Name: Rodent stereotaktischen Chirurgie und Tierschutz Outcome Verbesserungen für Behavioral Neuroscience (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Erfahren Sie verbesserte stereotaktische Chirurgie bei Nagetieren mit kontinuierlicher Überwachung von Blutsauerstoff, Herzfrequenz und Körpertemperatur. Diese Verfeinerungen erhöhen die Überlebensrate und das Tierwohl signifikant.

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Die Autoren danken Dr. Peter Gerrits für die Zeichnungen in dem Video verwendet.

Hinweis: Antiseptische Techniken sollten während des gesamten Verfahrens eingesetzt werden. Alle Instrumente und Materialien (Baumwolle-bestückte Tupfer, Gaze, etc.), die während der Operation eingesetzt werden, sollten durch Autoklavieren sterilisiert werden. Ein OP-Maske, Haar-Motorhaube und sterile Handschuhe getragen werden. Der Arbeitsbereich und der stereotaktischen Gerät gründlich gereinigt werden, und desinfiziert mit einer 70% igen Ethanol-Lösung. 1. Pre-chirurgische Eingriffe <ol><li> Richten Sie den stereotaktischen Apparat und alle benötigten Materialien. Pre-warm die Heizkissen. </li><li> Legen Sie die Kanüle in seine Unterstützung und prüfen, ob sie gerade ist. </li><li> Schalten Sie das Gasnetz - Mischung aus Luft und Sauerstoff (30-35% des gesamten Flow sollte Sauerstoff). </li><li> Wiegen Sie die Ratte und die Verwaltung der Betäubung. Wir verwenden eine Mischung aus Ketamin (37,5 mg / kg) und Dexmedetomidin (0,25 mg / kg) subkutan injiziert. Für verschiedene Narkose-Protokollen finden Sie Flecknell 4 und Hellebrekers et al. 7. </li><li> Nachdem die Ratte das Bewusstsein verloren, rasieren Kopfbereich geht aus den Ohren, nur zwischen den Augen mit einem elektrischen Rasierapparat. </li><li> Legen Sie die Ratte auf dem Heizkissen, mit der Nase vor der Luftschlauch. Verwenden Sie ein Pulsoximeter, um sicherzustellen, dass die Ratte eine angemessene Blutoxygenierung Ebene (sollte nicht fallen &lt;90%) hat. Bitte folgen Sie den Anweisungen des Herstellers für die richtige Nutzung der Geräte. </li><li> Übernehmen Augencreme (Duratears Z, Alcon) auf beiden Hornhäute zur Austrocknung zu vermeiden. </li><li> Überprüfen Sie die Ratte die Reflexe (tail Reflex oder Zehen-Pinch-Reflex, als in Walantus et al. 8 gezeigt), um sicherzustellen, dass es ausreichend betäubt ist. Wenn die Ratte weiterhin starke Reflexe zeigen, könnte Supplementierung der Narkose erforderlich sein. </li><li> Wenn keine Zehen-Pinch-Reflex wird gezeigt, Ort der Ratte in der stereotaktischen Apparat, passen Sie die Ohr-Bars, so dass es gleich zu lesen auf beiden Seiten zeigt, und legen wieder den Atemschlauch vor dem Tierdurch die Festsetzung es mit der Nase bar. Überprüfen Sie noch einmal, wenn die Ratte zeigt eine Blutoxygenierung von 90% oder höher. Wenn nicht, stellen Sie entweder den Schlauch, eine Annäherung an die Nase, oder erhöhen Sie die Zufuhr von Sauerstoff. Überwachen Sie die Blutoxygenierung Ebene und die Herzfrequenz während der Operation. </li><li> Kontinuierliche Überwachung der Ratte Temperatur mit einem Thermometer rektal (vorzugsweise auf einem Heizkissen angeschlossen) und notieren Sie die Werte am Anfang und am Ende der Operation. Passen Sie die Heizkissen oder eine Decke auf eine Körpertemperatur von 37,5 bis 38,5 ° C zu halten </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Spritzen Sie das Analgetikum. Wir sind mit einem einzigen peri-operative Verabreichung von Carprofen (4,0 bis 5,0 mg / kg subkutan). Für verschiedene Schmerzmittel Protokollen finden Hellebrekers et al. 7. </li><li> Reinigen Sie den rasierten Bereich der ter Haut von der Mitte zu den Haaren Umfang dreimal mit einem Desinfektionsmittel (zB Chlorhexidin 0,5%) und lokal zu injizieren eine Mischung von Lidocain (20 mg / ml) und Adrenalin (5 mg / ml) zur Lokalanästhesie und Vasokonstriktion (um zu verhindern starke Blutungen). </li><li> Machen Sie eine anterior-posteriore Inzision von etwa 2,5 cm auf der Mittellinie der Kopfhaut, und zwar von zwischen den Augen, bis die Rückseite der Ohren. Verwenden Sie 4-6 Bulldogklemmen abzukneifen der Haut und halten den Schnitt zu öffnen. Entfernen Sie alle Bindegewebe mit einem Spatel und / oder Wattestäbchen und reinigen Sie den Bereich um den Schädel Oberfläche freizulegen. </li><li> Prüfen Sie, ob der Kopf Ebene: Erstens finden Lambda und Ort der Führungskanüle genau über dieser Stelle berühren den Schädel. Notieren Sie sich die dorso-ventrale koordinieren. Als nächstes legen Sie die Führungskanüle genau über Bregma, berührt den Schädel, und notieren Sie die dorso-ventrale koordinieren. Diese beiden Koordinaten sollten identisch sein. Ist die Differenz&gt; 0,3 mm, passen Sie die Nase bar zu korrigieren. </li><li> Make zwei kleine Löcher für die Befestigung des Schädels Schrauben mit einem sterilisierten Handbohrmaschine (eine ca. 5 mm anterior der Kanüle Lage in einer der Hemisphären und die anderen 5 mm hinter der Kanüle Lage in der kontralateralen Hemisphäre). Legen Sie zwei sterile Schrauben in die Löcher, bis sie fest verankert sind, ohne vollständig in den Schädel eingesetzt. </li><li> Mit der Führung Kanüle gelegt genau an Bregma, notieren Sie die anterior-posterioren und lateralen Koordinaten. Die korrekte Lage der Führungskanüle Platzierung für jede Region des Gehirns können durch Addieren oder Subtrahieren von Bregma, mit Hilfe eines stereotaktischen Atlas 9-11 berechnet werden. </li><li> Positionieren Sie den Führungskanüle in die richtige Position, leicht berühren den Schädel. Notieren Sie sich die dorso-ventrale koordinieren. Für bilaterale Kanüle Platzierung neben der Kanüle Lage in die andere Hemisphäre zu finden, und erneut ein Rekordergebnis der dorso-ventralen koordinieren. Beide Koordinaten sollten identisch sein (oder unterscheiden &lt;0,3 mm). </li><li>Markieren Sie die Kanüle Standorten auf den Schädel mit einem sterilen Stift und mit der Hand Bohrer, machen die Bohrlöcher, die Überprüfung der Größe und der richtigen Stelle mit Hilfe des Leitfadens Kanüle. Sobald die Löcher sind, verwenden Sie eine sterile Nadel vorsichtig punch den Hirnhäuten zum ungehinderten Einführen der Kanüle zu ermöglichen. </li><li> Legen Sie die Kanüle in das erste Loch und senken Sie es sorgfältig, bis sie die endgültige ventralen koordinieren erreicht. Bereiten Sie den Zahnzement und großzügig auftragen es um die Kanüle und einer oder beide Schrauben, um die Kanüle zu fixieren. Warten Sie, bis der Zement vollständig getrocknet ist. Danach entfernen Sie vorsichtig die Kanüle zu unterstützen, indem Sie die dorso-ventrale bar nach oben. </li><li> Legen Sie die zweite Kanüle in die Unterstützung und gehen Sie auf die Kanüle Lage in die andere Hemisphäre. Legen Sie die Kanüle in das Loch, und wiederholen Sie den vorherigen Schritt. Bedecken Sie die Schrauben und eine große Oberfläche der Kanülen mit dem Zement und bevor der Zement trocken ist, entfernen Sie alle Überschüsse aus der Haut. </li><li> Inject warm (~ 37 ° C) steriler Kochsalzlösung (~ 10 ml / kg, sc) zu Rehydrierung zu gewährleisten. </li><li> Nach der Zement vollständig getrocknet ist, entfernen Sie die Kanüle zu unterstützen und legen Sie eine sterile Nadel in jede Kanüle zur Obstruktion zu verhindern. </li><li> Reinigen Sie die Wunde mit einer sterilen Kochsalzlösung und Naht der Vorder-und Rückseite der Wunde. </li><li> Entfernen Sie das Tier aus der stereotaktischen Apparat, anstelle der Gasschlauch vor seiner Nase. Fahren Sie mit dem Sauerstoffsättigung und Körpertemperatur überwachen. </li><li> Wenn eine injizierbare Betäubungsmittel mit Dexmedetomidin verwendet wird, injizieren ihre Antagonisten Atipamezol (0,25 mg / kg, sc) und warten, bis das Tier erwacht (ca. 5 Minuten). </li><li> Legen Sie die Ratte in eine Erholung Käfig. Zur Vermeidung von Unterkühlung, platzieren Sie den Käfig in einem Brutschrank bei 28 ° C oder auf einem Heizkissen in einem Ort, wo man das Tier für mindestens eine Stunde beobachten können, vor der Rückgabe an das Vivarium Raum. </li></ol> 3. Post-OP-Pflege <ol><li> Während die ersten 4 Tage nach der Operation, überwachen die Ratte Genesung, indem sie täglich Aufzeichnungen über Gewicht und andere Beobachtungen über den Zustand des Tieres im Labor Logbüchern oder "Tierschutz Tagebücher". </li><li> Tiere, die deutliche Zeichen für eine Krankheit, Infektion der Wunde, Verlust von Körpergewicht oder andere Anzeichen verminderter Wohlbefinden zu unterziehen besondere Sorgfalt zeigen: z. B. eine zusätzliche Dosis von Schmerzmitteln zu post-operativen Schmerzen, eine Mischung aus Pulver Nahrung und Wasser zu minimieren Zusätzlich zu den Standard chow zur Förderung der Ratte den Appetit, und / oder eine subkutane Injektion von Kochsalzlösung auf Rehydrierung zu unterstützen. </li><li> Wenn die Ratte zeigt keine Verbesserung nach diesen Eingriffen, oder der Verlust von Körpergewicht&gt; 15% (im Vergleich zu vor der Operation das Gewicht), das Opfer das Tier mit einer Überdosis des Narkosemittels (humane Endpunkt). </li><li> Ratten müssen in der Regel für mindestens 7 Tage vor Beginn der Verhaltensexperimente erholen. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse jove_content "&gt; Um festzustellen, ob die verschiedenen Änderungen an unseren chirurgischen Eingriff, insbesondere im Hinblick auf zusätzlichen Sauerstoff und die kontinuierliche Überwachung von Blutoxygenierung Ebenen, Herzfrequenz und Körpertemperatur, das Tier das Überleben erweitert und verbessert den allgemeinen Zustand nach der Operation, verglichen wir die Nicht-Überlebensrate von 20 Kohorten von Tieren (bestehend aus 20 Ratten pro Stück), dass eine Operation unterzogen, nachdem wir diese Änderungen umgesetzt mit dem Nicht-Überlebensrate von 24 Kohorten (20 Ratten pro Stück) mit dem Standard-Protokoll betrieben. Wie in Abbildung 1a , die Nicht-Überlebensrate war signifikant in der Stichprobe der Kohorten, die mit dem modifizierten Protokoll (P &lt;0,05; Mann-Whitney-U-Test, zwei tailed) betrieben wurde reduziert. Außerdem ist, wie in Abbildung 1b, post-chirurgische Gewichtsverlust gezeigt von Ratten mit dem modifizierten Protokoll betrieben wurde ebenfalls signifikant reduziert, um die von Ratten, die mit dem Standardverfahren (post-operativen Tag 1 betrieben Vergleich: P &lt;0,05; postoperativen Tag 2: p &lt;0,01; postoperativen Tag 3: P = 0,17; Student t-Tests). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Effect von chirurgischen Modifikationen auf Nicht-Überlebensrate und postoperativen Gewichtsabnahme. (A.) Non-Überlebensrate von Ratten, die mit dem modifizierten Protokoll betrieben werden, dass von Ratten mit dem Standard-Protokoll betrieben verglichen. Die Nicht-Überlebensrate (Median ± Interquartilbereichs) wurde als Prozentsatz der Ratten berechnet, pro Gruppe von 20 Ratten, die nicht überlebt haben Chirurgie. * P &lt;0,05, Mann-Whitney-U-Test wurden zwei tailed (n = 20 Kohorten für die modifizierten Protokoll und 24 Kohorten für das Standard-Protokoll). (B.) Gewichtsverlust (Mittelwert ± SEM in Prozent des vor der Operation Gewicht) während der ersten (POD1), zweiten (POD2) und dritten (POD3) postoperativen Tag. * P &lt;0,05, ** P &lt;0,01, Student t-Test (n = 60 pro Gruppe).

<ol><li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , Methuen, London. (1959).</li>
<li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents%3A+are+we+making+progress%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Altern.+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li>
<li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia+-+A+Practical+Introduction+for+Research+Workers+and+Technicians%22">Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DIRECTIVE+2010%2F63%2FEU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Official+Journal+of+the+European+Union%22%5BJournal%5D)">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li>
<li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHellebrekers%2C+LJ+%22Principles+of+Laboratory+Animal+Science%22">Principles of Laboratory Animal Science</a>. Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. , Elsevier Science B.V. 277-311 (2001).</li>
<li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1986).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (2007).</li>
<li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwanson%2C+LW+%22Brain+Maps%3A+Structure+of+the+Rat+Brain%22">Brain Maps: Structure of the Rat Brain</a>. , Elsevier. (1992).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Der Hauptzweck dieses Video-Präsentation ist es, Verhaltens-Neurowissenschaftler mit den Grundprinzipien der stereotaktischen Chirurgie vertraut zu machen. Forscher, die bereits gute Ergebnisse erzielen stereotaktischen Operation könnte auch aus diesem Video profitieren und betrachten einige der verfahrenstechnischen Verbesserungen für den Einsatz im eigenen Labor. Eine ständig wachsende Wissen über die Optimierung von chirurgischen Techniken 1-3, die Entwicklung neuer Anästhetika und Analgetika für den Einsa...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td></tr><tr><td> Alcohol 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (Atipamezol) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Atropinsulfat 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog hämostatische Klemme </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Kanülen </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Chlorhexidin 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> Reinigungspulver </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Cotton-Sticks </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (Dexmedetomidin) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Drill </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder unterhalten 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip fijne schaar ret.sp / st 110 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gaze </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Heizkissen </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Insect Pins (Stilette) </td><td> Entosphinx (Tschechische Republik) </td></tr><tr><td> Ketamin 10% (Ketamin) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted gerader Spitze </td><td> Aesculap-vet </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Nadeln (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oximeter </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Pharmazie der UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Skalpell Nr. 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Schraubendreher </td><td> konventionelle Hardware Store </td></tr><tr><td> Simplex Rapid (Zahnzement) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Schädel Schrauben </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Spachtel </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan spezielle </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Chirurgische Pinzette 100mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Nahtmaterial Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Spritze 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Spritze 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Spritze 5ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocain (Lidocain / Adrenalin) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaktischen chirurgie und tierschutz outcome verbesserungen für behavioral neuroscience

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaktischen Operation zur Implantation von Kanülen in bestimmten Hirnregionen seit vielen Jahrzehnten eine sehr erfolgreiche experimentelle Technik, um die Auswirkungen von lokal manipuliert Neurotransmitter und Signalwege in wach, sich verhaltenden Tier zu untersuchen. Darüber hinaus hat die stereotaktische Implantation von Elektroden für elektrophysiologische Stimulation und Ableitung Studien maßgeblich zu unserem heutigen Verständnis der Neuroplastizität und Gehirn Netzwerke im sich verhaltenden Tier. Bei immer mehr Wissen über die Optimierung von chirurgischen Techniken in Nagetieren 1-4, das öffentliche Bewusstsein in Bezug auf Fragen des Tierschutzes und der strengen Gesetzgebung (zB die 2010 EU-Richtlinie über die Verwendung von Versuchstieren 5) hat uns veranlasst, diesen chirurgischen Eingriffen zu suchen, insbesondere im Hinblick um die Umsetzung neuer Verfahren für die Sauerstoff-Supplementierung und die kontinuierliche Überwachung von Blut mit Sauerstoff und Herzfrequenz-Niveaus während der Operation sowieEinführung eines standardisierten Protokolls zur postoperativen Pflege. Unsere Beobachtungen zeigen, dass diese Änderungen in einer erhöhten Überlebensrate und eine Verbesserung der allgemeinen Zustand der Tiere nach der Operation (z. B. weniger Gewichtsverlust und eine aktivere Tier) geführt. Dieses Video-Präsentation zeigt die allgemeinen Verfahren in dieser Art von stereotaktischen Operation mit besonderem Augenmerk auf unsere verschiedenen Modifikationen beteiligt. Wir illustrieren diese chirurgischen Verfahren bei Ratten, aber es ist auch möglich, diese Art der Chirurgie in Mäusen oder anderen kleinen Labortieren durchgeführt durch die Verwendung spezieller Adapter für die stereotaktische Vorrichtung 6.

Stereotaktischen Operation an Nagern ermöglicht eine gezielte Verabreichung von Medikamenten oder Elektrostimulation und Aufnahmen an wachen, sich verhaltenden Tier. In diesem Video-Präsentation werden wir den letzten prozedurale Verfeinerungen dieser langjährigen Verfahren, die erfolgreich eine verbesserte Überlebensrate und weniger postoperative Gewichtsverlust zu demonstrieren.

Rodent stereotaktischen Chirurgie und Tierschutz Outcome Verbesserungen für Behavioral Neuroscience

Die stereotaktische Chirurgie zur Implantation von Kanülen in spezifische Hirnregionen ist seit vielen Jahrzehnten eine sehr erfolgreiche experimentelle Technik, um ...

Das allgemeine Ziel dieser Präsentation besteht darin, die grundlegenden Verfahren der stereotaktischen Chirurgie zur Implantation von Kenly in spezifische Hirnregionen darzustellen, wobei besonderes Augenmerk auf Verfahrensverbesserungen bei dieser lang etablierten Methode liegt. Diese Verbesserungen werden vor allem durch die Überwachung und Supplementierung des Sauerstoffgehalts im Blut sowie durch die kontinuierliche Kontrolle von Herzfrequenz und Körpertemperatur während der Operation erreicht. Diese verfeinerten Verfahren führen zu einer erhöhten Überlebensrate und insgesamt zu einem verbesserten Tierwohl. Der wesentliche Vorteil dieser Technik gegenüber Standardmethoden der stereotaktischen Chirurgie liegt darin, dass durch unsere Modifikationen die Überlebensraten und das Wohlbefinden der Tiere signifikant verbessert werden.Im Allgemeinen haben Personen, die mit dieser Methode nicht vertraut sind, Schwierigkeiten damit, die Ratte in den stereotaktischen Halter zu bringen und die Koordinaten zu bestimmen. Nach gründlicher Sterilisation der stereotaktischen Vorrichtung und Autoklavierung der chirurgischen Instrumente beginnt man mit der Vorbereitung des Arbeitsplatzes und dem

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die Überwachung der extrazellulären Neurotransmitter Ebenen in verschiedenen Hirnregionen der frei beweglichen Tieren bietet Einblicke über den Zusammenhang zwischen Neurotransmittern und Verhalten. In-vivo-Mikrodialyse mit elektrochemischer Detektion gekoppelt bietet eine hervorragende anatomische und chemische Auflösung, und Informationen darüber, wie basale Neurotransmission wird durch pharmakologische oder physiologische Manipulationen verändert.

Survivable stereotaktischen Chirurgie in Nagetiere

Gezielte Abtragung von spezifischen Hirnregionen (en) durch Infusion unter Verwendung eines stereotaktischen Koordinaten Excitotoxin beschrieben. Diese Technik könnte auch für die Infusion von anderen Chemikalien in dem Gehirn der Ratte angepasst werden.

Stereotaktischen Chirurgie für Exzitotoxische Läsion Spezifische Hirnareale in der erwachsenen Ratte

Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Das Video zeigt ein Verfahren zur Implantation einer drahtlosen bidirektionalen Mehrkanal-Elektrodeneinheit in ein Rattengehirn, um mehrkanalige neuronale Netze aufzuzeichnen und zu stimulieren.

Implantation eines drahtlosen bidirektionalen Mikroelektrodensystems in ein Rattengehirn

Stereotaktische Injektion von Lentiviren ausdrücken cDNAs oder shRNAs die Genexpression in spezifischen Hirnarealen von Mäusen zu modulieren. Hier präsentieren wir ein Protokoll zur stereotaktischen Injektionen mit Verhaltensaufgaben, wie der Open Field Test (OFT) und Forced Swim Test (FST) zu kombinieren.

Anwenden Stereotaktische Injektionstechnik zu genetischen Auswirkungen auf die Tier Behaviors Studie

Nagetiere sind ein geeignetes Modell, um die molekularen Substrate von Verhalten und komplexen psychiatrischen Störungen zu untersuchen. Die Mikroinjektion des Gehirns bei wachen Nagetieren kann zur Aufklärung von Krankheitssubstraten verwendet werden. Es wird eine effiziente und anpassbare Mikroinjektionsmethode für das Gehirn sowie die Ausführung eines operanten Paradigmas vorgestellt, das die Motivation quantifiziert.

Nagetier Gehirn-Mikroinjektion, um molekulare Substrate motiviertes Verhalten Studieren

Wir haben gezeigt, dass eine Mikroelektrode Implantation im motorischen Kortex von Ratten sofortige und dauerhafte motorische Defizite verursacht. Die Methoden vorgeschlagen hierin Umriss einer Mikroelektrode Implantation Operation und drei Nagetier Verhaltens Aufgaben, mögliche Änderungen in die feine oder grobe Motorik durch Implantation verursacht Schäden an den motorischen Kortex aufzuklären.

Nagetier Verhaltens Tests, um funktionelle Defizite verursacht durch Mikroelektrode Implantation im motorischen Kortex Ratte bewerten

Hier wird ein stereotaktisches Verfahren beschrieben, das mit einem abgewinkelten koronalen Ansatz auf herausfordernde und schwer zugängliche Hirnregionen (aufgrund räumlicher Einschränkungen) abzielen kann. Dieses Protokoll ist sowohl an Maus- als auch an Rattenmodelle anpassbar und kann auf verschiedene neurowissenschaftliche Anwendungen angewendet werden, einschließlich Kanülenimplantation und Mikroinjektionen viraler Konstrukte.

Anpassbarer winkelster stereotaktischer Ansatz für vielseitige neurowissenschaftliche Techniken

Gründliche präklinische Testung von Medikamenten, die in das zentrale Nervensystem wirken oft mit der Beurteilung und den Vergleich von Medikament Bioverteilung in Verbindung mit bestimmten Arten der Verabreichung. Hier sind drei gängige Methoden der systemischen Verabreichung (intravenös, intraperitoneal, und mündlich) sowie eine Methode für die lokale Zustellung (Konvektion-Enhanced Delivery) bei Mäusen nachgewiesen.

Systemischen und lokalen Drug Delivery zur Behandlung von Erkrankungen des Zentralen Nervensystems in Nagermodellen

Als Reaktion auf Lebensmittel oder Arzneimittel-gepaart Hinweise nimmt im Laufe einer Periode der Abstinenz und dies kann zu einer erhöhten Anfälligkeit für Rückfälle Verhaltensweisen beziehen. Hier haben wir detailliert ein Verfahren zur Bewertung dieser "Inkubationszeit der Begierde" in Ratten, die selbst verwalteten Saccharose haben.

Eine allgemeine Methode zur Bewertung der Inkubation von Saccharose Craving in Ratten

Erfahren Sie verbesserte stereotaktische Chirurgie bei Nagetieren mit kontinuierlicher Überwachung von Blutsauerstoff, Herzfrequenz und Körpertemperatur. Diese Verfeinerungen erhöhen die Überlebensrate und das Tierwohl signifikant.

Rodent stereotaktischen Chirurgie und Tierschutz Outcome Verbesserungen für Behavioral Neuroscience

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