22. Juni 2012
Verfahren zur Kultur von Endothelzellen eine Monoschicht der gesamten inneren Oberfläche des 3D einer Mikrofluidikvorrichtung mit mikrovaskulären großen Kanälen (<30 um) beschrieben. Dies In-vitro- Mikrovaskulatur Modell ermöglicht die Untersuchung der biophysikalischen Wechselwirkungen zwischen Blutzellen, Endothelzellen, und löslichen Faktoren in hämatologischen Erkrankungen.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein mikrofluidisches Gerät herzustellen, das mit endothelialen Zellen beschichtet ist. Dies wird erreicht, indem zunächst die mikrofluidische Form hergestellt wird. Der zweite Schritt besteht darin, den PDMS-Kanal zu erzeugen.
Anschließend werden die endothelialen Zellen in das Gerät eingesät. Der letzte Schritt besteht darin, die Zellen innerhalb des Geräts zu kultivieren. Letztendlich werden mikrofluidische Geräte mit endothelialen Zellen beschichtet, um zelluläre Interaktionen in vitro darzustellen.
Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden liegt darin, dass sie dem Forscher präzise Kontrollen über die biologischen und biophysikalischen Bedingungen bietet und mit der Fluoreszenzmikroskopie kompatibel ist. Obwohl diese Methode Einblicke in die biophysikalischen Zell-Zell-Interaktionen bei hämatologischen Erkrankungen ermöglicht, kann sie ebenso auf Phänomene wie die Leukozytenbiologie, die Krebsmetastasierung und die Biologie hämatopoetischer Stammzellen angewendet werden. In der Regel haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da die Bedingungen streng kontrolliert werden müssen, um eine erfolgreiche Zellanheftung zu gewährleisten.
Zur Vorbereitung der Herstellung wird eine Fotomaske angefertigt, indem ein computergestütztes Designbild des mikrofluidischen Geräts an einen externen Maskenhersteller gesendet wird. Nach Erhalt besteht die Maske aus einer Chromschicht auf Natronkalkglas. Hier beträgt die Breite des mikrofluidischen Kanals 30 Mikrometer.
Um mit der Herstellung des mikrofluidischen Geräts zu beginnen, reinigen Sie einen blanken Siliziumwafer 15 Minuten lang mit Piranha-Lösung und spülen ihn anschließend 10 Sekunden lang mit entionisiertem Wasser ab. Tauchen Sie den Siliziumwafer danach 30 Sekunden lang in Flusssäure ein und spülen Sie ihn erneut etwa 10 Sekunden lang mit entionisiertem Wasser ab. Anschließend beschichten Sie den Wafer mit einem Spin-Beschichter mit dem Fotolack Micro Chem SU-8 2025 auf eine Dicke von 30 Mikrometern, wobei eine Spindrehzahl von 3000 Umdrehungen pro Minute verwendet wird.
Legen Sie die mit SU 8 20 25 beschichtete Waferplatte fünf Minuten lang auf eine Heizplatte, die auf 95 Grad Celsius eingestellt ist, um überschüssiges Lösungsmittel zu entfernen. Für diesen Schritt ist ein Ofen nicht empfehlenswert. Legen Sie nun die Fotomaske über die Waferplatte und belichten Sie sie mit UV-Licht in einem Maskenbelichter, um den SU 8 20 25-Photoresist zu vernetzen.
Nach der Vernetzung das Wafer erneut für zusätzliche fünf Minuten auf die Heizplatte bei 95 Grad Celsius stellen, um die Polymerisation des SU 8 20 25 Fotolacks weiter zu beschleunigen. Anschließend das Wafer vier Minuten lang in den SU eight Entwickler eintauchen, der hauptsächlich aus P-G-M-E-A besteht.
Dadurch wird der nicht vernetzte SU 8 20 25 Photoresist entfernt. Spülen Sie den neu strukturierten Wafer 10 Sekunden lang mit 100 % Isopropylalkohol ab, anschließend trocknen Sie ihn mit Druckstickstoff oder indem Sie das Lösungsmittel einige Minuten lang in einer sauberen Abzugshaube von dem Wafer verdunsten lassen. Befestigen Sie nun den getrockneten Wafer mit Klebeband in der Mitte der Petrischale, wobei darauf zu achten ist, das Klebeband an den Rändern des Wafers anzubringen.
Pipettieren Sie abschließend 500 Mikroliter Sigma-Beschichtung auf das Wafer. Decken Sie die Petrischale mit dem Deckel ab und schwenken Sie die Schale, um eine vollständige Beschichtung des Wafers sicherzustellen. Entfernen Sie den Deckel und lassen Sie das Wafer mehrere Minuten lang trocknen, bis das gesamte Lösungsmittel verdampft ist.
Nach dem Mischen des PDMS-Polymers und des Härters im Gewichtsverhältnis 10 zu 1 werden Luftblasen mithilfe eines Vakuum-Exsikkators für mehrere Minuten bis zu einer Stunde entfernt, abhängig von der Stärke des verfügbaren Vakuumsystems. Nachdem alle Luftblasen entfernt wurden, wird die Mischung in die Schale gegossen, sodass der Wafer und die Oberfläche der Schale bedeckt sind, um eine PDMS-Schicht von etwa fünf Millimetern Dicke zu erzeugen.
Erstellen Sie außerdem ein dünnes, strukturloses Stück PDMS mit einer Dicke von einem Millimeter. Anschließend das Gemisch über Nacht in einem Ofen bei 60 Grad Celsius aushärten lassen. Am nächsten Tag mit einem Messer oder Skalpell um das Wafer schneiden und mehrere mikrofluidische PDMS-Geräte entfernen.
Schneiden Sie dann das Blatt, um einzelne Geräte zu isolieren. Schneiden Sie das PDMS-Blatt etwas größer als das mikrofluidische Gerät zu. Erstellen Sie nun mit einem Handbohrer wie dem Harris Unicorn oder einem ähnlichen Gerät Einlass- und Auslassöffnungen im mikrofluidischen Gerät.
Als Nächstes reinigen Sie die Oberflächen des mikrofluidischen Geräts und des Blatts mit Klebeband. Anschließend setzen Sie die Oberflächen des mikrofluidischen Geräts und des PDMS-Blatts mithilfe eines Plasma-Reinigers 30 Sekunden lang Sauerstoffplasma aus. Das Sauerstoffplasma erzeugt reaktive Spezies auf der exponierten Oberfläche des PDMS, die beim physischen Kontakt miteinander binden.
Füllen Sie anschließend eine Ein-Milliliter-Spritze, die mit einer stumpfen 20-Gauge-Nadel ausgestattet ist, mit 50 Mikrogramm pro Milliliter Fibronectin aus humanem Plasma in PBS und stecken Sie ein Stück Schlauch über die Nadel. Führen Sie ein dünneres Schlauchstück in das erste Schlauchstück ein, um eine reibungsschlüssige Verbindung zwischen den beiden Schlauchstücken herzustellen.
Dann befestigen Sie das andere Ende des dünneren Schlauchstücks am Eingang des mikrofluidischen Geräts. Üben Sie Druck auf die Spritze aus, um die Kanäle vollständig mit Fibronectin-Lösung zu füllen, und bilden Sie einen kleinen Tropfen von 100 Mikrolitern am Auslassanschluss, um sicherzustellen, dass die Kanäle feucht bleiben. Inkubieren Sie das mikrofluidische Gerät anschließend 40 bis 60 Minuten lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius.
Nach der Inkubation eine neue Spritze, die mit PBS gefüllt ist, an die stumpfe Kanüle anschließen. Unter Druck PBS durch das mikrofluidische Gerät spülen. 500.000 bis 2 Millionen Zellen pro Milliliter humane Nabelvenenendothelzellen oder hve in endothelialem Wachstumsmedium mit 8% Dextran vorbereiten.
Die Zugabe von Dextran erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass die Zellen anhaften und innerhalb der mikrofluidischen Vorrichtung erfolgreich kultiviert werden können. Befüllen Sie eine Spritze ohne Füllstoff, die mit einer stumpfen Nadel und weiterer Schlauchleitung ausgestattet ist, mit der Zellsuspension und verbinden Sie eine etwa einen Meter lange Schlauchleitung. Es ist entscheidend sicherzustellen, dass die Schläuche fest sitzen, um Leckagen an den Verbindungsstellen auszuschließen.
Befüllen Sie die Schläuche mit der Zelllösung und stellen Sie sicher, dass sich weder in der Spritze noch in den Schläuchen Luftblasen befinden, um die Leistung des Systems zu optimieren. An dieser Stelle ist es entscheidend, das Eindringen von Leckagen oder Luftblasen in das System zu verhindern. Jede Lösungsleckage oder das Vorhandensein von Luftblasen im Medium verhindert eine erfolgreiche Anlagerung der endothelialen Zellen.
Nachdem alle Blasen entfernt wurden und die gesamte Länge der Schlauchleitung mit der Zellsuspension gefüllt ist, setzen Sie die Spritze auf die Pumpe und verbinden das andere Ende mit dem Mikrofluidik-Einlass. Die Spritzenpumpe wird auf gleicher Höhe wie die mikrofluidische Vorrichtung angebracht. Die lange Schlauchleitung wird sorgfältig innerhalb des Inkubators aufgerollt, um sicherzustellen, dass die Zellen und das Medium ausreichend erwärmt werden, bevor sie mit der Vorrichtung in Kontakt kommen.
Anschließend wird die Zellsuspension zwei Stunden lang bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid in das mikrofluidische Gerät mit einer volumetrischen Durchflussrate von 1,23 Mikrolitern pro Minute eingeleitet. In unserem System entspricht die volumetrische Durchflussrate von 1,23 Mikrolitern pro Minute einer mittleren Strömungsgeschwindigkeit von einem Millimeter pro Sekunde in den engsten Kanälen. Bei Verwendung von Vollblut entspricht dies näherungsweise einer Wandschubspannung von einem Dyne pro Quadratzentimeter in diesen Kanälen.
Nach Abschluss der Zellsuspensionsinfusion frische Wachstumsmedien mit derselben Spritzenpumpe und derselben langen Schlauchleitung, jedoch unter Verwendung einer größeren Spritze, zwei bis acht Tage lang mit einer Geschwindigkeit von 1,23 Mikrolitern pro Minute infundieren. Sobald die Zellmonoschicht den gewünschten Konfluenzgrad erreicht hat, Blut oder Zellsuspension in das System zur Durchführung von Experimenten injizieren. Hier ist die mikrofluidische Vorrichtung vor der Endothelialisierung dargestellt.
Der mikrofluidische Chip wurde mit Lebensmittelfarbe befüllt, um Größe, Maßstab und das Gesamtdesign der Vorrichtung zu veranschaulichen, die die Physiologie des vaskulären Systems nachahmt. Die Hellfeldmikroskopie zeigt die Endothelialisierung eines mikrofluidischen Chips. Dieses Bild wurde weniger als 48 Stunden nach der Zellseeding unter Verwendung des beschriebenen Protokolls aufgenommen; die optimierte Perfusionsmethode ermöglicht es Endothelzellen, die gesamte innere Oberfläche des mikrofluidischen Systems konfluent zu besiedeln.
Innerhalb von 24 bis 48 Stunden nach der Zellseeding. Wie in diesem konfokalen Bild gezeigt, entspricht das mikrovaskuläre Tumor-on-a-Chip mit mikroskopischen Kanälen der Größe von etwa 30 Mikron, die den postkapillären Venulen entspricht, an denen die meisten mikrovaskulären Okklusionen bei der Sichelzellerkrankung auftreten. In diesem Experiment wird Vollblut von gesunden Patienten unter deoxygenierten Bedingungen in eine mikrovaskuläre Struktur auf einem Chip-Gerät eingeleitet.
Dieses Video zeigt, dass der Fluss von Vollblut in unserem endothelialen mikrofluidischen System regelmäßig, gleichmäßig und kontinuierlich ist, ohne Bereiche einer Mikrokanal-Verstopfung. Hier wird Vollblut von Patienten mit Sichelzellenanämie in eine mikrovaskuläre Struktur auf einem Chip-Gerät infundiert. Unter deoxygenierten Bedingungen sind signifikante Veränderungen des Blutflusses zu erkennen, wobei in mehreren Kanälen vollständige Okklusionen auftreten.
Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, beim Wechseln der Schläuche keine Luftblasen einzuführen. Das fertige Gerät ist mit der Fluoreszenzmikroskopie kompatibel und kann an traditionelle Fluoreszenzassays angepasst werden. Diese Technik ebnet experimentellen Hämatologen den Weg, Experimente mit Einzelzellen in einer kontrollierten biophysikalischen und hämodynamischen Umgebung durchzuführen.
Keine Blasen.
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In diesem Artikel wird eine Methode zur Kultivierung einer Endothelzell-Monoschicht in einer mikrofluidischen Vorrichtung mit kanalen im mikrovaskulären Maßstab beschrieben. Dieses In-vitro-Modell erleichtert die Untersuchung der Wechselwirkungen zwischen Blutzellen, Endothelzellen und löslichen Faktoren bei hämatologischen Erkrankungen.
Diese endothelialisierte mikrofluidische Plattform schließt eine entscheidende Lücke in der Forschung zu hämatologischen Erkrankungen, indem sie eine präzise Kontrolle mikrovaskulärer hämodynamischer und biophysikalischer Bedingungen ermöglicht. Sie stellt ein reproduzierbares In-vitro-System bereit, um pathogene Zell-Endothel-Interaktionen unter Flussbedingungen zu untersuchen und unterstützt die mechanistische Risikominderung bei der Zielvalidierung und Assay-Entwicklung. Das Modell erhöht die Vorhersagegenauigkeit für kandidierende hämatologische Therapeutika, indem es eine für vaso-okklusive Krisen relevante, postkapillare Venulen-ähnliche Pathophysiologie nachbildet.
Die Methode fügt sich in die Entdeckungskette von der Hypothesenprüfung des Targets bis zur präklinischen Wirksamkeitsprüfung ein, insbesondere für hämatologische Wirkstoffe, die auf die mikrovaskuläre Adhäsion oder die endotheliale Aktivierung abzielen.