Fixed-Volume-Intercept-Ansatz für die Bewertung der seriellen Kontraktilität mit geschlossenen Brustdruck-Volumen-Schleifen in einem porcinen Modell

Zusammenfassung

Dieses Protokoll zielt darauf ab, ein praktikables, geschlossenes Brustschweine-Protokoll bereitzustellen, um die lastunabhängige LV-Kontraktilität seriell zu quantifizieren, indem V₀ fixiert und Einzelschlag-Ees berechnet werden, wodurch wiederholte IVC-Okklusionen eliminiert werden, um Sicherheit und Stabilität in hämodynamisch fragilen, akuten Experimenten zu erhöhen.

Zusammenfassung

Die endsystolische Druck-Volumen-Beziehung (ESPVR) gilt weithin als Goldstandard, lastunabhängiger Beschreiber der linksventrikulären (LV) Kontraktilität. Praktisch wird ESPVR oft als eine gerade Linie angenähert, die durch seine Steigung – endsystolische Elastanz (Ees), ein direkter Index des kontraktilen Zustands – und seinen Volumenachsen-Intercept (V₀), das theoretische LV-Volumen bei null Druck, definiert ist. In vivo wird ESPVR klassisch aus seriellen Inferioren der Vena cava (IVC) abgeleitet, die mit gleichzeitiger Überwachung des LV-Druck-Volumen-Katheters durchgeführt werden. In Krankheitszuständen wie dem kardiogenen Schock kann die erforderliche Vorlast-Depletion jedoch reflexartige Tachyarrhythmien sowie vorübergehende oder anhaltende hämodynamische Instabilität auslösen, was die Machbarkeit und Interpretierbarkeit einschränkt. Daher sind Methoden zur in vivo Beurteilung der Inotropie während hämodynamisch fragilen Zuständen erforderlich.

Dieses Protokoll zielt darauf ab, ein praktisches experimentelles Modell zu beschreiben, in dem V₀ einmal unter stabilen Basisbedingungen bestimmt und dann für eine nachfolgende Einschlag-Ees-Schätzung aus LV-PV-Schleifen festgehalten wird. Dieser Ansatz, der Schritt für Schritt detailliert für akute Großtierstudien verwendet wird, ermöglicht eine kontinuierliche serielle Bewertung der Kontraktilität ohne wiederholte IVC-Okklusionen. In einem porcinen kardiogenen Schockmodell wurde zuverlässig lastunabhängige Veränderungen der Myokardialleistung verfolgt, während Arrhythmien und hämodynamische Instabilitäten durch Vorlastreduktion vermieden werden. Die Methode eignet sich daher gut für akute, geschlossene Brustexperimente, bei denen die ventrikuläre Geometrie unverändert bleibt und die Kontraktilität hauptsächlich die ESPVR-Steigung und nicht deren Schnittpunkt moduliert. Dennoch stellt die Annahme von festem V₀ eine methodische Vereinfachung dar, die gezielte systematische Fehler einführt und nur angewendet werden sollte, wenn wiederholte Vorlastmanipulation unpraktisch oder unsicher ist. Bei strukturellen Umbauten, tiefgreifender LV-Dilatation oder deutlichen Veränderungen des thorakalen Drucks muss V₀ neu geschätzt werden. Insgesamt bietet dieses Protokoll einen praktikablen und physiologisch fundierten Ansatz zur Bewertung der seriellen Kontraktilität in instabilen Großtiermodellen, wobei methodische Strenge mit experimenteller Sicherheit und Praktikabilität in Einklang gebracht werden.

Einleitung

Die linke ventrikuläre (LV) Kontraktilität ist die intrinsische Fähigkeit des Myokards, unabhängig von den Belastungsbedingungen Druck zu erzeugen ^1,2,3. Sie ist ein entscheidender Determinant für das Volumen des Herzschlaganfalls, des Herzvolumens und des Blutdrucks. Daher kann das Herz bei akuter Myokardischämie schnell an Kontraktilität verlieren⁴. Daher kann eine beeinträchtigte myokardiale Kontraktilität zu akuter Herzinsuffizienz und kardiogenem Schock (CS)⁵ führen. CS führt zu einer Hypotonie und unzureichender Organdurchströmung, was trotz intensiver Therapie^zu einer hohen Sterblichkeit (30–50% im Krankenhausaufenthalt) ^führt. Gängige medizinische Therapien beinhalten inotrope Wirkstoffe wie Noradrenalin, Dobutamin und Milrinon, die die Kontraktilität erhöhen, aber auch direkt den Gefäßtonus⁷ beeinflussen können. Die Beurteilung der Kontraktilität ist besonders interessant bei der Untersuchung neuer pharmakologischer Behandlungen, bei der Bewertung des Krankheitsschweres oder bei der Arbeit mit experimentellen Modellen.

Traditionelle Metriken wie LV-Auswurffraktion oder dP/dt(max) sind lastabhängig und können den tatsächlichen kontraktilen Zustand bei Änderungen von Vor- oder Nachlaständerungen falsch darstellen. Dies unterstreicht den Wert lastunabhängiger Kontraktilitätsindizes wie der endsystolischen Elastanz (Ees), die die Myokardinleistung^{zuverlässiger verfolgen können}.

Daher wurden Methoden zur Bewertung der Kontraktilität in vivo entwickelt, wobei die Druck-Volumen-(PV)-Analyse als Goldstandard in der experimentellen Forschung gilt⁸. Der klassische in vivo Ansatz zur Quantifizierung von Ees besteht darin, eine Okklusion der inferioren Vena cava (IVC) durchzuführen, um die Vorbelastung schrittweise und vorübergehend zu reduzieren. Durch die Erfassung gleichzeitiger Endsystolischer Druck- (ESP) und Endsystolischer Volumenpunkte (ESV) während dieser Vorlastreduktion kann eine Regressionslinie von ESPVR angepasst und ihre Steigung Ees bestimmt werden, wobei der x-Intercept dieser Linie als V₀ definiert wird – das theoretische Volumen bei Null-Druckerzeugung. In fragilen Zuständen wie CS kann selbst eine kurze IVC-Okklusion jedoch schwere Hypotonie, Arrhythmien oder eine weitere Beeinträchtigung der Endorganperfusion in einem bereits kritisch niedrigen Herzausgabezustand verursachen, was die Machbarkeit und Interpretierbarkeit einschränkt.

Im vorliegenden Studienprotokoll wird eine praktische Alternative zur traditionellen IVC-Okklusionsmethode für den Einsatz in akuten, geschlossenen Brustexperimenten präsentiert, bei der eine einzelne IVC-Okklusion unter stabilen Ausgangsbedingungen durchgeführt wird, um den Volumenachsen-Interzept V₀ zu bestimmen. Dieser Wert wird dann für nachfolgende Einzelschlag-Ees-Schätzungen als konstant angenommen. Dieser Ansatz baut auf Belegen aus isolierten und intakten Tierstudien auf, die zeigen, dass akute inotrope Veränderungen hauptsächlich die ESPCR-Steigung (Ees) verändern, während der Intercept weitgehend stabil^{bleibt 2,9,10}. Durch das Vermeiden wiederholter Verschlüsse minimiert die Methode Arrhythmien und hämodynamische Instabilität, während eine präzise, lastunabhängige Bewertung der LV-Kontraktilität erhalten bleibt. In diesem Protokoll wird diese Strategie in einem geschlossenen Brustschweine-Modell der CS mit einem aufnahmebasierten PV-Katheter angewandt, basierend auf Erfahrungen aus früheren Studien 4,8,11,12,13,14,15,16. Obwohl dieser Ansatz mit festem Interzept für akute, geschlossene Brust-Experimente mit stabiler ventrikulärer Geometrie gedacht ist, ist seine Anwendbarkeit in Situationen mit sich entwickelnder Kammergröße, veränderten thorakalen Drücken oder struktureller Umgestaltung begrenzt; diese praktischen Einschränkungen sollten bei der Bewertung der Eignung der Methode für eine bestimmte Studie berücksichtigt werden. Im Gegensatz zu früheren Einzeltakt- oder modellbasierten Ansätzen bestimmt dieses Protokoll V₀ empirisch unter stabilen Ausgangsbedingungen und wendet es dann im gesamten Experiment an, wodurch eine sicherere und praktikablere Alternative zur seriellen, lastunabhängigen Kontraktilitätsbewertung in hämodynamisch fragilen Großtiermodellen angeboten wird.

Protokoll

Dieses Protokoll ist vom Dänischen Tierforschungsinspektorat genehmigt (Genehmigungsnummer: 2023–15–0201–01466, erteilt am 19.06.2023). Weibliche dänische Landrace-Schweine mit einem Gewicht von etwa 60 kg wurden verwendet. Die Reagenzien und die verwendete Ausrüstung sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Anästhesie und Belüftung

1. Vornarkose das Schwein mit einer intramuskulären Injektion von 1 mL/kg Anästhetikum, das 25 mg/mL Tiletamin, 25 mg/mL Zolazepam, 2,5 mL Butorphanol (10 mg/mL), 1,25 mL veterinärmedizinisches Ketaminol (100 mg/mL) und 6,25 ml veterinärmedizinisches Xylazin (20 mg/mL) enthält.
   HINWEIS: Die präanästhetische Verabreichung reduziert Stress, Nozizeption und die Freisetzung von Katecholamin während des Transports.
2. Transportieren Sie das Tier von den Farmanlagen zu den Forschungseinrichtungen.
3. Stellen Sie einen intravenösen (I.V.) Zugang in einer marginalen Ohrvene mit einem 18-20 G Venenkatheter ein (Abbildung 1) her. Fixieren Sie den I.V.-Katheter mit geeignetem Klebeband oder Gipsmaterial. Bündig mit 10 ml Kochsalzlösung, um eine korrekte Platzierung sicherzustellen.
   HINWEIS: Eine subkutane Ausbuchtung kann nach einer Kochsalzlösungsspülung auftreten, wenn der Katheter nicht korrekt platziert ist. Erwägen Sie, im Gegenohr einen zusätzlichen zusätzlichen Ersatz-Infusionszugang im gegenüberliegenden Ohr einzusetzen, falls der Katheter verrutscht wird.
4. Befestigen Sie einen Pulsoximetriesensor zur frühzeitigen Überwachung der arteriellen Sauerstoffsättigung.
   HINWEIS: Bei Hypoxie mit einer Sauerstoffsättigung unter 90 % verabreichen Sie 100 % Sauerstoff über der Schnauze des Schweins, bis die Normoxie wiederhergestellt ist. Stellen Sie vor Schritt 5 eine ausreichende Sauerstoffsättigung sicher.
5. Stellen Sie das Ferkel in Rückenlage auf den Operationstisch. Intubieren Sie das Ferkel mit einer 7,5–8,0 mm großen inneren Trachealröhre mittels direkter Laryngoskopie. Überprüfen Sie die korrekte Platzierung des Schlauchs, indem Sie anhaltenden exspiratorischen Kohlendioxid am Beatmungsgerät beobachten. Pumpen Sie die Manschette am Endotrachealrohr auf und befestigen Sie den Schlauch an der Schnauze.
6. Passen Sie die Beatmungseinstellungen an und beginnen Sie mit der Überdruckbelüftung mit den folgenden Einstellungen:
   1. Druckgesteuerte, volumengesteuerte Belüftungseinstellung.
   2. Gezeitenvolumen 8 mL/kg.
   3. Positiver Endexpirationsdruck von 5 cmH₂O.
   4. Das Titrat hat einen Sauerstoffanteil zu Normoxie inspiriert, z. B. eine arterielle Sauerstoffsättigung >94%.
   5. Titrate der Atemfrequenz zu Normokapnien, z. B. arteriellem CO-2-Partialdruck 4,5–5,5 kPa.
7. Beginnen und halten Sie die Vollnarkose über den I.V.-Zugang mit Propofol bei 3,5–4,5 mg/kg/h und Fentanyl bei 12,5–15,5 μg/kg/h aufrecht. Beurteilen Sie die Anästhesietiefe anhand fehlender Hornhaut- und Ziliarreflexe sowie fehlender Reaktion auf schädliche Stimulation. VORSICHT: Lassen Sie Tiere zu keinem Zeitpunkt unbeaufsichtigt. Stellen Sie sicher, dass alle Versuchsmitarbeiter die richtige Ausbildung erhalten und die Anästhesietiefe korrekt überwachen können.
8. Befestigen Sie ein 3-Kanal-EKG (rechte Vordergliedmaße, linke Vordergliedmaße, linke Hintergliedmaße).
9. Setzen Sie einen Harnkatheter in die Harnblase und verbinden Sie das äußere Ende mit einem Probebeutel.
10. Überwachen Sie die Kerntemperatur mit einer rektalen Sonde.
    HINWEIS: Die normale Körperkerntemperatur bei einem erwachsenen Schwein beträgt 38,5–39,5 °^{C 17}. Unterkühlung sollte mit aktiven Heizgeräten korrigiert werden, z. B. durch beheizte Decken, um eine durch Unterkühlung induzierte Veränderung der Hämodynamik oder Arrhythmien zu verhindern.

2. Ultraschallgeleiteter intravaskulärer Zugang

1. Stellen Sie die folgenden intravaskulären Zugänge mit Ultraschallanleitung und der Seldinger-Technik fest. Diese Zugänge ermöglichen eine einmalige Beurteilung der Ees.
   1. Führe eine 8-Fr-Scheide in eine gemeinsame Halsschlagader ein.
      HINWEIS: Diese Hülle wird verwendet, um den LV-PV-Katheter einzuführen.
   2. Führe eine 12-Fr-Scheide in eine Oberschenkelvene.
      HINWEIS: Diese Hülle wird verwendet, um den IVC-Okklusionsballon einzuführen.
2. Stellen Sie die folgenden intravaskulären Zugänge unter Verwendung von Ultraschallanleitung und der Seldinger-Technik her. Diese Zugänge ermöglichen eine hämodynamische Überwachung.
   1. Führe eine 7 Fr-Hülle in eine Oberschenkelarterie.
      HINWEIS: Diese Scheide wird für invasive Blutdruckmessungen verwendet. Der invasive arterielle Blutdruck kann auch an anderer Stelle gemessen werden, zum Beispiel an einer Arterie der Extremität.
   2. Führe eine 8-Fr-Scheide in eine äußere Halsvene ein.
      HINWEIS: Diese Scheide wird für das Einsetzen eines Pulmonalarterienkatheter und zur Beurteilung des Pulmonalarteriendrucks verwendet.
3. Stellen Sie intravaskuläre Zugänge fest, die für das gewünschte Krankheitsmodell benötigt werden. In diesem Fall wird folgender intravaskulärer Zugang festgelegt.
   1. Setzen Sie wie in Schritt 1.1 eine 8-Fr-Scheide in die entgegengesetzte gemeinsame Halsschlagader ein. Diese Scheide wird für die koronare Katheterisation und Embolisation verwendet, die CS induziert.
      HINWEIS: Weitere Zugriffe können gemäß dem Studienprotokoll eingerichtet werden.
4. Um die korrekte Platzierung der intravaskulären Scheiden sicherzustellen, entnehmen Sie aus jeder Scheide Blut mit einer 10-ml-Spritze. Eine korrekt platzierte Scheide zeigt keinen Widerstand, wenn Blut abgesaugt wird oder mit Kochsalzlösung gespült wird.
5. Nähen Sie alle Scheiden an die Haut und verbinden Sie alle Hüllen mit den entsprechenden Überwachungssystemen.
   HINWEIS: Die Scheiden sollten häufig gespült werden, um Blutgerinnsel in den Scheiden zu vermeiden. Alternativ können Schweine je nach Studienprotokoll heparinisiert sein.
6. Nach der Druckkalibrierung gemäß den Anweisungen des Herstellers wird der LV-PV-Katheter wie zuvor beschrieben⁸ (Abbildung 1) eingesetzt.

3. Linkerventrikulärer Druck-Volumen-Katheter und Platzierung des unteren Venavena-Cava-Ballons

1. Vor dem Einsetzen des PV-Katheters führen Sie für jedes Tier eine Kalibrierung der Blutresistivität durch.
   1. Nehmen Sie Blut in ein 0,5-ml-kryogenes Fläschchen. Führen Sie sofort nach der Blutentnahme eine Blutresistivitätsmessung mit der Kalibrierungssonde durch.
2. Führen Sie den LV-PV-Katheter durch eine 8-Fr-Karotishülle ein. Während der niedrigdosierten fluoroskopischen Führung folgen Sie dem Pigtail des LV-PV-Katheters zur Aortenklappe. Führen Sie während der Systole durch die Aortenklappe.
   HINWEIS: Es sollte zu keinem Zeitpunkt während des Verschiebens des LV-PV-Katheters Widerstand geben.
3. Platziere die Spitze des LV-PV-Katheters so nah wie möglich an den LV-Apex.
4. Folgen Sie dem Protokoll des Herstellers, um die entsprechende Anzahl von Aufzeichnungsvolumensegmenten auszuwählen, um die Position des LV-PV-Katheters basierend auf den aufgezeichneten Phasen- und Magnitudensignalen zu optimieren.
   HINWEIS: Der Standort des Katheters ist für die Datenerhebung sehr wichtig. Der Ort kann mittels fluoroskopischer Führung bestätigt werden. Die korrekte Positionierung kann jedoch auch anhand der Phasenwerte bestätigt werden. Das Signal sollte einen Mittelwert von <10° und eine periodische Form haben. Während der Platzierung des PV-Katheters sollte das richtige Segment ausgewählt werden. In der Anfangskonfiguration (Segment 1) sind die Elektroden 1 bis 4 aktiv. In dieser Position wird das gemessene Volumen oft unterschätzt, typischerweise weil die Elektroden zu weit von der Aortenklappe entfernt liegen. Im Segment 2 sind die Elektroden 1, 2, 4 und 5 aktiv; je nach ventrikulären Maßen kann diese Konfiguration weiterhin Signale mit niedrigem Volumen erzeugen. Beim Vorwärtsverfahren zu Segment 3 werden Elektroden 1, 2, 5 und 6 verwendet, die bei erwachsenen Schweinen in der Regel physiologische Volumina und entsprechend geformte PV-Schleifen liefern. Ein weiterer Vorrücken zu Segment 4 (Elektroden 1, 2, 6 und 7) kann das Messfeld über die ventrikuläre Länge hinaus verlängern und in kleineren Herzen ungenaue Signale erzeugen.
5. Führen Sie den IVC-Ballon durch die 12-Fr-Femurvenenscheide ein und führen Sie den Ballon durch Fluoroskopie auf das Zwerchfellniveau.
   HINWEIS: Das Experiment kann auf dieser Ebene pausiert werden, um die Hämodynamik vor Beginn des Forschungsprotokolls zu stabilisieren. Abnormale hämodynamische, belüftungs- und Elektrolytwerte können in diesem Schritt korrigiert werden. Eine Stabilisierungsperiode von 1–2 Stunden reicht oft aus: 13,14,15,16.

4. Baseline-Messungen und Bestimmung von V₀

1. Bei einer gesunden Basislinie und der beschriebenen Instrumentierung wird die Kalibrierung aller Geräte durchgeführt, einschließlich des LV-PV-Katheters, wie vom Hersteller beschrieben und an anderer Stelle ausführlich beschrieben⁸.
   HINWEIS: Sowohl Druck als auch Volumen sollten je nachdem, ob der Katheter Admittanz- oder Leitfähigkeitstechnologien verwendet, kalibriert werden. Die Druckkalibrierung sollte vor dem Einsetzen des Katheters durchgeführt werden. Kurz gesagt umfasst die Kalibrierung folgende Schritte:
   1. Führen Sie vor dem In-vivo-Einsetzen des LV-PV-Katheters eine Druckkalibrierung durch.
   2. Stellen Sie einen stabilen Sinusrhythmus sicher.
   3. Bei der Verwendung von Admittanztechnologie-basierten Kathetern wird das Schlagvolumen verwendet, das vom Pulmonalarterienkatheter abgeleitet ist, um das Volumen zu kalibrieren.
      HINWEIS: Ein Basisvolumenkalibrierungsscan sollte während der transienten End-Expiratorenapnoe durchgeführt werden.
2. Führen Sie eine vorübergehende End-Atmen-Pause für die Dauer von 10–15 Herzzyklen durch, um Ausgangswerte zu erhalten.
   HINWEIS: Nach jedem end-expiratorischen Atemanhalten lassen Sie das Tier sich erholen, bis sich die hämodynamischen Werte wie Herzfrequenz und Blutdruck sowie atemmechanische Werte wie arterielle Sauerstoffsättigung und end-expiratorisches_CO2 normalisiert haben.
3. Zur Bestimmung von V₀ führen Sie folgende Schritte durch:
   1. Machen Sie einen weiteren end-exspiratorischen Atemanhalt und warten Sie ein paar Herzschläge, bevor Sie den IVC-Ballon langsam aufblasen, bis der LV-Druck unter 50 mmHg liegt. Entlüften Sie den Ballon schnell und nehmen Sie die Belüftung wieder auf.
      HINWEIS: Dieses Verfahren verringert die LV-Vorspannung schrittweise, und PV-Schleifen müssen während der Vorlastreduktion ^1,2,3 eine progressive Verschiebung nach links und unten zeigen (Abbildung 2A und Abbildung 3A).
   2. Lassen Sie die Tiere sich erholen, folgt jeder IVC-Verschluss und Atemhalt, bis Normoxia, Normokapnie und Normotension wiederhergestellt sind. Dies dauert in der Regel 2–3 Minuten. Führen Sie zwei weitere Runden IVC-Verschluss durch. Sorgen Sie für stabilen Sinusrhythmus.
      HINWEIS: Gelegentlich kann die Aufblasung des IVC-Ballons zur Verringerung der Vorbelastung Arrhythmien oder ventrikuläre Extrasystolen auslösen, die den Blutfluss stören und somit die Datenanalyse erschweren können. In diesem Fall sollte eine langsamere Aufblasung des IVC-Ballons durchgeführt werden. Es sollten drei unabhängige Verschlüsse ohne Arrhythmien durchgeführt werden.
   3. Nach den drei Verschlüssen sind keine weiteren IVC-Verschlüsse mehr erforderlich. Der IVC-Ballonkatheter kann entfernt werden.
4. In LabChart 8 Pro öffnen Sie das integrierte PV-Loop-Modul. In Analysieren, Auswahl Okklusion. Wählen Sie während der Vorlastreduktion manuell sequentielle Schleifen zur Analyse aus. Schließen Sie ektopische Schläge und benachbarte Zyklen aus. Wenden Sie lineare oder quadratische Passung über das Dropdown-Menü an.
   HINWEIS: V₀ kann direkt nach den Basismessungen oder während der nachträglichen Datenanalyse berechnet werden. Für jeden aufbewahrten Zyklus während der Vorlastreduktion werden ESP und ESV anhand der Standarddefinitionen des Moduls identifiziert.
   1. Nutzen Sie die integrierte Funktion der Software, um die ausgewählten Herzzyklen zu analysieren. 10 Schleifen sollten während der progressiven Vorlastreduktion analysiert werden. Alle Herzschläge werden überprüft und Eileiterschläge oder Artefakte manuell ausgeschlossen und nur monotone, gleichmäßig verlaufende Schleifen erhalten bleiben. Bei Wunsch wurden automatisierte Datenreinigungsmethoden^{beschrieben 18}.
      HINWEIS: Während der IVC-Okklusion ist die LV anfällig für Arrhythmien. Bei supraventrikulären oder ventrikulären ektopischen Schlägen sollten diese Schläge zusammen mit dem vorherigen und dem folgenden Herzschlag entfernt werden (Abbildung 2B). Darüber hinaus kann die IVC-Okklusion je nach Herzfrequenz Barorezeptorreflexe auslösen, die die Inotropie beeinflussen können.
   2. Bei gespeicherten Herzschlägen stellen Sie manuell sicher, dass die integrierte Funktion der Software den endsystolischen Druck und das Volumen korrekt identifiziert.
   3. Passt auf die ESPVR-Linie.
      HINWEIS: In erster Linie kann eine linear angepasste ESPVR-Linie ^1,2 verwendet werden (Abbildung 2A). Die ESPVR-Linie kann jedoch kurvenlinear ^1,19,20,21 sein (Abbildung 3). Wenn der ESPVR sichtbar kurvlinear ist, wenden Sie eine akzeptierte nichtlineare Passung auf das ESPVR an, z. B. quadratische Regression über die Dropdown-Menüs^{19, 21, 22}. Analysesoftware wie LabChart 8 Pro ermöglicht mehrere Optionen. Wenn der ESPVR visuell einer geraden Linie folgt, sollte eine lineare Kleinste-Quadrat-Anpassung angewendet werden; wenn Krümmung erkennbar ist, kann eine quadratische Passung verwendet werden. VORSICHT: Die Auswahl der linearen versus quadratischen ESPPR-Anpassung sollte sowohl durch objektive Passform aus dem integrierten Modul als auch durch die visuelle Inspektion der ESPPR-Form geleitet werden. Vordefinierte Entscheidungsregeln sollten angewendet werden, z. B. kann ein quadratisches Modell bevorzugt werden, wenn es das angepasste R² um ≥0,05 im Vergleich zur linearen Passung verbessert (Abbildung 4)²³; jedoch muss immer eine visuelle Inspektion der Schleifenmorphologie und der Restmuster durchgeführt werden, um die physiologisch plausible Krümmung zu bestätigen. Kleine numerische Verbesserungen in R² ohne konsistente visuelle Belege für Krümmung sollten die Verwendung einer nichtlinearen Anpassung nicht rechtfertigen.
   4. Berechnen Sie V₀ aus der angepassten ESPVR-Linie, linear oder kurvilinear, als Schnittpunkt mit der X-Achse.
      HINWEIS: Modellform und Passgenauigkeit sollten dokumentiert werden. Wenn eine signifikante Konvexität des ESPVR beobachtet wird, können lineare Anpassungen die wahre Elastanz bei höheren Drücken unterschätzen und bei niedrigeren Drücken überschätzen (Abbildung 4). In diesen Fällen wird für die Bestimmung des V₀ quadratische Anpassung empfohlen, wie in Schritt 4.3 beschrieben. Obwohl die Schätzung des einzelnen Schlags von Ees notwendigerweise linear ist, ist das Bewusstsein für die ESPVR-Krümmung unerlässlich, da nichtlineares Verhalten serielle Messungen beeinflussen kann, insbesondere bei großen Nachlaständerungen.
   5. Wiederholen Sie den Ansatz über die drei unabhängigen Okklusionen hinweg und nehmen Sie den Mittelwert der drei V-0-Messungen.
      HINWEIS: Negativ V₀ impliziert kein physikalisch bedeutungsvolles negatives ventrikuläres Volumen; vielmehr spiegelt es die Grenzen des linearen ESPPR-Modells und die zugrundeliegende Nichtlinearität der ventrikulären Mechanik wider, insbesondere bei niedrigen Volumina und Drücken. Das Auftreten von negativem V₀ tritt häufiger in Ventrikeln mit hoher Kontraktilität auf, insbesondere wenn lineare Anpassungen über höhere Lastbereiche angewendet werden.
5. Berechnen Sie Ees als die Steigung der Linie zwischen V₀ und dem mittleren endsystolischen Druck und Volumenpunkt ab Schritt 2.
   HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt wurden Basismessungen durchgeführt, und das relevante Krankheitsmodell kann nun angewendet werden. Das Experiment kann auf dieser Ebene pausiert werden, um normale Hämodynamik, Belüftungsparameter und Elektrolyte sicherzustellen.

5. Induktion eines ischämischen kardiogenen Schocks

HINWEIS: Dieses Protokoll beschreibt, wie Ees ohne zusätzliche IVC-Okklusionen in einem Modell des ischämischen CS geschätzt werden können, wie^beschrieben 4,11,12,13,14. Ein detailliertes Protokoll für dieses Krankheitsmodell liegt außerhalb des Anwendungsbereichs dieses Protokolls und kann an anderer Stelle gefunden werden²⁴. Kurz gesagt, CS wird wie folgt induziert:

1. Erzeugen Sie eine Standardsuspension von Embolisationspartikeln durch das Mischen von 0,125 g Mikrosphären mit 5 mL iodiertem Kontrast und 5 mL 0,9 % Kochsalzlösung, was ein Gesamtvolumen von 10 mL ergibt. Bewegt die Suspension vorsichtig vor und während der Anwendung und injiziert 1 ml Aliquots durch den koronaren Leitkatheter (Abbildung 5).
2. Führe einen Koronarleitkatheter (5–7 Fr, z. B. JL 3.5) durch eine arterielle Scheide in einer Halsschlagader (siehe Schritt 2) in das Ostium der linken Koronararterie.
3. Myokardischämie und CS durch schrittweise intrakoronare Mikroembolisation der linken Hauptkoronararterie mit kommerziellen Polyvinylalkohol-Embolisationspartikeln induzieren. Nach jeder Injektion lassen Sie die Hämodynamik 2–5 Minuten stabilisieren und wiederholen Sie die Injektionen, bis entweder die thermodilutierende Herzausgabe oder die gemischte venöse Sauerstoffsättigung um 30 % im Vergleich zum Ausgangszustand verringert ist (Abbildung 6).
   HINWEIS: Die erfolgreiche Induktion der CS wird durch Verengung der PV-Schleifen und eine nach rechts gerichtete Verschiebung des endsystolischen Volumens bestätigt, was einen abrupten Rückgang der Kontraktilität^{um 4,9} widerspiegelt.

6. Serielle Einzelschlag-Bestimmung von Ees während der gesamten Studie

HINWEIS: PV-Daten können mit LabChart 8 Pro oder einer ähnlichen Software analysiert werden, die ein spezielles PV-Schleifen-Analysemodul enthält. Alle Aufzeichnungen sollten visuell überprüft werden, um einen stabilen Sinusrhythmus und das Fehlen von Signaldrift sicherzustellen. Einzelne Herzzyklen werden von der Software automatisch segmentiert und sollten anschließend manuell überprüft werden. Ventrikuläre Extrasystole sowie der Schlag unmittelbar davor und der Schlag unmittelbar nach dem Eileiterschwangerzyklus sollten ausgeschlossen werden, da die Belastungsbedingungen über alle drei Schläge hinweg vorübergehend verändert werden.

1. Nach der Definition eines subjektspezifischen V₀ am Ausgangspunkt (siehe vorheriger Abschnitt) führen Sie eine Einzelschlag-Schätzung der Ees ohne zusätzliche IVC-Okklusionen durch.
2. Zu jedem Zeitpunkt führen Sie drei aufeinanderfolgende end-ausatmende Atemzüge für 10–20 Herzzyklen durch, während PV-Schleifen aufgezeichnet werden. Für jeden Zeitpunkt werden basierend auf den Atempausen der mittlere ESP und ESV definiert.
   HINWEIS: Sicherstellen Sie einen stabilen Sinusrhythmus während der vorübergehenden Apnoe-Phasen. Jede einzelne Schleifenmorphologie sollte sorgfältig untersucht werden. Schleifen sollten nur dann aufgenommen werden, wenn sie einen physiologisch plausiblen ventrikulären Zyklus mit stabilen Belastungsbedingungen und realistischer ventrikulärer Druckerzeugung darstellen. Eileiterschwangerschaftsschläge, also Schläge unmittelbar vor und nach der Ektopie, sollten nicht in die Analyse einbezogen werden (Abbildung 2). Für detaillierte Protokolle zur Schlagauswahl siehe bitte die veröffentlichte methodische Leitlinie ^8,18.
   VORSICHT: Ein hoher PEEP kann den Venenrücklauf und die Belastungsbedingungen^{beeinflussen 12}. Stellen Sie sicher, dass die Schleifen übereinander liegen, was auf gleiche Belastungsbedingungen hinweist. Obwohl etwa 10 Schleifen für die ESPPR-Analyse in der Regel ausreichen, kann gelegentlich eine längere IVC-Okklusionsaufzeichnung erforderlich sein, um sicherzustellen, dass keine weitere Linksverschiebung der endsystolischen Punkte stattfindet, während der Druck weiter abnimmt (Abbildung 2, Abbildung 3 und Abbildung 4).
3. Berechnen Sie Ees für jeden Zeitpunkt mit dem festen V₀ und den mittleren ESP- und ESV-Werten aus den Atempausen-PV-Schleifen²
   HINWEIS: Für den Rest des Protokolls wird V₀ konstant gehalten, während ESP und ESV je nach Studienprotokoll und Intervention je nach Zeitpunkt variieren können. Daher kann kein Einfluss von Belastung oder kontraktilem Zustand V₀ beeinflussen, nur Ees.

Ergebnisse

Die obigen Anweisungen präsentieren ein Protokoll, um Ees auf Einzelschlagbasis abzuleiten, wobei das theoretische Volumen der Nulldruckgenerierung, V₀, konstant bleibt. Dieser Abschnitt präsentiert Daten aus zwei Studien, die in unserem Labor durchgeführt wurden. Erstens wurde eine separate Pilotstudie durchgeführt, um die Entwicklung von V₀ und Ees nach der CS-Induktion zu untersuchen. Zweitens wird in einem großen Datensatz von 30 Schweinen, die in zuvor veröffen...

Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt eine pragmatische, reproduzierbare und praktikable Strategie zur seriellen, lastunabhängigen Bewertung der LV-Kontraktilität, die selbst bei akuten Herzerkrankungen wie ischämischer CS praktikabel ist. Das Protokoll verwendet einen festen Volumenachsen-Intercept, V₀, um Ees aus einzelnen Schlägen zu schätzen, wodurch wiederholte IVC-Okklusionen vermieden und somit das Risiko von Arrhythmien und Hypotonie bei anfälligen kardiovaskulären Bedingungen v...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,9% Kochsalzlösung	Fresenius Kabi, Germany	921046	Mikrosphären-Suspension und Spülung
10-mL-Spritzen	BD, USA	BD Plastipak 302143	Mikrosphären-Injektion
12 Fr venöser Katheter für die Leiste	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Für IVC-Okklusionsballon-Einfügung
20 G venöser Katheter	BD, USA	BD Insyte 381223	IV-Zugang über Ohrvene
7 Fr arterieller Katheter für die Leiste	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Invasive arterielle Drucküberwachung
8 Fr arterieller Katheter für die Karotis	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Zugang für LV PV-Katheter
8 Fr venöser Katheter für die Vena jugularis	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Zugang für Pulmonalarterienkatheter
Contour PVA Mikrosphären	Boston Scientific, USA	Contour 355–500 µm	Induktion von ischämischem kardiogenem Schock
Koronargeführkatheter	Boston Scientific, USA	JL 3.5 / JR 4.0	Koronarzugang für Mikrosphäreninjektion
EKG-Elektroden (3-Kanal)	Ambu, Denmark	BlueSensor P	Kontinuierliche EKG-Überwachung
Endotrachealtubus 7,5–8,0 mm	Smiths Medical, UK	Portex ETT	Trakealintubation
Fentanyl (IV)	Hameln Pharma, Germany	Fentanyl Hameln	Kontinuierliche IV-Analgesie
Fluoroskopiesystem	-	-	Katheterführung
Beheizte Decken	3M, USA	Bair Hugger Warming Unit	Erhaltung der Normothermie
Heparin	Leo Pharma, Denmark	Innohep	Antikoagulation, falls verwendet
Iomeron Kontrastmittel	Bracco Imaging, Italy	Iomeron 350	Koronarangiographie und Mikrosphären-Suspension
IVC-Okklusionsballon-Katheter	Fogarty / Edwards Lifesciences, USA	Fogarty Occlusion Balloon	Temporäre Vorlastreduktion
LabChart 8 Pro Software	ADInstruments, New Zealand	LabChart 8 Pro	PV-Schleifeerfassung und -analyse
LV PV-Katheter (Admittanz)	Millar Inc., USA	MPVS Ultra PV Loop Catheter	Admittanzbasierte LV-Druck-Volumen-Messung
Mechanisches Beatmungsgerät	GE Healthcare, USA	Datex Ohmeda S/5	Beatmung mit positivem Druck
MPVS-Modul	ADInstruments, New Zealand	MPVS Ultra/Duo	Schnittstelle für PV-Katheter
PowerLab-Datenerfassungssystem	ADInstruments, New Zealand	PowerLab 16/35	Signalerfassung
Propofol (IV)	Fresenius Kabi, Germany	Diprivan / Propofol-Lipuro	Kontinuierliche IV-Anästhesie
Pulmonalarterienkatheter 7,5 Fr	Edwards Lifesciences, USA	Swan-Ganz 131HF7	Thermodilution CO und PA-Druck
Pulsoximeter	-	-	Überwachung der peripheren Sauerstoffsättigung
Rektale Temperatursonde	-	-	Überwachung der Kerntemperatur
Seldinger-Führungsdrähte	Terumo, Japan	Radifocus Guide Wire M	Vaskularer Zugang
Sterile Kochsalzspülungen	Fresenius Kabi, Germany	0,9% NaCl	Sheath-Spülung
Nähtmaterial	Ethicon, USA	Vicryl 3-0	Fixierung von Sheaths
Spritzenpumpen	Becton Dickinson (BD), USA	BD Alaris	Kontinuierliche Anästhesieinfusion
Ultraschallsystem	-	-	Vaskuläre Zugangsführung
Urinkatheter	Teleflex, USA	Rüsch Foley catheter	Blasendrainage
Zoletil (Tiletamin/Zolazepam)	Virbac, France	Zoletil 100	Verwendet für Präanästhesie; gemischt mit Butorphanol, Ketamin, Xylazin gemäß Protokoll