Name: Paraffin-Embedded-und Gefrierschnitte von Drosophila Adult Muskeln (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-27T17:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
Description: Lernen Sie die Herstellung von Paraffin- und Gefrierschnitten aus Drosophila-Brustmuskeln für die Analyse von Muskelmorphologie und Proteinlokalisation. Diese histologische Methode ermöglicht präzise Untersuchungen in der Muskelbiologie.

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Wir danken Prof. Eichele für die Erlaubnis, die Kryo-Mikrotom verwenden. Die Arbeit wurde von Max-Planck-Gesselschaft finanziert.

1. Vorbereitung <ol><li> Frisch vorzubereiten Carnoy Fixativ durch die Kombination von absolutem Ethanol, Chloroform und Eisessig im Verhältnis 06.03.01 jeweils. 3 Diese, sowie alle Lösungen für das Eintauchen Kragen sollte in Glas Küvetten gehalten werden (siehe Abschnitt Reagenzien für die Empfehlung). </li><li> Bereiten Sie Aluminiumfolie Taschen die richtige Größe für den Kragen. </li><li> Bereiten Sie die folgenden Lösungen in Küvetten: 2 X 40% Ethanol, 70% Ethanol, 2 X 100% Ethanol, Methylbenzoat (MB), 50/50 v / v MB und Paraffin, 2 X Paraffin. Legen Sie die MB und Paraffin-Container in einem Inkubator eingestellt auf 60-65 ° C. </li><li> Warm Paraffin in Folie Taschen auf 60-65 ° C pour </li></ol> 2. Fixing Flies in Halsbänder <ol><li> Befestigen Sie die Manschette 4 unter dem Binokular mit Klebeband in einer vertikalen Position, wo Sie den Einstiegspunkt für die Fliege sehen können. </li><li> Anesthetize fliegt mit Kohlendioxid oder per Hypothermie mit einem Eisblock. Achten Sie darauf, um die Fliegen einfrieren. </li><li> Mit einer Pinzette, abholen einzelnen fliegt durch Greifen mit den Flügeln und Ort in den Kragen korrekt ausgerichtet (Kopf und Thorax auf der Oberseite der Flügel und des Bauches unterhalb der Klingen). 10-20 fliegt sollte sich leicht in den Kragen passen. </li></ol> Hinweis: Wenn Sie die Analyse mehrerer Genotypen sind, vergessen Sie nicht, eine Notiz des Kragens Nummer und entsprechende Genotyp zu machen. 3. Paraffinschnitte von Drosophila Brustkörbe <ol><li> Stellen Sie den Kragen, die Carnoy-Lösung und fix das Gewebe bei 4 ° C über Nacht. </li><li> Nach der Fixierung, dehydrieren die Probe mit steigenden Konzentrationen von Ethanol. Für jeweils 10 Minuten tauchen Kragen in 40% (2 mal), 70% und 100% (2 mal) Ethanol bei Raumtemperatur. Next inkubieren Kragen in MB und MB + Paraffin-Lösung (1:1) für 30 min in jedem und dann zu infiltrieren den Kragen in zwei Änderungen von Paraffin für 60 min bei 60-65 ° C. Schnell stellen Sie den Kragen in die Folientasche und füllen mit zerlassener (60-65 ° C) Paraffin. Legen Sie es bei Raumtemperatur und ermöglichen das Paraffin zu hart geworden (es ist am besten zu verlassen über Nacht). Beachten Sie, dass der Bund in die Folientasche kann in verschiedenen Richtungen angebracht werden, abhängig von der Ausrichtung der Abschnitte, die Sie benötigen (längs oder quer). </li><li> Unwrap trocken Paraffinblöcken mit Kragen aus der Folie vorsichtig trennen den Kragen aus dem Paraffinblock. Mit Hilfe einer scharfen Klinge oder Skalpell sorgfältig schneiden Sie die extra-Paraffin aus der ganzen fliegen Gewebe. </li><li> Schneiden Sie die Paraffinblock mit 7-10 &amp;mgr; Abschnitt Schritte auf einem Rotationsmikrotom und ermöglichen den Schnitt Gewebe zu schweben in einem 37 ° C Wasserbad flach. Legen Sie die geschnittenen Gewebe auf polaren Folien und trocknen über Nacht. Diese Folien können für die Färbung mit Hämatoxylin und Eosin verwendet werden (Abbildung 1A-D), Toluidinblau, Anilinblau oder andere Formen bis zu Gewebestrukturen sichtbar zu machen, sowie für die Antikörper-Färbung (Abb. 1E-E ``). </li></ol> 4. Kryoschnitte von Drosophila Brustkörbe <ol><li> Wie bei Paraffinschnitten, bereiten die Fliegen in einen Kragen und Mode eine Aluminiumfolie Tasche. Ein Einfrieren Kühler wird benötigt, um die Proben vorzubereiten. Stellen Sie sicher, dass der Kühler um -60 ° C ist, verwenden Sie ein wenig Ethanol und Trockeneis für das Erreichen dieser Temperatur zu ermöglichen. Eine Stunde vor dem Start des Experiments stellte die Flasche der Kryo-Einbettmedium (Tissue-Tek OCT-Verbindung) kopfüber in eine 4 ° C Kühlschrank, um es abzukühlen und um die Bildung von Luftblasen zu minimieren. </li><li> Stellen Sie den Kragen mit Fliege auf der Folie der Tasche, wurde für einige Minuten in das Einfrieren Kühler vorgekühlt und schnell zu füllen mit der Kryo-Einbettmasse. Lassen Sie die Probe einfrieren für 3-10 min. Vorsichtig auspacken gebildeten Block im Inneren des Kühlers, sanft separaten Kragen aus der Einbettung Block und legte sie bei -20 ° C für mindestens einen Tag. </li><li> Schneiden Sie die gefrorenen Muskeln auf einer Kryo-Mikrotom zwischen -15 und -18 ° C mit einer Schnittdicke von 10-15 um. Legen Sie auf polarisierten Dias und halten bei -20 ° C bis zu seiner weiteren Verarbeitung zu tun. Wir schlagen vor, Fixieren des Gewebes in 4% Formaldehyd PBS-Lösung für 10 min bei Raumtemperatur vor Antikörper-Färbung. </li></ol> 5. Lipids Erkennung in Drosophila Muskeln Lipid Tröpfchen können mit Öl rot O auf Gefrierschnitten mit einem Protokoll aus Sieber und Thummel 5 angenommen Flecken erkannt werden. <ol><li> Nach der Fixierung, Waschen Folien mit Wasser zweimal für 5 min, äquilibriert in Propylenglykol für 10 min und Inkubation für 3 h in Öl rot O bei Raumtemperatur Fleck. Dann waschen Proben 2 mal für 5 min in Propylenglykol und 30 min in PBS. Montieren Sie in 30% Glycerin. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse: <img src="/files/ftp_upload/2438/2438fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> FeigeAbbildung 1. Petrolofen eingebetteten Schnitten Hämatoxylin und Eosin angefärbt quer (AB) und längs (CD) Teile der indirekten Flugmuskulatur. A und C zeigt normalen strukturierten Muskeln. Abnormal von Größe und Morphologie Muskeln sind auf B und D (schwarze Pfeile) dargestellt. Querschnitt von Drosophila Thorax gefärbt mit anti-LamC, Kernhülle Marker und DAPI, Kernfärbung (EF). Vergrößerte Ansicht von normal (roter Pfeil) und verschlechtert (gelber Pfeil) Muskeln (F). G steht für Abschnitt Drosophila Darmtrakt gefärbt mit LamC und DAPI. <img src="/files/ftp_upload/2438/2438fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Gefrierschnitte A. Quer Gefrierschnitten von Drosophila Thorax gefärbt mit Oil Red O, Lipidtröpfchen Etikett. B. Longitudinal Gefrierschnitten der indirekten Flugmuskulatur mit anti-Dg-, Muskel-Sarkolemm Marker und DAPI gefärbt.

<ol><li>Miller, A. The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster. , CSHL Press. Cold Spring Harbor. (1950).</li>
<li>Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+muscle+and+neuronal+disorders+in+a+Drosophila+model+of+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22The+EMBO+journal%22%5BJournal%5D)">Dissecting muscle and neuronal disorders in a Drosophila model of muscular dystrophy.</a> The EMBO journal. 26, 481-481 (2007).</li>
<li>Kucherenko, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+modifier+screens+reveal+new+components+that+interact+with+the+Drosophila+dystroglycan-dystrophin+complex%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Genetic modifier screens reveal new components that interact with the Drosophila dystroglycan-dystrophin complex.</a> PloS one. 3, e2418-e2418 (2008).</li>
<li>Puchtler, H., Waldrop, F. S., Conner, H. M., Terry, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carnoy+fixation%3A+practical+and+theoretical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemie%22%5BJournal%5D)">Carnoy fixation: practical and theoretical considerations.</a> Histochemie. 16, 361-36 (1968).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila+-+A+Laboratory+Manual%22">Drosophila - A Laboratory Manual</a>. , CSHL Press. (1989).</li>
<li>Sieber, M. H., Thummel, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+DHR96+nuclear+receptor+controls+triacylglycerol+homeostasis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+metabolism%22%5BJournal%5D)">The DHR96 nuclear receptor controls triacylglycerol homeostasis in Drosophila.</a> Cell metabolism. 10, 481-481 (2009).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Edelstahlhülsen</td><td>hausgemacht</td><td></td><td>speziell angefertigt</td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiumfolie</td><td>Jeder Lieferant</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Messer oder Skalpell</td><td>Jeder Lieferant</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wheaton-Makrofärbegefäß</td><td>Wheaton</td><td>900200</td><td></td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td></td><td>Modell: Hyrax M25</td></tr><tr><td>Kryomikrotom</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Modell CM3050S</td></tr><tr><td>60-65&amp;#x00B0;C Inkubator</td><td>Jeder Lieferant</td><td></td><td>Groß genug, um mindestens 4 Färbegefäße aufzunehmen</td></tr><tr><td>Gefrierkühlvorrichtung mit Metallblock</td><td>Jeder Lieferant</td><td></td><td>Aufbewahrung bei -80&amp;#x00B0;C</td></tr><tr><td>Superfrost-Objektträger</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>9161155</td><td></td></tr><tr><td>Deckgläser</td><td>Jeder Lieferant</td><td></td><td>Empfohlen: 24 × 40 mm</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>288306</td><td>analytische Qualität</td></tr><tr><td>Eisessig</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td>100063</td><td>analytische Qualität</td></tr><tr><td>Äthanol</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td>100983</td><td>analytische Qualität</td></tr><tr><td>Methylbenzoat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M29908-500G</td><td>analytische Qualität</td></tr><tr><td>Paraplast plus</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>76258</td><td>Paraffin</td></tr><tr><td>Tissue-Tek O.C.T.-Medium</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>16 % Formaldehyd, methanolfrei</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>18814</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5150-1L</td><td></td></tr></tbody></table>

paraffin-embedded-und gefrierschnitte von drosophila adult muskeln

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Die molekulare Charakterisierung von Muskeldystrophien und Myopathien beim Menschen hat die Komplexität von Muskelerkrankungen und genetische Analyse von Muskel-Spezifikation ergaben, hat die Bildung und Funktion in Modellsystemen wertvolle Einblicke in die Muskelphysiologie zur Verfügung gestellt. Daher Identifizierung und Charakterisierung molekularer Mechanismen, die Schädigung der Muskulatur zugrunde liegen, ist von entscheidender Bedeutung. Die Struktur des erwachsenen Drosophila Multi-Faser-Muskel ähnlich Wirbeltiere quergestreiften Muskeln 1 und die genetische Lenkbarkeit von Drosophila hat es ein großes System zu dystrophischen Muskel Morphologie zu analysieren und zu charakterisieren, die Prozesse, die muskuläre Funktion bei der Alterung erwachsenen Fliegen 2. Hier präsentieren wir die histologische Technik zur Herstellung Paraffin eingebetteten und Gefrierschnitten von Drosophila Brustmuskeln. Diese Präparate können für das Gewebe mit der klassischen histologischen Färbungen gefärbt und gekennzeichnet sein mit Protein erkennen Farbstoffe, und zwar Kryoschnitten sind ideal für immunhistochemische Nachweis von Proteinen in intakten Muskeln. Dies erlaubt die Analyse von Muskelgewebe Struktur, die Identifizierung von morphologischen Defekte und Nachweis der Expression-Muster für den Muskelaufbau / Neuronen-spezifische Proteine ​​in Drosophila erwachsenen Muskeln. Diese Techniken können auch etwas für das Schneiden von anderen Körperteilen verändert werden.

Identifizierung von Mechanismen, die Schädigung der Muskulatur ist von entscheidender Bedeutung. Hier präsentieren wir die histologische Technik zur Herstellung Paraffin eingebetteten und Gefrierschnitten von Drosophila Brustmuskeln. Dies ermöglicht die Analyse von Muskel-Morphologie und Lokalisation von Proteinen und anderen Zellbestandteilen Muskel.

Paraffin-Embedded-und Gefrierschnitte von Drosophila Adult Muskeln

Die molekulare Charakterisierung von Muskeldystrophien und Myopathien beim Menschen hat die Komplexität von Muskelerkrankungen aufgezeigt, und die genetische Analyse von ...

Die folgende histologische Technik zur Herstellung von Paraffin-eingebetteten und gefrorenen Schnitten von Drosophila-Brustmuskeln ermöglicht eine effektive Analyse der Muskelmorphe und der Proteinausprägung. Dies wird erreicht, indem die Tiere zuerst in Kollarien fixiert und anschließend das Gewebe eingebettet wird. In Paraffin oder OCT-Medium werden die eingebetteten Ophthax mit dem Mikrotom geschnitten.Schließlich werden die Schnitte gefärbt, um Muskelgewebestrukturen sichtbar zu machen oder unterschiedliche molekulare Bestandteile der Muskulatur nachzuweisen. Die resultierenden Präparate können in Kombination mit klassischen histologischen Färbemethoden, fluoreszierenden Farbstoffen oder Immunfärbungen die Morphologie des Muskelgewebes sowie die Lokalisation muskelspezifischer Komponenten darstellen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt in der Möglichkeit, dünne Muskelstränge in ihrer natürlichen Anordnung innerhalb des Tieres zu erhalten.Diese Methode kann leicht an andere Systeme angepasst werden, beispielsweise den Kopf-Abdomen-Bereich von Drosophila. Sie wurde im Labor von Helena Sheta, dem Labor für Genexpression und Signaltransduktion, entwickelt und wird heute von Maria Rinko demonstriert. Bewahren Sie alle Lösungen zum Eintauchen der Kragen zunächst in Glasfärbegläsern auf.Stellen Sie eine frische Carnoy’sche Fixierlösung her, indem Sie absolutes Ethanol, Chloroform und essigsäure in den Anteilen sechs zu drei zu eins mischen. Erstellen Sie einen Stapel aus Aluminiumfolie mit Ausschnitten in der richtigen Größe für die Kragen. Bereiten Sie außerdem die Ethanol-, Methanol- und Paraffinlösungen in Färbegefäßen vor.Stellen Sie nun die Behälter mit Benzoesäuremethylester und Paraffin in einen auf 60 bis 65 Grad Celsius eingestellten Inkubator. Zusätzlich wird weiteres Paraffin auf 60 bis 65 Grad Celsius erwärmt. Um in Folientaschen zu gießen, befestigen Sie den Kragen unter dem Mikroskop mit Klebeband in senkrechter Position, sodass die Einstiegstelle für die Fliege sichtbar ist.Betäuben Sie die Fliegen entweder mit Kohlendioxid oder durch Hypothermie mithilfe eines Eisblocks. Achten Sie darauf, die Fliegen nicht mit einer Pinzette einzufrieren. Greifen Sie einzelne Fliegen an den Flügeln und platzieren Sie jede Fliege so in der Halterung, dass ihr Kopf und Thorax oberhalb der Klingen liegen und ihr Abdomen unterhalb der Klingen ist.Platzieren Sie 10 bis 20 Fliegen in jeden Kragen, wenn mehrere Genotypen analysiert werden. Notieren Sie die Kragennummer und den entsprechenden Genotyp. Überführen Sie den Kragen in Carnoys Lösung und fixieren Sie das Gewebe über Nacht bei vier Grad Celsius.Nach der Fixierung dehydrieren Sie die Probe, indem Sie den Kragen nacheinander für jeweils 10 Minuten bei Raumtemperatur in Ethanolbäder mit zunehmender Konzentration tauchen. Anschließend inkubieren Sie den Kragen jeweils 30 Minuten in Benzoesäuremethylester und in einer Mischung aus Benzoesäuremethylester und Paraffin. Danach infiltrieren Sie den Kragen zweimal mit frischem Paraffin jeweils 60 Minuten lang. Überführen Sie den Kragen bei 60 bis 65 Grad Celsius rasch in eine Folientasche.Zu diesem Zeitpunkt sollte der Kragen in den Folientaschen positioniert werden, um die longitudinale oder transversale Ausrichtung der Schnitte zu erleichtern. Anschließend die Taschen mit geschmolzenem Paraffin füllen, damit das Paraffin erstarrt. Die Folientaschen über Nacht bei Raumtemperatur stehen lassen.Entfernen Sie die trockenen Paraffinblöcke mit Kragen vorsichtig aus der Folie und lösen Sie den Kragen mit Hilfe eines scharfen Skalpells vorsichtig vom Paraffinblock. Meißeln Sie am Rotationsmikrotom vorsichtig das überschüssige Paraffin um das Fliegengewebe herum weg. Schneiden Sie den Paraffinblock in Schnitten von sieben bis zehn Mikrometern Dicke. Lassen Sie das geschnittene Gewebe flach in einem Wasserbad mit 30 Grad Celsius schwimmen. Legen Sie das Gewebeschnittpräparat schließlich auf Objektträger und trocknen Sie es über Nacht. Diese Präparate sind nun bereit für die Färbung mit Hämatin und Eosin.Eine Stunde vor Beginn des Experiments die Flasche mit dem Kryo-Einbettmedium kopfüber in einen vier Grad Celsius kalten Kühlschrank stellen, um es abzukühlen und die Bildung von Luftblasen zu minimieren. Zusätzlich einen Gefrierkühler mit minus 60 Grad Celsius mithilfe von Ethanol und Trockeneis vorbereiten. Wie bei Paraffinschnitten immobilisieren Sie die Fliegen in einem Kragen, übertragen den Kragen mit den Fliegen in eine vorgekühlte Folientasche und füllen diese schnell mit OCT, der Kryo-Einbettmasse.Lassen Sie das OCT aushärten. Entfernen Sie vorsichtig die Folie von dem gebildeten Block innerhalb des Kühlbehälters. Lösen Sie sanft den Stützring vom Einbettungsblock und lagern Sie ihn mindestens einen Tag lang bei minus 20 Grad Celsius. Schneiden Sie die gefrorenen Muskeln an einem Kryostaten zwischen minus 15 und minus 18 Grad Celsius mit einer Schnittdicke von 10 bis 15 Mikrometern. Danach die Proben auf polarisierte Objektträger geben. Die Proben bei minus 20 Grad Celsius lagern, bis sie für die weitere Verarbeitung bereit sind. Lipid-Ausfälle können mit Oil-Red-O-Färbung an Kryoschnitten nachgewiesen werden.Mithilfe eines Protokolls, das von Seber und Tum übernommen wurde, beachten Sie, dass die gefrorenen Schnitte unmittelbar vor der Färbung 10 Minuten lang in 4 % Formaldehyd fixiert werden müssen. Anschließend die Objektträger zweimal je fünf Minuten mit Wasser waschen. Danach 10 Minuten in Propylenglykol äquilibrieren.Jetzt drei Stunden im Öl inkubieren. Rot-O-Färbung bei Raumtemperatur durchführen. Anschließend die Proben zwei Mal je fünf Minuten in Polypropylenglykol waschen, gefolgt von 30 Minuten in PBS. Die Proben in 30 % Glycerol einbetten und mit Hämatin und Eosin färben. Transversale und longitudinale Schnitte der indirekten Flugmuskeln anfertigen, um abnormale Größe und Morphologie von normal strukturierten Muskeln zu unterscheiden.Paraffin-eingebettete Schnitte können ebenfalls effektiv mit Antikörpern gefärbt werden, wie in diesem Abschnitt des Drosophila-Darmtrakts gezeigt, der mit einem Marker für die nukleare Hülle beleuchtet ist. Lamin C und die Kernfärbung DPI. Hier wurden Querschnitte des Drosophila-Thorax mit Anti-Lamin C und DPI gefärbt, um eine vergrößerte Ansicht normaler und degenerierter Muskulatur darzustellen.Ebenso können longitudinale Gefrierschnitte indirekter Flugmuskeln mit Anti-distro, Glykan Muskel, Sarkolemma-Marker und DPI gefärbt werden, während transversale Gefrierschnitte des Drosophila-Thorax mit Oil Red O Lipidtröpfchen markieren. Eine Kombination dieser Techniken mit anderen Methoden wie HNE-Färbung und immunhistochematischer Detektion bietet einen leistungsfähigen Ansatz, um die Gewebestruktur und die Proteinlokalisation in Muskeln zu bestimmen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Die Drosophila-Flugmuskeln werden als Modellsystem für Muskelentwicklung und Physiologie verwendet. Dieses Video beschreibt die Flugmuskulatur von Erwachsenen und zeigt ein Protokoll zur Dissektion der sich entwickelnden indirekten Flugmuskulatur, die für die RNA-Sequenzierung von Puppen geeignet ist.

Drosophila Dissektion des späten indirekten Flugmuskels (IFM): Eine Methode zur Gewebeentnahme mit hohem Durchsatz

Dieses Video zeigt ein Protokoll zur Beurteilung der strukturellen Integrität neuromuskulärer Verbindungen in den dorsalen Längsmuskeln von Drosophila. Bei dem Verfahren werden Neuronen und Muskeln mit zwei unterschiedlichen Antikörpern gefärbt und die Fluoreszenzmuster zwischen mutierten und Wildtyp-Fliegen verglichen. Eine Verringerung der neuronalen Färbung bei mutierten Fliegen deutet auf eine Neurodegeneration hin, während die Muskelstruktur intakt bleibt.

Beurteilung der strukturellen Integrität der neuromuskulären Verbindungen des dorsalen Längsmuskels bei Drosophila

Morphologie, Größe und Lage intrazellulärer Organellen sind evolutionär konserviert und scheinen ihre Funktion direkt zu beeinflussen. Die molekularen Mechanismen, die diesen Prozessen zugrunde liegen, zu verstehen, ist zu einem wichtigen Ziel der modernen Biologie geworden. Hier zeigen wir, wie diese Studien durch die Anwendung quantitativer Techniken erleichtert werden können.

Warum Quantifizierung von Bedeutung: Charakterisierung von Phänotypen bei der<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval Neuromuskuläre Junction

Studien der neuronalen Morphogenese unter Verwendung von Drosophila Larven dendritischen arborization (da) Neuronen profitieren von in - situ - Visualisierung von neuronalen und epidermalen Proteine durch Immun. Wir beschreiben ein Verfahren, das durch Entfernen von Muskelgewebe aus der Larvenkörperwand Immunfluoreszenzanalyse von da Neuronen und die umliegenden Hautzellen verbessert.

Entfernung von<em&gt; Drosophila</em&gt; Muskelgewebe aus Larval Filets für Immunfluoreszenzanalyse von sensorischen Neuronen und epidermalen Zellen

Wir berichten über eine Methode, um Muskelgebiet, zu quantifizieren, ist eine indirekte Methode Muskelmasse bei Drosophila Erwachsenen bestimmen. Wir demonstrieren die Anwendung unserer Methode durch die Analyse des indirekten Flugs in einem Drosophila -Modell myotonische Dystrophie Krankheit Muskeln.

Optische Cross-sectional Muskel Bereich Bestimmung von Drosophila Melanogaster Erwachsenen indirekten Flugmuskeln

In diesem Protokoll demonstrieren wir die Anwendung der seriell-Abschnitt Elektron Tomographie, mitochondriale Struktur in Drosophila indirekte Flüge Muskel aufzuklären.

3D mitochondrialen Ultrastruktur von Drosophila indirekte Flüge Muskel von Serial-Abschnitt Elektron Tomographie aufgedeckt

Drosophila Flugmuskel ist ein leistungsfähiges Modell, um Transkriptionsregulation, alternative Spleißung, Stoffwechsel und Mechanobiologie zu studieren. Wir präsentieren ein Protokoll zur Zerlegung von fluoreszierend markierten Flugmuskeln aus lebenden Pupas, um hoch angereicherte Proben zu erzeugen, die ideal für Proteomik und Tiefensequenzierung sind. Diese Proben können wichtige mechanistische Einblicke in verschiedene Aspekte der Muskelentwicklung bieten.

Dissektion von Drosophila melanogaster Flight Muscles for Omics Approaches

Wir beschreiben eine Dissektionstechnik, die die Architektur der neuromuskulären Verbindung bewahrt und eine detaillierte immunzytochemische Untersuchung von Motoneuronen im adulten Drosophila-Bein ermöglicht.

Dissektion und Immunhistochemie des Drosophila Adult Leg zur Erkennung von Veränderungen an der neuromuskulären Verbindung für ein identifiziertes Motoneuron

Dieser Bericht stellt ein neues Probenvorbereitungsverfahren zur Visualisierung neuromuskulärer Verbindungen in Drosophila-Larven dar. Diese Methode ist im Vergleich zur herkömmlichen Methode wirksamer bei der Verhinderung des Einrollens der Proben und eignet sich besonders für die Ultrastrukturanalyse der neuromuskulären Verbindung von Drosophila .

Optimierung des Probenvorbereitungsprozesses für die Transmissionselektronenmikroskopie von neuromuskulären Verbindungen in Drosophila-Larven

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Visualisierung der Mikrotubuli-Netzwerke in neuromuskulären Verbindungen und Muskelzellen vor. In Kombination mit den leistungsstarken genetischen Werkzeugen von Drosophila melanogaster erleichtert dieses Protokoll das genetische Screening und die Analyse der Mikrotubuli-Dynamik für die Rolle von Mikrotubuli-Netzwerk-regulatorischen Proteinen im Nervensystem erheblich.

Verwendung von neuromuskulären Verbindungen und Muskelzellen von Drosophila-Larven zur Visualisierung des Mikrotubuli-Netzwerks

Drosophila ist ein leistungsfähiges Modell, um die grundlegenden Mechanismen der Myogenese zu verstehen. Dieses Protokoll für die Dissektion und Präparation von Thorax-Hemisektionen ermöglicht die mikroskopische Analyse des indirekten Flugmuskels sowohl im Puppen- als auch im Erwachsenenstadium. Dieses Protokoll ermöglicht die konfokale Bildgebung der zellulären Morphologie, der Proteinlokalisierung, der Muskelstruktur und mehrerer anderer Aspekte der Myogenese.

Dissektion von Drosophila melanogaster Indirekte Flugmuskulatur für Mikroskopie-Ansätze

Lernen Sie die Herstellung von Paraffin- und Gefrierschnitten aus Drosophila-Brustmuskeln für die Analyse von Muskelmorphologie und Proteinlokalisation. Diese histologische Methode ermöglicht präzise Untersuchungen in der Muskelbiologie.

Paraffin-Embedded-und Gefrierschnitte von Drosophila Adult Muskeln

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