Name: Vorbereitung E18 Kortikale Rattenneuronen für Kompartimentierung in einer mikrofluidischen Vorrichtung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-10-01T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Erfahren Sie die Vorbereitung von E18 kortikalen Rattenneuronen für mikrofluidische Kompartimentierung. Diese Methode ermöglicht die Isolation lebensfähiger Zellen für axonale Regenerationsstudien.

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Vorbereitung E18 Fetal Rat kortikalen Neuronen für Kompartimentierung Vor dem Losfahren ist es wichtig, alle notwendigen Medien und Reagenzien auf 37 ° C warmen Es ist auch wichtig, dass alles, was für die Vorbereitung der Zellen (z. B. Gummi Glühbirnen, Reagenzglasgestelle, Medien-Flaschen, etc.), und das, was in der Motorhaube platziert ist, durch Abwischen mit 70% Ethanol verwendet wird sterilisieren. <ol><li> Legen Sie zwei Stück E18 Fetal Rat Cortex (ein Gehirn, vorher zerlegt) in einem 15 ml Röhrchen mit 1 ml eiskaltem Calcium-freien Magnesium-freie Präparation Puffer. </li><li> 1 ml 0,25% Trypsin-EDTA auf die Hirnrinde in Dissektion Puffer, wodurch die endgültige Volumen auf 2 ml und letzte Trypsin-Konzentration auf 0,125%. </li><li> Legen Sie die 15 ml Tube in einem 37 ° C Wasserbad für 8 Minuten. </li><li> Während dieser Zeit bildet Feuer polish 3 Glas Pasteur Pipetten, immer kleinere Öffnungen, in einem Biosicherheitswerkbank zu helfen, der Aufrechterhaltung der Sterilität. </li><li> Nach dem 8 Minuten Inkubation des Kortex, 10 ml DMEM mit 10% FBS auf die Großhirnrinde zu helfen, die Trypsin-Reaktion. </li><li> Zentrifugieren Sie die 15 ml Tube mit der Rinde und DMEM/10% FBS bei 2500 rpm für 2 Minuten. </li><li> In der Biosicherheitswerkbank, entfernen Sie den Überstand aus der Rinde mit einem Glas Pasteur-Pipette mit Vakuum angesaugt. Achten Sie darauf, nicht zu stören oder zu vertreiben die Pellets. </li><li> 1 ml der NMB zum Kortex Pellet und sanft Pipette auf und ab. Es ist sehr wichtig, damit Sie keine Luftblasen während Pipettieren auf und ab, wie die Luftblasen können die Zellen durch Oxidation beschädigt. </li><li> Verwenden Sie die feuerpolierte Pasteur-Pipette mit dem breitesten Öffnung der Hirnrinde durch die Anbringung eines sterilen Gummiball bis zum Ende und Pipettieren nach oben und unten 5 Mal verreiben, wieder darauf achten, daß einführen Luftblasen. Setzen Sie diesen Vorgang mit den anderen 2 Glas Pipetten, jeweils mit einer verringerten Öffnung Größe. </li><li> Nach Anreiben Zentrifuge bis die Zellen wieder bei 2500 rpm für 2 Minuten. </li><li> Nach der Zentrifugation erneut den Überstand und Zellpellet in 2 ml NBM. </li><li> Filter der resuspendierten Zellen-Lösung durch ein 45 um Zellsieb. </li><li> Stain die Zellen mit Trypanblau, gezählt und geladen in die Geräte. Wir laden normalerweise 20 ul der Zellen pro Gerät. </li></ol> Hinweis: Die Endkonzentration der Zellen ist in der Regel zwischen 2,5 Mio. Zellen / ml und 8 Millionen Zellen / ml Das Laden der Zellen Nachdem die Zellen gezählt wurden, ist es Zeit, um die Zellen in das Gerät zu laden: <ol><li> Bringen Sie die zuvor hergestellte Geräte mit NBM in die Biosicherheitswerkbank, um die Sterilität zu erhalten. </li><li> Entfernen Sie überschüssige Medien aus den Vertiefungen durch Vakuum abgesaugt. Seien Sie jedoch vorsichtig, um zu vermeiden Entfernen aller der Medien - es muss einige Medien in den Hauptkanal werden. </li><li> Übernehmen 20 ul der Zellen auf der oberen linken Reservoir des Gerätes (siehe Diagramm falls erforderlich). Die Zellen fließen in das Gerät und befestigen Sie die PLL behandelten Oberfläche. </li><li> Nach dem Laden, setzen Sie die Geräte mit mehreren Zellen wieder in einen Inkubator für 10 Minuten, damit sich die Zellen zu verbinden. </li><li> Nach 10 Minuten füllen die Stauseen mit Medien und Geräten Platz zurück in den Inkubator. </li></ol>

<ol><li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1, 2128-2136 (2006).</li>
<li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury%2C+regeneration+and+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2, 599-605 (2005).</li>
</ol>

Zelldichten kann variiert je nach Anwendung werden. Allerdings Aussaat primären Neuronen zu niedrig mit einer Dichte von typischerweise zum Zelltod führt. Je nach dem Inkubator und die Höhe der Luftfeuchtigkeit können Medien benötigen, um in die Geräte alle 2-3 Tage gewechselt werden. Beim Wechsel Medien ist es nach dem Entfernen der Medien aus den Stauseen wichtig, nie zu entfernen Medien aus der Hauptkanäle. Außerdem ist es ratsam, frisches Medium in der oberen Brunnen Platz und erlauben frische Medien durch das Gerät und in die Hauptkanäle vor der Abfüllung bis alle Stauseen fließen.

<table><tbody><tr><td>NBM</td><td>Medium</td><td>Invitrogen</td><td>21103-049</td><td>Neuronales Basalmedium wird von Invitrogen im Rahmen ihrer Gibco-Linie von Zellkultur-Reagenzien bezogen.</td></tr><tr><td>E18-Rattenembryonen</td><td>Tier</td><td></td><td></td><td>Bezogen von trächtigen Sprague-Dawley-Ratten. Die trächtige Ratte wird getötet und die fetalen Rattenembryonen vom Entwicklungsstadium E18 seziert, um den fetalen Rattenhirncortex vom Entwicklungsstadium E18 zu gewinnen.</td></tr><tr><td>CMFM-Puffer HBSS für die Dissektion</td><td>Puffer</td><td></td><td></td><td>Eiskalter, calciumfreier, magnesiumfreier Dissektionspuffer auf HBSS-Basis.</td></tr><tr><td>15-ml-Röhrchen</td><td>Werkzeug</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon Nr. 352097</td><td>Erhältlich über den Fisher Scientific-Katalognummer 14-959-70C</td></tr><tr><td>0,25 % Trypsin-EDTA</td><td>Reagenz</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>37&amp;#730;C-Wasserbad</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pasteur-Pipetten</td><td></td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>Glas</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Medium</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Reagenz</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>Serum, wird in DMEM mit 10 % verwendet</td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td></td><td></td><td></td><td>auf 2500 U/min eingestellt</td></tr><tr><td>Trypanblau</td><td></td><td>Invitrogen</td><td></td><td>zur Bestimmung der lebenden/abgestorbenen Zellen</td></tr><tr><td>BD Falcon Zellfilter 40 µm</td><td>Werkzeug</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon Best.-Nr. 352340</td><td>Erhältlich über Fisher Scientific. Fisher Best.-Nr. 08-771-1</td></tr><tr><td>B27</td><td>Reagenz</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>B27 ist ein proprietäres Supplement, das von Invitrogen im Rahmen ihrer Gibco-Linie von Zellkultur-Reagenzien erhältlich ist.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Reagenz</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Glutamax ist von Invitrogen im Rahmen ihrer Gibco-Linie von Zellkultur-Reagenzien erhältlich.</td></tr></tbody></table>

vorbereitung e18 kortikale rattenneuronen für kompartimentierung in einer mikrofluidischen vorrichtung

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In diesem Video zeigen wir die Herstellung von E18 kortikalen Rattenneuronen. E18 kortikalen Rattenneuronen sind von E18 fetalen Rattencortex vorher seziert und hergestellt wurde. Das E18 Kortex ist, auf Dissektion, sofort dissoziiert in einzelnen Neuronen. Es ist möglich, E18 Kortex in Hibernate E-Puffer mit B27 bei 4 ° C lagern bis zu eine Woche vor der Dissoziation durchgeführt wird. Allerdings wird es ein Tropfen auf die Lebensfähigkeit der Zellen sein. In der Regel erhalten wir unsere E18 Cortex frisch. Es ist das Labor in eiskaltem Calcium frei Magnesium frei Dissektion Puffer (CMFM) transportiert. Bei der Ankunft ist Trypsin auf die Hirnrinde auf eine Endkonzentration von 0,125% aufgenommen. Die Rinde ist dann bei 37 ° C für 8 Minuten inkubiert. DMEM mit 10% FBS auf die Hirnrinde hinzugefügt, um die Reaktion zu stoppen. Die Rinde wird dann bei 2500 rpm für 2 Minuten zentrifugiert. Der Überstand wird entfernt und 2 ml Neural Basal Media (NBM) mit 2% B27 (vol / vol) und 0,25% Glutamax (vol / vol) die Hirnrinde, die dann durch Auf-und Abpipettieren resuspendiert hinzugefügt wird. Anschließend wird die Rinde mit den zuvor feuerpolierte Glaspipetten, die jeweils mit einer sukzessiven kleinere Öffnung verrieben. Nach Verreiben wird der Kortex wieder bei 2500 rpm für 2 Minuten zentrifugiert. Der Überstand wird dann entfernt und die Rinde Pellet mit 2 ml NBM mit B27 und Glutamax resuspendiert. Die Zellsuspension wird dann durch einen 40 um Nylon Zellsieb weitergegeben. Anschließend werden die Zellen gezählt. Die Neuronen sind nun bereit zum Laden in das Neuron Mikrofluidikvorrichtung.

In diesem Video zeigen wir die Herstellung von E18 Kortikale Rattenneuronen.

Vorbereitung E18 Kortikale Rattenneuronen für Kompartimentierung in einer mikrofluidischen Vorrichtung

In diesem Video demonstrieren wir die Präparation von kortikalen Rattenneuronen aus dem embryonalen Stadium E18. E18-kortikale Rattenneuronen werden aus dem Kortex fetaler Ratten im Stadium E18 gewonnen, die zuvor ...

Hallo und willkommen im Labor von Dr. Newly John. In einem vorherigen Video haben wir gezeigt, wie wir das Neuronen-Gerät herstellen, eine Plattform, die es dem Forscher ermöglicht, die Zellkörper der Neuronen von einer reinen axonalen Fraktion zu trennen. Die weiche Lithographie ist die verwendete Technik zur Herstellung der Geräte, die darin besteht, PDMS auf einen Siliziumwafer zu gießen und zu aushärten, der das zuvor mittels Fotolithographie hergestellte Gerätedesign enthält.In diesem Video demonstrieren wir die Herstellung von primären kortikalen Rattenneuronen vom Typ spro dolly E 18 und die Beladung der Neuronen in die Neuronenvorrichtung. Ich möchte Ihnen Kiana Lee vorstellen. Sie wird heute die Demonstrationen durchführen.Bevor Sie beginnen, ist es wichtig, dass alle erforderlichen Medien und Reagenzien im Wasserbad auf 37 Grad erwärmt sind. Sie sehen hier Neurobasal-Medium, 0,25 % Trypsin und DMEM, das 10 % FBS enthält. Es ist entscheidend sicherzustellen, dass alles, was in den Sterilwerkbank zur Reparatur der Zellen gebracht wird, sterilisiert und mit 70 % Ethanol abgewischt wurde.Zunächst wird die Gewebekulturhaube mit 70 % Ethanol abgewischt. Danach werden die Kunststoffgestelle zum Halten der Röhrchen mit Ethanol besprüht. Anschließend wird der beim Tri-Streichverfahren verwendete Gummiball mit Ethanol gereinigt.Es ist wichtig, dies frühzeitig durchzuführen, damit es ausreichend Zeit zum Trocknen hat. Anschließend werden die erforderlichen Reagenzien mit Ethanol abgewischt und in die Abzugshaube gebracht. Zwei Stücke des E18-fetalen Rattenkortex, die ein zuvor präpariertes Gehirn repräsentieren, werden in ein 15-ml-Röhrchen gegeben, das ein ml eiskaltes, calciumfreies, magnesiumfreies Dissektionspuffer enthält. Ein ml 0,25 %igem Trypsin-EDTA wird dem Kortex im Dissektionspuffer hinzugefügt, wodurch das Endvolumen zwei ml und die endgültige Trypsinkonzentration 0,125 % beträgt. Das 15-ml-Röhrchen mit dem Kortex und dem nun zugegebenen Trypsin wird dann für acht Minuten in ein 37-Grad-Wasserbad gestellt, während der fetale Kortex bei 37 Grad im Trypsin inkubiert wird.Drei Pasteurpipetten werden an der Flamme geglättet. Die Spitze der Glaspipette wird leicht in die Nähe des blauen Teils der Flamme gebracht und langsam gedreht, bis sich lediglich die Öffnung orange verfärbt. Während sie orange wird.Es ist wichtig, die Glaspipette weiterzudrehen, damit sie nicht kollabiert. Beachten Sie, dass die Öffnungen der Glaspipetten sukzessive kleiner werden. Es ist außerdem wichtig zu beachten, dass die Öffnungen nicht zu klein gemacht werden sollten, da dies eine Lyse der Zellen verursachen kann, nachdem der Kortex acht Minuten bei 37 °C mit Trypsin inkubiert wurde; anschließend werden 10 ml DMEM, die 10 % FBS enthalten, dem Kortex zugegeben, um die Trypsinreaktion zu stoppen.Das 15-ml-Röhrchen, das den Kortex und DMEM mit 10 % FBS enthält, wird bei 2.500 U/min für zwei Minuten zentrifugiert. Im Biosicherheitswerkbank wird mittels Vakuumsaugung, die an eine Glaspipette angeschlossen ist, der Überstand vom Kortex entfernt. Dabei ist darauf zu achten, das Pellet nicht zu stören oder zu lösen.1 ml neuronales Basalmedium, das B 27 und Glutamat enth&auml;lt, wird zum Cortexpr&auml;zipitat gegeben und vorsichtig auf- und abpipettiert. Es ist sehr wichtig, beim Auf- und Abpipettieren keine Luftblasen zu erzeugen, da diese die Zellen durch Oxidation sch&auml;digen k&ouml;nnen. Anschlie&szlig;end wird die fein geschliffene hintere Pipette mit der gr&ouml;&szlig;ten &Ouml;ffnung verwendet, um den Cortex zu tritieren, indem eine sterile Gummib&uuml;rste an das Ende der Pipette angebracht und etwa f&uuml;nfmal auf- und abpipettiert wird.Dabei darauf achten, keine Luftblasen einzuführen. Gut. Der Prozess wird mit den beiden anderen Glaspipetten, jeweils mit verkleinerter Öffnungsgröße, fortgesetzt. Wie bereits erwähnt, ist es wichtig sicherzustellen, dass während des Dreifach-Streichprozesses keine Blasen entstehen.Sie sollten außerdem bemerken, dass Sie keine sichtbaren Stücke mehr sehen. Es ist wichtig, weiterzurühren, bis keine Stücke des Kortex mehr im Medium sichtbar sind. Nach der Inkubation werden die Zellen erneut bei 2.500 U/min für zwei Minuten zentrifugiert.Dies entspricht in etwa der Größe des Pellets, das man von zwei Stückchen Kortex erwarten würde. Nach der Zentrifugation wird das Überstand erneut vom Zellpellet abgenommen. Nachdem der Überstand entfernt ist, wird ein Milliliter Neurobasal-Medium, das B27 und Glutamat enthält, zum Kortex gegeben und zum erneuten Aufschwemmen des Kortex verwendet.Das Zellpellet wird erneut vorsichtig mehrmals auf- und abpipettiert, um das Entstehen von Blasen zu vermeiden und sicherzustellen, dass das Zellpellet gleichmäßig verteilt und vollständig aufgelöst ist. Ein weiterer Milliliter Neurobasal-Medium wird der Zellsuspension zugegeben, wodurch das Endvolumen zwei Milliliter beträgt. Anschließend wird die resuspendierte Zelllösung durch einen 40-Mikrometer-Zellsieb von BD Biosciences filtriert, um danach die Zellen zu zählen und ihre Vitalität zu beurteilen.60 µL frisches neuronales Basalmedium werden in ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen gegeben. Anschließend werden 20 µL Zellen zu den 60 µL neurobasalem Medium hinzugefügt und schließlich 20 µL Trypanblau zu den Zellen im neurobasalen Medium zugegeben. Das Trypanblau färbt die Zellen an, die nach der Färbung mit Trypanblau nicht mehr lebend sind.Wir pipettieren 20 µL auf ein Hämozytometer und betrachten sie unter dem Mikroskop. Lebende Zellen erscheinen klar und durchscheinend, während Zellen mit beschädigten Membranen aufgrund des Trypanblau blau angefärbt sind. Typischerweise erhalten wir etwa 2,5 Millionen Zellen und 8 Millionen Zellen pro Kortex.Normalerweise erhalten wir zwei Stücke des Cortex von einem Gehirn, wobei die Zellen in einem Endvolumen von zwei Milliliter resuspendiert sind. Die endgültige Zellkonzentration liegt somit typischerweise zwischen 2,5 Millionen Zellen pro Milliliter und 8 Millionen Zellen pro Milliliter. Üblicherweise geben wir etwa 20 Mikroliter Zellen pro Gerät auf.Dies ergibt eine Zellzahl pro Gerät zwischen 50.000 Zellen und 160.000 Zellen. Die Zelldichten können je nach Anwendung variiert werden. Allerdings führt das Ansäen primärer Neuronen in zu geringer Dichte in der Regel zum Zelltod. Geräte, die zuvor mit neuronalem Basalmedium vorbereitet wurden, werden zur Wahrung der Sterilität in den Biosicherheitswerkbank gebracht.Überschüssiges Medium aus den Vertiefungen wird durch eine Vakuumabsaugung entfernt. Dabei muss jedoch darauf geachtet werden, nicht das gesamte Medium zu entfernen. Es muss etwas Medium im Hauptkanal verbleiben; nur das Medium aus den Reservoirs sollte abgesaugt werden.Nur 20 Mikroliter Zellen werden auf das obere linke Reservoir des Geräts aufgebracht. Die Zellen strömen in das Gerät hinein und heften sich an der mit PLL behandelten Oberfläche an. Hier sehen Sie die Zellen, während sie durch den Hauptkanal fließen, und Sie werden bemerken, dass einige von ihnen sich tatsächlich an dem Glas festsetzen.Nach dem Beladen werden die Geräte mit den Zellen für etwa 10 Minuten in einen Inkubator zurückgestellt, damit sich die Zellen anheften können. Nach 10 Minuten im Inkubator werden die Geräte erneut in die Sicherheitswerkbank gebracht, die Reservoirs mit Medium gefüllt und anschließend werden die Geräte wieder in den Inkubator zurückgestellt. Einige wichtige Hinweise: Abhängig vom Inkubator und dem erforderlichen Feuchtigkeitsniveau des Mediums, muss dieses in den Geräten alle zwei bis drei Tage gewechselt werden.Es ist empfehlenswert, frisches Medium in die oberen Brunnen zu geben und etwas frisches Medium durch das Gerät und in die Hauptkanäle fließen zu lassen, bevor alle Reservoire gefüllt werden. Die Neuronen werden hier mit Calcium, einem zellpermeablen Farbstoff, der lebende Zellen anfärbt, sichtbar gemacht. Hier sehen Sie die somatische oder Zellseite des Geräts, die die Zellkörper, Axone und Dendriten enthält.Während wir über das Gerät schwenken, können Sie die mikroskopischen Rillen sehen, durch die die Axone wachsen, um die andere Seite des Geräts zu erreichen, die Axon-Seite, die einen reinen axonalen Anteil enthält. Zu Demonstrationszwecken werden diese fluoreszenzmarkierten Zellen verwendet, um das Axotomie-Verfahren zu veranschaulichen.Eine der Eigenschaften des Neuronengeräts besteht darin, dass es dem Forscher ermöglicht, eine Exotomie durchzuführen, bei der die Axone aus dem reinen axonalen Anteil des Geräts durchtrennt werden, um beispielsweise Untersuchungen zur axonalen Regeneration durchzuführen. Keano wird nun die Durchführung einer Exotomie im Neuronengerät demonstrieren; die Exotomie erfolgt mittels Vakuum.Ein steriler Glaspipettierer wird an der unteren Öffnung des Wells auf der axonalen Seite platziert, das Medium wird unter Vakuum abgesaugt. Das gesamte Medium wird von der axonalen Seite des Geräts entfernt, einschließlich des Mediums im Hauptkanal. Um den Vorgang nach dem Entfernen des Mediums zu wiederholen, werden 150 Mikroliter Medium in den Hauptkanal gedrückt, indem die Pipettenspitze an der Öffnung des Hauptkanals angebracht und die Pipette mit Druck betätigt wird.Anschließend wird Vakuum an die Öffnung des Hauptkanals und des oberen Wells der axonalen Seite des Geräts angelegt. Erneut wird Vakuum verwendet, um das gesamte Medium von der axonalen Seite einschließlich des Hauptkanals zu entfernen. Danach werden erneut 150 Mikroliter Medium in den Hauptkanal gedrückt, indem die Pipettenspitze an die Öffnung des Hauptkanals gehalten und die Pipette mit Kraft betätigt wird.An diesem Punkt kann der Forscher das Gerät unter dem Mikroskop untersuchen, um die Effizienz des Axonschnitts zu überprüfen. Falls die Axone nicht ausreichend durchtrennt wurden, kann der Vorgang bei Bedarf wiederholt werden. In diesem Video haben wir Ihnen gezeigt, wie man E18-fetale kortikale Neuronen präpariert und in das Neuronen-Gerät einläd.Der Hauptvorteil dieser Vorrichtungen liegt in der Möglichkeit, die Kultivierung der neuronalen Zellkörper auf der einen Seite der Vorrichtung von einem reinen axonalen Anteil auf der anderen Seite zu trennen und räumlich zu isolieren. Wir hoffen, dass dieses Video für Sie informativ und hilfreich war. Damit schließen wir aus dem John-Labor.Vielen Dank fürs Zuschauen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

In diesem Video zeigen wir die Technik der weichen Lithographie mit Polydimethylsiloxan (PDMS), die wir verwenden, um eine Mikrofluidikvorrichtung zur Kultivierung von Neuronen farbricate.

Herstellung eines mikrofluidischen Vorrichtung für die Abschottung der Neuron Soma und Axonen

Wir entwickelten eine neuartige Multi-Kompartiment-Neuron Co-Kultur Mikrosystem-Plattform für in-vitro-ZNS-Axon-Glia-Interaktionen Forschung. Die Plattform ist in der Lage die Durchführung von bis zu sechs unabhängigen Experimenten parallel und wurde unter Verwendung eines neu entwickelten Makro / micro hybrid Herstellungsverfahren.

Ein Multi-Kompartiment-ZNS-Neuron-Glia-Co-Kultur mikrofluidischen Plattform

Dieses Video zeigt die Verwendung eines vormontierten Mikrofluidik-Chips aus Kunststoff für die kompartimentierte Kultur von primären Hippocampus-Neuronen der Ratte. Die Neuronen werden in eines der mikrofluidischen Kompartimente plattiert, wo sie sich anheften und wachsen, wobei sie ihre Axone durch die Mikrorillen des Chips in das benachbarte Kompartiment ausdehnen. Die schmalen Mikrorillen verhindern das Eindringen von neuronalen Zellkörpern und ermöglichen so eine physikalische Trennung...

Kompartimentierte primäre murine Neuronenkultur mit mikrofluidischen Kunststoffchips

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Differenzierung von neuralen Stammzellen zu Neuronen mit Hilfe eines kompartimentierten mikrofluidischen Geräts

Quelle: Struzyna, L. A. et. al., Anatomically Inspired Three-dimensional Micro-tissue engineered Neural Networks for Nervous System Reconstruction, Modulation, and Modeling. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Entwicklung von neuronalen Netzwerken aus Mikrogewebe unter Verwendung einer Hydrogel-Mikrosäule mit einem extrazellulären Matrixkern. Ausgesäte neuronale Aggregate haften an, erweitern Projektionen und bilden strukturierte neuronale Netzwerke, die zu Fortschritten in der...

Entwicklung eines neuronalen Netzwerks mit Mikrogewebe unter Verwendung einer Hydrogel-basierten Mikrosäule

Protokolle für die einzelnen Neurons mikrofluidischen Anordnungs und Wasser für die Maskierung in dem Chip Plasma Strukturierung der Biomaterial-Beschichtungen beschrieben. Sehr verbunden Co-Kulturen können mit minimalem Ein-Zelle hergestellt werden.

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Schnittstellen 3D Engineered neuronalen Kulturen auf Mikroelektrodenarrays: ein innovatives<em&gt; In-vitro-</em&gt; Experimental Modell

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Plastik-Chips zu Kultur und primäre murine Neuronen in Schubladen. Diese Chips sind vormontiert, benutzerfreundlich und kompatibel mit hoher Auflösung, live und Fluoreszenz-Bildgebung. Dieses Protokoll beschreibt die Platte Ratte hippocampal Neuronen innerhalb dieser Chips und strömungstechnische Isolation, Axotomie und Immunostaining durchführen.

Einsatz von vormontierten Kunststoff mikrofluidischen Chips für Abschottung primäre Murine Neuronen

Dieses Protokoll demonstriert die Verwendung von kompartalisierten mikrofluidischen Chips, die in einem zyklischen Olefin-Copolymer in kultivierte Neuronen gegossen werden, die von menschlichen Stammzellen unterschieden werden. Diese Chips sind vormontiert und einfacher zu verwenden als herkömmliche, kompartalisierte Polygeräte (Dimethylsiloxan). Mehrere gängige experimentelle Paradigmen werden hier beschrieben, einschließlich viraler Etikettierung, fluidischer Isolation, Axotomie und...

Unterteilung menschlicher Stammzellen-abgeleiteter Neuronen in vormontierte Mikrofluidchips aus Kunststoff

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Aussaat und Färbung neuronaler Mitochondrien in mikrofluidischen Kammern. Der fluidische Druckgradient in diesen Kammern ermöglicht die selektive Behandlung von Mitochondrien in Axonen, um ihre Eigenschaften als Reaktion auf pharmakologische Herausforderungen zu analysieren, ohne das Zellkörperkompartiment zu beeinträchtigen.

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Dieses Protokoll beschreibt ein mikrofluidisches System, das die neuronale Stoffwechseldynamik nach axonaler Verletzung modelliert und Bildgebung, Multi-Omics-Analysen und mechanistische Studien des intrinsischen metabolischen Umbaus ermöglicht.

Mikrofluidischer Chip für axonale Verletzungsmodelle, Aufbau und Ermöglichung von Multi-Omics-Analysen

Erfahren Sie die Vorbereitung von E18 kortikalen Rattenneuronen für mikrofluidische Kompartimentierung. Diese Methode ermöglicht die Isolation lebensfähiger Zellen für axonale Regenerationsstudien.

Vorbereitung E18 Kortikale Rattenneuronen für Kompartimentierung in einer mikrofluidischen Vorrichtung

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