Name: piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Erfahren Sie die stabile genetische Modifikation primärer menschlicher T-Zellen mit dem nicht-viralen piggyBac-Transposon-System. Diese Methode ermöglicht langfristige Transgenexpression für immuntherapeutische Anwendungen.

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SS wird teilweise durch die HHMI Med in Grad Training Grant durch die TBMM Programm unterstützt. MHW wird teilweise durch einen Career Development Award vom Department of Veterans Affairs und der großzügigen Unterstützung der Dr. and Mrs. Harold M. Selzman unterstützt. Diese Arbeit wurde zum Teil auch von NIH Lymphom SPORE Gewährung P50CA126752 und NIH R01 DK093660 unterstützt.

Tag 0 Ein. Isolierung von PBMCs aus menschlichem Blut <ol><li> Collect 20 ml frischem menschlichem Blut mit Venenpunktion in Na-Heparin Vacutainer-Röhrchen. </li><li> Mischung Blut und erweiterte RPMI 1640 in 1:1 (v / v)-Verhältnis. </li><li> 20 ml Lymphoprep Mediums auf eine 50 ml-Zentrifugenröhrchen (25 ° C). Langsam Schicht 25-30 ml Blut-RPMI 1640 Mix auf der Oberseite des Lymphoprep. </li><li> Zentrifugation bei 400 xg für 40 min ohne Bremsen. </li><li> Sammeln Sie beide unterschiedliche und Fuzzy-Schichten mit einem Einweg-Pipette in 10 ml 1x PBS (25 ° C) und bringe das Volumen von bis zu 50 ml mit 1x PBS. </li><li> Zentrifuge bei 450 × g für 10 min. </li><li> Überstand vollständig und 20 ml Erweiterte RPMI 1640. </li><li> Zentrifugation bei 400 xg für 5 min. </li><li> Überstand. 10 ml vollständige T-Zell-Medien mit 5 ng / ml rhIL-15 ergänzt vorgewärmt auf 37 ° C. </li><li> Zählen der Anzahl von Zellen und die Platte in einer 24-Well-Gewebekulturplatten coated Platte bei 2 x 10 6 Zellen / Vertiefung in komplettem T-Zell-Medium mit 5 ng / ml rhIL-15 In sterilem Wasser zu umgebenden Vertiefungen ergänzt. Inkubieren über Nacht in einem befeuchteten Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2. </li></ol> Tag 1 2. Lackierplatten mit anti-CD28 und anti-CD3-Antikörper zur Stimulation von T-Zellen <ol><li> Verdünnte anti-CD28 und anti-CD3-Antikörper in sterilem Wasser in einer Konzentration von 1 pg / ml gelöst. </li><li> Hinzufügen jeweils 500 ul Antikörperlösung bis 5 gekennzeichneten Wells einer nicht beschichteten Gewebekulturplatten 24-Well-Platte. </li><li> Fügen sterilem Wasser der Brunnen ausruhen. Wickeln Sie die Platte in Schrumpffolie und Ort in einem 4 ° C Kühlschrank. </li></ol> 3. Nukleofektion von unstimulierten T-Zellen <ol><li> Vorwärmen T-Zell-Medium bei 37 ° C und Ergänzung mit 5 ng / ml rhIL-15. Bereiten komplette Nucleofector Lösung durch Zugabe von 500 ul Nucleofector Supplement 1 bis 2,25 ml Nucleofector Lösung. </li><li> Aliquot 5 ug jedes Transposon (Zeo-pT-CMV-eGFP) und Transposase (pCMV-piggyBac) in einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Hinweis: es kann notwendig sein, die Transposase und Transposon-DNA für eine optimale Menge Genabgabe zu optimieren und zu minimieren Zelltoxizität. Die Plasmide können von den Autoren auf Anfrage erhältlich. </li><li> Ernte PBMCs aus der 24-Well-Gewebekulturplatten Platte in eine 50 ml Tube. Zählen Sie die Anzahl der Zellen. Sparen Sie 2 x 10 6 Zellen zur Verwendung als Kontrolle während der Durchflusszytometrie. </li><li> Hinzufügen 7-10 x 10 6 Zellen in ein 15 ml-Tube und Zentrifuge bei 400 xg, 5 min, Überstand entfernen und Finger-Flick das Pellet. </li><li> Fügen Sie 100 ul der T-Zell komplette Nukleofektion Lösung gelöst Zellpellet. </li><li> Fügen Sie die Lösung Zellgemisch auf das Rohr mit den Plasmiden. </li><li> Hinzufügen der Lösung-Zell-Plasmid Mischung auf dem Boden der Küvette Nukleofektion. Achten Sie darauf, keine Blasen einzuführen. </li><li> Nucleofect die Zellen mit program U-014 (Unstimulierte T-Zellen, menschliche, <a href="http://bio.lonza.com/resources/product-instructions/protocols/" target="_blank">http://bio.lonza.com/resources/product-instructions/protocols/</a> ). </li><li> Sofort im 500 ul vorgewärmtes Medien mit rhIL-15 in die Küvette. Übertragen der Zellen an einer Vertiefung einer Platte mit 24 Vertiefungen mit 1,5 ml vorgewärmtem Medium mit rhIL15. </li><li> Inkubieren über Nacht in einem befeuchteten Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2. </li></ol> Tag 2 4. Unspezifische Stimulation von T-Zellen <ol><li> Ernten Sie die Zellen und bestimmen Zellzahlen. Beiseite 0,5 x 10 6 Zellen für die Durchflusszytometrie, um die Frequenz von GFP-positiven Zellen zu bestimmen. Verwenden Sie die nicht-transfizierten PBMCs als Kontrollen. </li><li> Saugen Sie die CD3/28 Antikörper-Lösung aus dem nicht Gewebekultur beschichtete Platte und spülen jede Vertiefung mit T-Zell-Medien. </li><li> Resuspendieren der Zellen nucleofected bei 0,5 x 10 6 Zellen pro ml in vollständigem Medium CTLsupplementiert mit 5 ng / ml rhIL-15. 2,0 ml jeder der nucleofected Zellen in 4 Vertiefungen der nicht Gewebekulturplatte. Fügen Sie 0,5 x 10 6 nicht nucleofected Zellen an der 5 th gut. </li><li> Inkubieren für 3 Tage in einem befeuchteten Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2. </li></ol> Tag 5 <ol><li> Ernte der stimulierten T-Zellen aus dem nicht-Gewebekulturplatte. </li><li> Zählen und replate die Zellen in einer 24-Well-Gewebekulturplatte mit 0,7 x 10 6 Zellen / ml in T-Zell-Medium mit 5 ng / ml IL-15. </li></ol> Tag 7 7. Analysis of Gene Expression <ol><li> Ernten Sie die Zellen und Flecken mit anti-human CD8 Antikörper (könnte auch anti-CD3 und anti-CD4) und analysieren mit Durchflusszytometrie% GFP-Expression. </li></ol> Tag 8 (Optional) 8. Expansion von T-Zellen <ol><li> Am Tag 8 nach der Transfektion, können T-Zellen in T replattiert werden-Zell-Medium mit IL-15 in einer Dichte von 0,7 x 10 6 Zellen pro Well für 16 weitere Expansion. </li></ol>

<ol><li>Cary, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transposon+mutagenesis+of+baculoviruses%3A+analysis+of+Trichoplusia+ni+transposon+IFP2+insertions+within+the+FP-locus+of+nuclear+polyhedrosis+viruses%5BTitle%5D)+AND+%22Virology%22%5BJournal%5D)">Transposon mutagenesis of baculoviruses: analysis of Trichoplusia ni transposon IFP2 insertions within the FP-locus of nuclear polyhedrosis viruses.</a> Virology. 172 (1), 156(1989).</li>
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<li>Wilson, M. H., Coates, C. J., George, A. L. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PiggyBac+Transposon-mediated+Gene+Transfer+in+Human+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">PiggyBac Transposon-mediated Gene Transfer in Human Cells.</a> Mol. Ther. 15 (1), 139(2007).</li>
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<li>Yusa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hyperactive+piggyBac+transposase+for+mammalian+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">A hyperactive piggyBac transposase for mammalian applications.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (4), 1531(2011).</li>
<li>Bonini, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+modification+of+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Blood+Marrow+Transplant%22%5BJournal%5D)">Genetic modification of T cells.</a> Biol. Blood Marrow Transplant. 17, Suppl 1. S15-S20 (2011).</li>
<li>Hackett, P. B., Largaespada, D. A., Cooper, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transposon+and+transposase+system+for+human+application%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">A transposon and transposase system for human application.</a> Mol. Ther. 18 (4), 1531(2010).</li>
<li>Galvan, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+mapping+of+PiggyBac+transposon+integrations+in+primary+human+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunother%22%5BJournal%5D)">Genome-wide mapping of PiggyBac transposon integrations in primary human T cells.</a> J. Immunother. 32 (8), 837(2009).</li>
<li>Nakazawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PiggyBac-Mediated+Cancer+Immunotherapy+Using+EBV-Specific+Cytotoxic+T-Cells+Expressing+HER2-Specific+Chimeric+Antigen+Receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">PiggyBac-Mediated Cancer Immunotherapy Using EBV-Specific Cytotoxic T-Cells Expressing HER2-Specific Chimeric Antigen Receptor.</a> Mol. Ther. 19 (12), 2133(2011).</li>
<li>Huye, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+mTor+Inhibitors+With+Rapamycin-resistant+T+Cells%3A+A+Two-pronged+Approach+to+Tumor+Elimination%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Combining mTor Inhibitors With Rapamycin-resistant T Cells: A Two-pronged Approach to Tumor Elimination.</a> Mol. Ther. 19 (12), 2239(2011).</li>
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<li>Kahlig, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplexed+transposon-mediated+stable+gene+transfer+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Multiplexed transposon-mediated stable gene transfer in human cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107 (4), 1343(2010).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Das hierin beschriebene Verfahren erlaubt eine stabile Modifikation Transgen von primären humanen T-Lymphozyten. Wir haben zuvor die Verwendung des piggyBac Transposonsystem getestet, um T-Zellen zu modifizieren, um ein Reporter-Gen (für mehr als 4 Wochen), eine nicht-immunogene Suizidgen, einem chimären Antigenrezeptors für adoptive Immuntherapie (länger als 100 Tage) ausdrücken, und um den Widerstand gegen immunsuppressive Medikamente 7,13-15 konstruieren. Nicht-virale Modifikation von T-Zellen für...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Lympholyte </td><td> Cedarlane </td><td> CL5015 </td><td></td></tr><tr><td> Erweiterte RPMI 1640 </td><td> LifeTechnologies </td><td> 12633020 </td><td></td></tr><tr><td> Hyclone Fetal Bovine Serum </td><td> Fisher Scientific </td><td> SH3008803 </td><td></td></tr><tr><td> GlutaMAX-I Supplement </td><td> LifeTechnologies </td><td> 35050-061 </td><td></td></tr><tr><td> Human IL-15 Recombinant Protein </td><td> eBioscience </td><td> 14-8159 </td><td></td></tr><tr><td> EndoFree Plasmid Maxi Kit </td><td> Qiagen </td><td> 12362 </td><td></td></tr><tr><td> Amaxa Nucleofector </td><td> Lonza </td><td> AAD-1001S </td><td> &amp; Nbsp; </td></tr><tr><td> Humane T-Zell Nucleofector Kit </td><td> Lonza </td><td> VPA-1002 </td><td></td></tr><tr><td> CD8-APC </td><td> Southern Biotech </td><td> 9536-11 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-Human CD3 </td><td> eBioscience </td><td> 16-0037-81 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-Human CD28 </td><td> BD Pharmingen </td><td> 555725 </td><td></td></tr><tr><td> 24 Well Tissue Culture behandelte Platte </td><td> BD Falcon </td><td> 353047 </td><td></td></tr><tr><td> 24 Well Non Tissue Culture behandelte Platte </td><td> BD Falcon </td><td> 351147 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Komplette T-Zell-Media-Komposition 1x Erweiterte RPMI 1640 5% Hitze inaktiviertem fötalem Rinderserum 2 mM GlutamaxIM-I </td></tr></tbody></table>

piggybac transposon-system modifikation von primären menschlichen t-zellen

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

Die piggyBac Transposonsystem ist natürlich aktiv, ursprünglich aus dem Kohlspannerraupe Motte 1,2 abgeleitet. Diese nicht-viralen Plasmid basierten System ist, am häufigsten unter Verwendung von zwei Plasmide mit einer Expression der Transposase piggyBac Enzym und ein Transposon-Plasmid beherbergt, der das Gen (e) von Interesse zwischen invertierten Wiederholung Elemente, die für den Gentransfer-Aktivität erforderlich sind. PiggyBac vermittelt Gentransfer durch &quot;cut and paste&quot;-Mechanismus, wobei die Transposase integriert das Transposon-Segment in das Genom der Zielzelle (n) von Interesse. piggyBac hat effizienten Gentransfer-Aktivität in einer breiten Vielzahl von Insekten 1,2, Säuger 3-5 gezeigt, und Menschen cells6 einschließlich der primären menschlichen T-Zellen 7,8. Kürzlich wurde ein hyperaktives piggyBac Transposase erzeugt Verbesserung Gentransfereffizienz 9,10. Menschliche T-Lymphozyten sind von klinischen interest für Immuntherapie von Krebs 11. Zu beachten ist, hat die erste klinische Studie mit Transposon Veränderung der menschlichen T-Zellen mit dem Dornröschen Transposon System 12 zugelassen. Wir haben zuvor die Nützlichkeit piggyBac als nicht-viralen Methoden zur genetischen Modifikation von menschlichen T-Zellen ausgewertet. Wir fanden piggyBac zu einer genetischen Veränderung von menschlichen T-Zellen mit einem Reportergen und eine nicht-immunogene Suizidgen induzierbar 7 effizient. Analyse von genomischen Integration Seiten offenbart einen Mangel an Präferenz für die Integration in oder in der Nähe bekannter Proto-Onkogene 13. Wir verwendeten piggyBac Gen-modify zytotoxische T-Lymphozyten, um einen chimären Antigen-Rezeptor gegen den Tumor-Antigen HER2 gerichteten tragen, und festgestellt, dass Gen-modifizierten T-Zellen gezielt vermittelte Abtötung von HER2-positiver Tumorzellen in vitro und in vivo in einem orthotopen Mausmodell 14. Wir haben auch verwendet piggyBacdie menschliche T-Zellen resistent gegen Rapamycin, die nützlich sein sollen von Krebstherapien, wo Rapamycin 15 ausgenutzt wird zu erzeugen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Verwendung piggyBac genetisch zu verändern primären humanen T-Zellen. Dies beinhaltet Isolation von peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) aus menschlichem Blut durch Kultur, genetischen Veränderung, und Aktivierung von T-Zellen folgt. Für die Zwecke dieser Bericht wurden T-Zellen mit einem Reportergen (eGFP) zur Analyse und Quantifizierung der Genexpression durch Durchflusszytometrie modifiziert. PiggyBac kann zum menschlichen T-Zellen mit einer Vielzahl von Genen von Interesse zu modifizieren. Obwohl wir verwendet piggyBac an T-Zellen gegen Tumorantigene 14 lenken sind, haben wir auch verwendet, um einen induzierbaren piggyBac Sicherheitsschalter zuzusetzen, um Gen-modifizierten Zellen zu eliminieren, wenn nötig 7. Die große Ladekapazität von piggyBac auch Gentransfer aktivierteine große Rapamycin resistenten mTOR-Molekül (15 kb) 15. Daher stellen wir eine nicht-viralen Methodik für stabile Gen-Modifikation von primären humanen T-Zellen für eine Vielzahl von Zwecken.

Eine schematische demonstrieren die Schritte in genetisch modifizierenden menschlichen T-Lymphozyten mit einem Reportergen (eGFP) ist in Abbildung 1 gezeigt. Diese Plasmide sind auf Anfrage bei den Autoren. Ein schemtic demonstrieren die Schritte in gentechnisch veränderten humanen T-Lymphozyten mit einem Reportergen (eGFP) ist showin in 2. Es ist notwendig, T-Zellen zu aktivieren, um sie zu teilen, zu erweitern, und Propagation in Kultur. Modifiziertes humanes T-Zellen wurden dann gezü...

Wir beschreiben ein Verfahren zur genetischen Veränderung primären humanen T-Zellen mit einem Transgen unter Verwendung des nicht-viralen<em&gt; PiggyBac</em&gt; Transposon-System. T-Zellen zur Verwendung der modifizierte<em&gt; PiggyBac</em&gt; Transposonsystem Ausstellung stabile Transgenexpression.

piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen

Das piggyBac-Transposonsystem ist natürlich aktiv und stammt ursprünglich aus der Kohlweißling-Motte1,2. Dieses nicht-virale System ist plasmidbasiert, wobei die meisten...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, primäre humane T-Zellen stabil genetisch mittels eines nicht-viralen Transposon-Systems zu verändern. Zunächst wird menschliches Blut gesammelt und anschließend die peripheren mononukleären Blutzellen isoliert. Danach erfolgt die Nukleofektion der PBMCs mit dem PiggyBac-Transposon-System und einem Gen von Interesse, beispielsweise EGFP. Im nächsten Schritt werden die T-Zellen stimuliert, um sich in der Kultur zu proliferieren.Anschließend analysieren Sie die T-Zellen auf die Expression des Transgens. Letztendlich dient die Durchflusszytometrie-Analyse dazu, die stabile Expression des Transgens in T-Zellen nachzuweisen, die mit dem piggyback-Transposon-System modifiziert wurden. Im Gegensatz zur Plasmatransfektion menschlicher T-Zellen bieten Transposons den Vorteil, dass sie Transgene stabil integrieren und somit eine langfristige Expression ermöglichen.Der Trick besteht darin, während der Isolierung und nach der Nukleofektion eine sehr spezifische Vorgehensweise bei der Handhabung der PBMCs zu befolgen. Wir haben diese Methode ursprünglich entwickelt, um kultivierte humane stabile Zelllinien zur Expression verschiedener Gene herzustellen. Dieser Ansatz hilft, zentrale Fragen im Bereich der Immunologie zu beantworten, beispielsweise, wie T-Zellen modifiziert werden können, um ihre Funktion zu verbessern. Die Durchführung des Verfahrens wird von Sunon und Saha, einem Doktoranden aus meinem Labor, unter Verwendung der Venenpunktion demonstriert.Sammeln Sie 20 Milliliter frisches menschliches Blut in Vakuumr&ouml;hrchen mit Natriumheparin. Mischen Sie das Blut im Verh&auml;ltnis 1:1 mit fortgeschrittenem RPMI 1640-Medium. Geben Sie anschlie&szlig;end 20 Milliliter Lympho-Prep-Medium in ein 50-Milliliter-Zentrifugenr&ouml;hrchen.Schichtweise 25 bis 30 Milliliter des verdünnten Blutes vorsichtig auf das Lympho-Prep auftragen und 40 Minuten lang bei 400 × g ohne Bremse zentrifugieren. Beide Schichten, sowohl die deutliche als auch die undeutliche, in 10 Milliliter PBS bei Raumtemperatur überführen. Das Gesamtvolumen mit PPBS auf 50 Milliliter auffüllen.Anschießend die Zellen durch Zentrifugation bei 450 ×g für 10 Minuten pellettieren, das Überstandsvolumen vollständig abpipettieren und die Zellen danach einmal mit 20 Milliliter fortgeschrittenem RPMI nach Zentrifugation Resus waschen. Den Zellenpellet in 10 Milliliter vollständigem T-Zell-Medium resuspendieren, ergänzt mit fünf Nanogramm pro Milliliter rekombinantem menschlichem IL-15, und die Zellen anschließend in einer mit Gewebe-Kultur beschichteten 24-Loch-Platte ansäen, mit je zwei mal 10 hoch sechs Zellen pro Loch.Dann sterilem Wasser zu allen umliegenden Vertiefungen hinzufügen. Die P-BMCs über Nacht in einem befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid inkubieren. Die Anti-CD-28- und Anti-CD-3-Antikörper in sterilerm Wasser auf eine Konzentration von einem Mikrogramm pro Milliliter verdünnen.Geben Sie jeweils 500 Mikroliter jeder Antikörperlösung in fünf markierte Vertiefungen einer unbeschichteten 24-Loch-Zellkulturplatte. Füllen Sie anschließend die restlichen Vertiefungen mit steriler Wasser auf. Wickeln Sie die Platte ein und stellen Sie sie bei vier Grad Celsius. Erwärmen Sie das T-Zell-Medium auf 37 Grad Celsius vor und ergänzen Sie es mit fünf Nanogramm pro Milliliter rekombinantem menschlichem IL-15. Bereiten Sie außerdem frische, vollständige Nukleo-Effektor-Lösung vor. Aliquotieren Sie nun jeweils fünf Mikrogramm Transposon und Transposase A in ein 1,5-Milliliter-Fuge-Gefäß.Es kann ratsam sein, die Menge von transponierter A und Transposon-DNA für eine optimale Genübertragung anzupassen. Um die zelluläre Toxizität zu minimieren, sammeln Sie die PBMCs aus der 24-Loch-Gewebekulturplatte in einem 50-Milliliter-Röhrchen. Nach der Zellzählung heben Sie zwei mal 10 hoch sechs PBMCs als Kontrolle für die Durchflusszytometrie auf.Fügen Sie anschließend zwischen sieben und zehn Millionen Zellen in ein 15-Milliliter-Röhrchen hinzu und zentrifugieren Sie fünf Minuten bei 400 ×g. Entsorgen Sie den Überstand und klopfen Sie den Pellet leicht mit dem Finger an. Geben Sie 100 µL T-Zell-komplette Nucleofektionslösung zum aufgelösten Zellpellet hinzu.Geben Sie nun die Zelllösungsmischung zu den Plasmiden hinzu. Fügen Sie danach die Zell-Plasmid-Lösungsmischung vorsichtig an den Boden der Nukleofektionskammer hinzu. Achten Sie darauf, keine Blasen einzuschließen. Nukleofizieren Sie die Zellen mithilfe des Programms U-0-1-4.Für nicht stimulierte humane T-Zellen überführen Sie die Zellen in eine Vertiefung mit 1,5 Milliliter vorgewärmtem Medium plus R-H-I-I-L 15 und inkubieren die nukleofizierten, nicht stimulierten T-Zellen über Nacht in einem Zellkultur-Inkubator. Nach der Ernte der Zellen bestimmen Sie die Zellanzahl und legen 0,5 × 10⁶ der nicht transfizierten PBMC als Kontrollen für die Durchflusszytometrie-Bestimmung der Häufigkeit GFP-positiver Zellen beiseite. Danach saugen Sie die CD3/28-Antikörperlösung von der nicht gewebekulturgeeigneten Platte ab und spülen jede Vertiefung mit T-Zell-Medium, resuspendieren Sie.Die nukleofizierten Zellen bei 0,5 × 10⁶ Zellen pro Milliliter. In komplettem CTL-Medium, ergänzt mit fünf Nanogramm pro Milliliter RH IL-15, 2,0 Milliliter hinzufügen. Jeweils 2,0 Milliliter der nukleofizierten Zellen in vier Vertiefungen der Nicht-Gewebekulturplatte geben.Fügen Sie 0,5 mal 10 hoch 6 nicht nuklear betroffene Zellen pro Vertiefung hinzu. Inkubieren Sie die Platte drei Tage lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C und 5 % Kohlendioxid.Am fünften Tag die stimulierten T-Zellen aus der nicht beschichteten Zellkulturschale gewinnen. Anschließend in einer beschichteten 24-Loch-Zellkulturschale bei 0,7 × 10⁶ Zellen pro Milliliter in T-Zell-Medium, das fünf Nanogramm pro Milliliter IL-15 enthält. Nach der Gewinnung der Zellen immunofärben für entweder CD8, CD3 oder CD4 zur Bestimmung des Prozentsatzes der GFP-Expression und die Zellpräparationen mittels Durchflusszytometrie analysieren, falls eine Vermehrung der T-Zellen erforderlich ist.Am achten Tag danach werden die Zellen nach der Transfektion mit einer Dichte von 0,7 × 10⁶ Zellen pro Vertiefung in T-Zell-Medium, das IL-15 enthält, ausgesät, um eine piggyback-vermittelte Genmodifikation menschlicher T-Zellen durchzuführen. Primäre humane Zellen werden mit zwei Plasmiden transfiziert. Das Transposase-Plasmid ermöglicht die konstitutive Expression des piggyback-Proteins unter Kontrolle eines CMV-Promotors.Der Transposon auf dem Plasmid enthält den GFP-Reporter sowie die für den Gentransfer erforderlichen piggyBac-invertierten Wiederholungen. Eine stabile GFP-Transgenexpression in T-Zellen, die mit dem piggyBac-Transposon-System modifiziert wurden, kann mittels FACS-Analyse untersucht werden. Hier wurden die Zellen mit einem PC-konjugierten Anti-CD8-Antikörper gefärbt und am ersten Tag hinsichtlich EGFP- und APC-Fluoreszenz analysiert.Die EGFP-Expression wird in 76,4 % der CD8-positiven Zellen nachgewiesen. Der Rückgang der EGFP-Expression zwischen Tag eins und Tag sieben ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass nicht alle transfizierten Zellen eine stabile Integration der Transposon-DNA durchlaufen. Sie sollten nun ein gutes Verständnis dafür haben, wie man PBMC isoliert und stabil genetisch verändert.Verändern Sie sie mithilfe des piggyback-Transposon-Systems. Vergessen Sie nicht, bei der Phlebotomie sterile Technik anzuwenden. Arbeiten Sie schnell, um die Zellviabilität zu erhalten.Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie ein T-Zell-Zytotoxizitätsassay durchgeführt werden, um die Antigenspezifität der T-Zellen zu bestimmen. Künftige Experimente werden die Verwendung von Transposonen für eine T-Zell-basierte Immuntherapie bei Krebs und Mäusen untersuchen.

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Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wir präsentieren ein Protokoll zur Antigen-spezifischen Maus-T-Zellen produzieren unter Verwendung von retroviralen...

Retrovirale Transduktion von T-Zell-Rezeptoren in Maus-T-Zellen

Dieses Video demonstriert das Verfahren zur Erzeugung von Motoneuronen durch Transfektion menschlicher iPSCs mit dem PiggyBac-Transposon-System durch die ektopische Expression von linienspezifischen Transkriptionsfaktoren.

PiggyBac Transposon-vermittelte Geneditierung in humanen iPSCs: Ein Verfahren zur Integration von Genen von Interesse in humanen iPSCs mit dem PiggyBac Transposon-System

T-Zellen, die einen CD19-spezifischen, chimären Antigen-Rezeptor (CAR) als Entwicklung für die Behandlung von B-Zell-Malignomen im First-in-human Gentherapieprüfungen infundiert. Wir beschreiben genetische Modifikation von T-Zellen mit Hilfe...

Klinische Anwendung der<em&gt; Dornröschen</em&gt; Und künstliche Antigen präsentierenden Zellen genetisch zu verändern T Zellen aus dem peripheren und Nabelschnurblut

In dieser Studie erzeugen wir induzierte pluripotente Stammzellen aus Fruchtwasserzellen der Maus unter Verwendung eines nicht-viralen Transposon-Systems.

Die Herstellung von pluripotenten Stammzellen aus Maus Fruchtwasserzellen ein Transposon-System verwenden

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um stabile Integration eines Gens von Interesse des menschlichen Genoms durch das transcriptionally regulierte Dornröschen -System zu erreichen. Vorbereitung der Integration von defekten Lentivirale Vektoren, die in-vitro- Transduktion von menschlichen Zellen und molekulare Tests auf Zellen ausgestrahlt werden gemeldet.

Eine effiziente In-vitro- Umsetzung-Methode durch eine Transcriptionally geregelten Schönheit Schlafsystem verpackt in eine Integration defekt Lentivirale Vektor

Wir skizzieren ein 9-Tage-Protokoll für die Transduktion und Expansion von rhesus-makaken peripheren Mononuklezellen im Blut, das Zellen mit hervorragender Koexpression der Gene von Interesse in ausreichender Anzahl für Infusionsstudien zur Zellwirksamkeit ergibt.

Transduktion und Erweiterung von primären T-Zellen in neun Tagen mit Erhaltung des Zentralen Speicherphänotyps

Hier beschreiben wir eine detaillierte Methode zur nahtlosen Genbearbeitung in humanen pluripotenten Stammzellen unter Verwendung eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der Cas9-Nickase-Mutante. Zwei Punktmutationen wurden in Exon 8 des Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Locus (HNF4α) in humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) eingeführt.

Einführung von Punktmutationen in humane pluripotente Stammzellen durch nahtlose Genom-Editierung

Wir haben ein Protokoll entwickelt, um primäre menschliche Pigmentepithelzellen durch Elektroporation mit dem Gen, das für den Pigmentepithel-abgeleiteten Faktor (PEDF) kodiert, unter Verwendung des Sleeping Beauty (SB) Transposon-Systems zu transfizieren. Die erfolgreiche Transfektion wurde durch quantitative Polymerase-Kettenreaktion (qPCR), Immunoblotting und enzymgebundenen Immunassay (ELISA) nachgewiesen.

Elektroporationsbasierte genetische Veränderung von primären menschlichen Pigmentepithelzellen mit dem Dornröschen-Transposon-System

Hier wird ein Protokoll zur Isolierung und Transinfektion primärer Iris- und retinaler Pigmentepithelzellen aus verschiedenen Säugetieren (Mäuse, Ratten, Kaninchen, Schweine und Rinder) vorgestellt. Die Methode eignet sich ideal, um okuläre Gentherapieansätze in verschiedenen Setups für Ex-vivo-Analysen und auf den Menschen übertragbare In-vivo-Studien zu untersuchen.

Isolierung, Kultur und Gentechnik von primären Pigmentepithelzellen von Säugetieren für die nicht-virale Gentherapie

Eine erfolgreiche Keimbahntransformation im Herbst-Heerwurm Spodoptera frugiperdawurde unter Verwendung von mRNA der hyperaktiven PiggyBac-Transposase erreicht.

Hyperaktives SchweinchenBac Transposase-vermittelte Keimbahntransformation im Herbst-Heerwurm, Spodoptera frugiperda

Es wird ein detailliertes Protokoll für die Verwendung der CRISPR/Cas9-Technologie zur Erzielung eines hocheffizienten gezielten Knock-ins von großen, multicistronischen Konstrukten in primären humanen T-Zellen über den Homologie-vermittelten Endverbindungsweg (HMEJ) zur Verfügung gestellt. T-Zellen, die mit diesem cGMP-adaptierbaren Protokoll hergestellt wurden, behalten eine hervorragende Zellexpansion, Zytotoxizität und Zytokinproduktion bei.

Nicht-virales Engineering von primären humanen T-Zellen durch Homologie-vermittelte Endverknüpfung und gezielte Integration großer DNA-Templates

Erfahren Sie die stabile genetische Modifikation primärer menschlicher T-Zellen mit dem nicht-viralen piggyBac-Transposon-System. Diese Methode ermöglicht langfristige Transgenexpression für immuntherapeutische Anwendungen.

piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen

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