbeabsichtigte Extubation zu verhindern.
3. Bereite das Operationsfeld vor. Führen Sie eine kleine parasternale Thorakotomie durch (zweiter Interkostalraum in der Nähe des Brustbeins). Führe das Herz vorsichtig frei.
4. Heben Sie die Thymus an, um beide Vorhöfe zu visualisieren. Öffnen Sie vorsichtig das Perikard über den Vorhofflächen mit einer feinen Pinzette.
5. Tragen Sie sterile Talkum gleichmäßig auf die linke und rechte Vorhoffläche mit einem feinen Pfannenwender auf (Talkumpulver-Dosierung: 50 mg/100 g Körpergewicht der Ratte). Vermeiden Sie es, auf große Gefäße oder Ventrikel zu verlaufen. Ersetze die Thymus über den Vorhöfen, um die Talkumwanderung zu begrenzen.
6. Positionieren Sie die Brustmuskeln so, dass der interkostale chirurgische Schnitt bedeckt wird. Nach der Desinfektion mit 0,5 % Povidon-Jod werden Muskeln und Haut vernäht, um die Brusthöhle zu schließen, und Penicillin (160.000 U/100 g, I.P.) postoperativ verabreicht.
7. Sham: Thorakotomie ohne Perikardiotomie oder Talkum.
   HINWEIS: Trage eine dünne, gleichmäßige Talkumschicht nur auf das atriale Epikard auf; Übermäßige Talkum- oder ventrikuläre Kontamination erhöht die Sterblichkeit und kann atrial-spezifische Werte beeinträchtigen. Frühere Studien haben bestätigt, dass eine aseptische Perikarditis-Operation bei Ratten eine schwere Vorhofmyokarditis mit ausgeprägter Fibrose und erhöhten Entzündungsfaktoren verursacht, darunter IL-6, IL-1β und TGF-β1 ^3,9.

4. Herzisolierung und Langendorff-Perfusion

1. Am dritten Tag nach der Operation betäuben Sie die Ratten mit Isofluran (2-3 %) über einen Nasenkegel und verabreichen Sie systemisches Heparin (250 U/kg, i.p.), um die Bildung intravaskulärer Gerinnsel zu verhindern, die die koronare Durchblutung behindern und die Langendorff-Perfusion beeinträchtigen könnte. Dieser Zeitpunkt wurde auf Grundlage unserer früheren in vivo Ergebnisse ausgewählt, dass die AF-Induzierbarkeit 3–4 Tage nach SP³ ihren Höhepunkt erreicht, was die Erfassung der akuten, entzündungsbedingten arrhythmogenen Phase ermöglicht und gleichzeitig spätere Adhäsionen vermeidet, die die Farbstoffladung und optische Aufnahmen beeinträchtigen.
   HINWEIS: Bereiten Sie sich frisch vor, bevor Sie beginnen; Gleichgewicht Gas und Temperatur aus. Optik ausrichten und Filter/Dichroik bestätigen. Konfigurieren Sie die Erfassungssoftware (1-2 kHz, Belichtung 1 ms) und führen Sie eine Kalibrierung mit einer Leuchtstoffröhrenkarte durch.
2. Führen Sie eine schnelle mediane Thorakotomie durch, um die Brusthöhle freizulegen. Entfernen Sie das Herz en bloc mit einem Teil des Aortenbogens und tauchen Sie es sofort in eiskalte, sauerstoffreiche Tyrodlösung ein, um den Stoffwechsel zu stoppen und die Lebensfähigkeit des Gewebes zu erhalten. Untersuchen Sie sorgfältig das umliegende Bindegewebe und halten Sie eine Aortenlänge von 0,5 mm für die Kanunulation bei. Befestigen Sie die Aorta mit 4-0 Seidennähten an der Langendorff-Kanüle, um eine luftdichte Abdichtung zu gewährleisten und die untere Kante des Katheters mit dem oberen Rand des Vorhofs auszurichten. Beginnen Sie mit der retrograden Perfusion mit sauerstoffhaltigen Tyrode bei einer konstanten Durchflussrate von 10-12 mL/min, wobei die Perfusationstemperatur bei 37 ± 1 °C gehalten wird. Für die Reproduzierbarkeit sind die Spezifikationen der Rattenaortenkanüle wie folgt: Außendurchmesser: 1,4 mm; Innendurchmesser: 1,0 mm; Gesamtlänge: 3–4 cm; Einstichtiefe: etwa 0,5–1,0 cm in die Aortenwurzel; Spitzenform: leicht verjüngt; Material: Edelstahl oder stumpfe Metallrohre. Die Kanüle muss starr genug sein, um Perfusionsdrücken (typischerweise 60–80 mmHg) ohne zu biegen standzuhalten, und die Spitze sollte vermeiden, die koronare Ostia zu verstopfen.
3. Beobachten Sie das Herz auf sofortige Reperfusionseffekte. Eine erfolgreiche Durchblutung wird durch eine schnelle und schnelle Auswaschung des Restblutes aus dem Koronargefäß, die Wiederherstellung einer einheitlichen rosa Myokardfarbe und die Wiederaufnahme spontaner rhythmischer Kontraktionen angezeigt. Für weitere Experimente sind ein minimales Myokardödem und eine stabile Herzfrequenz (typischerweise 300–400 Schläge pro Minute) erforderlich. Gleichzeitig das Elektrokardiogramm des Herzens aufnehmen. Lassen Sie das Herz mindestens 20 Minuten unter konstanter Perfusion im Gleichgewicht bleiben, bevor Sie die optischen Kartierungsprotokolle einleiten.

5. Bewegungsunterdrückung und Entlüftung

1. Fügen Sie dem Perfusat Blebbistatin hinzu (letzte 10 μM). Blasen für ~10 Minuten, bis die Wehen aufhören.
2. Führen Sie einen hypotensiven Katheter über die Lungenvene über die Mitralklappe in den linken Ventrikel ein, um den Ventrikel zu dekomprimieren, wodurch der intrakavitäre Druck reduziert und gleichzeitig die Vorhofmorphologie und Signalintegrität erhalten bleiben. Für die Reproduzierbarkeit sind die Katheterspezifikationen: Außendurchmesser: 1,4 mm; Innendurchmesser: 1,0 mm; Gesamtlänge: 1,5 cm; Einführungstiefe ins Herz: 1,0 cm. Öffnen Sie keine Vorhöfe, um die atriale Geometrie und Signale zu erhalten.

6. Farbbeladung

1. Herzperfusion: Nach einem Herzstillstand wird das Herz bei Raumtemperatur mit einer konstanten Durchflussrate von 10–12 mL/min perfundiert.
2. Calciumindikatorfärbung: Rhod-2 AM (Endkonzentration 0,89 μM) und 20 μL 20 % Pluronic F-127 auf 100 mL Perfusionslösung hinzufügen. Lassen Sie das Herz etwa 30 Minuten lang mit dieser Lösung perfundieren, bis die Vorhöfe und Ventrikel eine gleichmäßige rote Fluoreszenz zeigen.
3. Spannungsempfindliche Farbstofffärbung: Fügen Sie RH237 (Endkonzentration 2 μM) zu 100 ml Perfusionslösung hinzu. Perfundieren Sie das Herz ~5 Minuten lang, bis die Vorhöfe und Herzkammern rosa erscheinen.
4. Erwärmen und Auswaschen: Das Herz zurück in das ursprüngliche Perfusionssystem übertragen. Erwärme sie auf physiologische Temperatur und perfundiere 5–10 Minuten, um nicht aufgenommene Farbe auszuwaschen.
   HINWEIS: Schwache CaT-Signale spiegeln oft eine unzureichende Rhod-2-Last wider; Verlängere das Laden um 10-15 Minuten und stelle sicher, dass Pluronic frisch ist. Wenn die Bewegung anhält, überprüfen Sie die Potenz von Blebbistatin und den Lichtschutz.

7. Bildgeometrie und Signalisolation

1. Setzen Sie das Herz in ein bildgebendes Bad mit 37 °C. Richten Sie das linke Atrium (LA) auf die Kamera aus. Richten Sie die primären und sekundären LED-Lichtquellen auf LA aus.
2. Stütze das Herz, um Drift zu verhindern; Zieht das Vorhof vorsichtig aus und sichert es mit Akupunkturnadeln für eine optimale Visualisierung. Decken Sie die Ventrikel mit schwarzen Gummifolien ab, um die Lichtverschmutzung der Ventrikel zu minimieren.
3. Positionieren Sie bipolare Stimulationselektroden am rechten Vorhof (RA). Platzieren Sie EKG-Elektroden in der Nähe der Vorhöfe für eine große P-Wellen-Einfangung.

8. Erwerbs- und Tempo-Protokolle

1. Starte die Kartierungssoftware (OMapRecord4.0 Software). Bildrate auf 1–2 kHz einstellen; die LED-Last auf 3-4 A anpassen; Sichtfeld, das das gesamte Los Angeles umfasst. Stellen Sie Verstärkung/Belichtung an, um eine Sättigung in beiden Kanälen zu vermeiden. Optimieren Sie den Kameragewinn und die Belichtung, um Sättigung zu vermeiden und gleichzeitig das Signal-Rausch-Verhältnis zu maximieren. Bildparameter: Belichtung 1 ms; maximale Kamerafrequenz 30 kHz; Abtastrate 12,5 kHz; Auflösung 2048 × 2048 Pixel; ROI-Bildrate bis zu 3,5 kHz; räumliche Auflösung 70 μm. Diese Einstellungen gewährleisten hochpräzise AP- und CaT-Aufnahmen.
2. S1S1-Pacing (Baseline): RA-Pacing bei 7 Hz (Pulsbreite 2-4 ms; doppelt diastolischer Schwellenwert). Erwerben Sie ≥ 5-Sekunden-Filme für APD/CaT-Dauer (CaD), Zeit-bis-Spitzenzeit und Leitungsgeschwindigkeit.
3. S1S2-Protokoll (Refraktorität/AF): 30 S1-Schläge bei 7 Hz liefern, dann eine einzelne S2; Verlangsamen Sie das S1-S2-Intervall von 140 ms in Schritten (10/5/1 ms) auf Refraktorität. Aufzeichnung der CaT-Erstarkung (A2/A1), effektive Refraktärphase (ERP), AF-Auslösbarkeit/-Dauer.
4. Inkrementeller Pacing (Alternans): Erhöht die RA-Pacing von 8 auf 18 Hz in 1-2 Hz-Schritten. Zeichnen Sie ≥ 5 S pro Rate auf, um Ca-ALT, APD-ALT und DIS-Alt zu quantifizieren. Speichern Sie gleichzeitige Dual-Channel-Filme und synchronisierte EKG/Stim-Spuren zur Analyse.
   HINWEIS: Halten Sie während des gesamten Tempos konstante Temperatur und Durchfluss; Hypothermie verringert die Wärmeleitung und übertreibt Alternans-Artefakte.

9. Datenverarbeitung und Quantifizierung

1. Optische Signale mit der Software OMapScope 4.0 analysieren. Ein 3×3-Gaußischer Raumfilter wurde angewendet, um Rauschen zu reduzieren und gleichzeitig die Signalmorphologie durch Mittelnmittelung jedes Pixels mit seinen Nachbarn zu erhalten. Aktivierungszeiten sind definiert als der Punkt des maximalen dF/dt während des Aufwärtsschlags, aus dem die Leitungsgeschwindigkeit berechnet wird, indem die lineare Entfernung zwischen den frühesten und letzten Aktivierungsstellen durch die entsprechende Aktivierungszeitdifferenz geteilt wird. APD_70/90 wurde definiert als die Zeit vom maximalen dF/dT des Aktionspotenzials bis zur 70 % oder 90 % Repolarisation der AP-Amplitude. CaD_70/90 wurde definiert als die Zeit vom Höhepunkt des Kalziumtransienten (Ca²⁺) bis zu 70 % oder 90 % Zerfall. Alternans wurden wie folgt quantifiziert: Ca-ALT wurde als 1 minus das Verhältnis der kleineren zu größeren mittleren CaT-Amplitude berechnet, APD-ALT als Differenz zwischen den längeren und kürzeren_{APD-80-Werten} , und DIS-ALT als räumlich außerphasenartige Alternane, die durch knotenartige Linien getrennt sind. Das RyR-Erholungsverhältnis wurde als Verhältnis zweier aufeinanderfolgender CaT-Spitzen (kleiner/größer) berechnet.

10. Kritische Parameter und Akzeptanzkriterien

1. Perfusion: 10–12 mL/min, 37 ± 1 °C; stabiler Sinus oder rhythmischer Rhythmus; LA gut durchströmt.
2. SNR: Upstroke dF/F ≥ 3 für beide Kanäle; Minimale Fotobleichung über das Aufnahmefenster.
3. Bewegung: Vernachlässigbare Restbewegung nach Blebbistatin; stabile Bildregistrierung über Frames hinweg.
4. Temperatur: Kontinuierliche Überwachung; Datensätze mit Bath < 36 °C oder > 38 °C während der Aufnahme ausschließen.

11. Statistische Analysen

1. Alle statistischen Analysen wurden mit GraphPad Prism 9 durchgeführt. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. Die Normalität der Datenverteilung wurde mit dem Shapiro-Wilk-Test bewertet. Für Daten mit Normalverteilung wurden die Unterschiede zwischen den beiden Gruppen mit einem ungepaarten zweiseitigen Student's-t-Test analysiert; für nicht normal verteilte Daten wurde der Mann-Whitney-U-Test angewendet. Kategoriale Variablen wurden mit dem^χ-2-Test analysiert. Ein P < 0,05 galt als statistisch signifikant.

Ergebnisse

AF-Induktibilität
Eileiterschwangeraktivität und Wiedereintritt sind wesentliche Mechanismen, die zur POAF-Initiierung und -Fortführung^{beitragen 2}. Die Wiedereintrittswellenlänge (λ) wird durch das Produkt von ERP und Leitungsgeschwindigkeit (CV) bestimmt, d. h. λ = ERP × CV. Bei Schein-operierten Herzen löste das S1S2-Pacing stabile Vorhofreaktionen ohne Arrhythmie aus (Abbildung 2A). Im Gegensatz dazu zeigten SP-behandelte Herzen häufig abnormale...

Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt die duale optische Abbildung von APs und CaTs in isolierten Rattenherzen nach SP, einem entzündungsbedingten Modell des POAF. Die gleichzeitige hochauflösende Aufzeichnung von Vm- und Ca^2+- Signalen über die intakte Vorhofoberfläche unter programmierbarer Pacing ermöglicht die Bewertung von APD, Zeit bis zum Spitzenpunkt, Leitungsgeschwindigkeit, räumlicher Heterogenität der Repolarisation, CaD, CaT-Amplitude, CaT-Zeit bis Peak und regionaler Ca-Han...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Blebbistatin	Abcam	ab120425
CaCl2	Sigma-Aldrich	10043-52-4
CMOS-Kamera	MappingLab	OMS-PCIE-2002
EKG-System	Chengdu Techman	BL-420F
FE32-Meter	Mettler Toledo	30254108
Filter/dichroische Spiegel	MappingLab	RH237 >700 nm; CaT 590 nm
Glukose	Sigma-Aldrich	921-60-8
Imgae-Bad	MappingLab	N/A
KCl	Sigma-Aldrich	7447-40-7
Langendorff-Perfusionssystem	Radnoti / Custom	N/A
LED-Quelle (530 ± 25 nm)	MappingLab	N/A
MgCl2	Sigma-Aldrich	7786-30-3
NaCl	Sigma-Aldrich	7647-14-5
NaH2PO4	Sigma-Aldrich	10049-21-5
NaHCO3	Sigma-Aldrich	144-55-8
OMapRecord4.0 Software	MappingLab	N/A
OMapScope4.0 Software	MappingLab	N/A
Peristaltische Pumpe	Cole-Parmer	Masterflex® L/S®
Pluronic F-127	Invitrogen	P3000MP
RH237 (Spannungsfarbe)	Thermo Fisher / Invitrogen	S1109
Rhod-2 AM (Ca-Indikator)	Thermo Fisher / Invitrogen	R1245MP
Beatmungsgeräte für kleine Tiere	YUYANBIO	V-100
Natriumpentobarbital	Sigma-Aldrich	P3761
Sprague-Dawley-Ratten (200 & Strich; 220 g, männlich)	Lokal zertifizierter Anbieter	N/A
Steriles Talkpulver	Sigma-Aldrich	T1586
Stimulator	MappingLab	LEDC-2002
Wasserbad (temperaturgesteuert)	Ningbo Xinzhi	SC-15