Name: Implementierung einer minimalinvasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren zur hochrentablen Gewebeentnahme (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 23 s
Description: Erfahren Sie die minimalinvasive Hirntumorresektion bei Nagetieren mit automatisiertem Gewebeaufbewahrungssystem. Diese Methode ermöglicht Überlebensstudien und sequenzielle Therapieansätze in der präklinischen Onkologie.

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Alle Tierstudien wurden von der University of Maryland und dem Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. C57BL/6 weibliche Mäuse, 6-8 Wochen alt, wurden für die vorliegende Studie verwendet. Die Mäuse wurden aus kommerziellen Quellen gewonnen (siehe Materialtabelle). Alle Vorschriften der Biosicherheitsstufe 2 (BSL-2) wurden eingehalten, einschließlich der Verwendung von Masken, Handschuhen und Kitteln.
1. Erste intrakranielle Tumorimplantation
<ol><li>In der Anfangsphase der Studie injizieren Sie jeder Maus intrakraniell 100.000 Zellen (GL261 murine Gliom-Zelllinie), suspendiert in 4 μL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (1x PBS) bis zu einer Tiefe von 2,5 mm nach dem zuvor veröffentlichten Bericht7.</li>
	<li>Quantifizieren Sie das Tumorsignal in jeder Maus mit dem In-vivo-Bildgebungssystem 8 bis 9 Tage nach der Tumorimplantation. HINWEIS: Falls erforderlich, stratifizieren Sie die Mäuse in zwei Gruppen basierend auf der Tumorlast. In der vorliegenden Studie waren die beiden Gruppen: (1) Mäuse mit relativ geringer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 5,5e+006 ± 0,1e+006 Photonen/s, n = 10) und (2) Mäuse mit relativ großer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 1,69e+007 ± 0,2e+007 Photonen/s, n = 10), (p < 0,05, Mann-Whitney-Test)9.</li>
	<li>Teilen Sie jede Gruppe in zwei vergleichbare Untergruppen auf. HINWEIS: In dieser Studie waren die beiden Untergruppen: unbehandelte Mäuse (n = 5) und Mäuse mit Tumoren, die sich einer chirurgischen Resektion mit dem MIRS unterzogen wurden (n = 5), (p > 0,05, Mann-Whitney-Test)9.</li>
	<li>Verfolgen Sie ab dem Tag der Resektion die Tumorprogression mit dem In-vivo-Bildgebungssystem mit einer Frequenz, die auf dem Tumorwachstumsmuster basiert. HINWEIS: Verfolgen Sie für die GL261-Zelllinie die Tumorprogression am Tag der Resektion und dann alle 3-6 Tage.</li>
</ol>2. Tumorresektion mittels MIRS
<ol><li>Anästhesieren Sie die Maus mit einem Isofluran-O2-Gasgemisch in einer Induktionskammer oder intraperitonealer Injektion von Xylazin / Ketamin-Lösung.<ol><li>Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, stellen Sie den Gasdurchfluss auf 1,0 ml / min und den Verdampfer auf 2,0% für die Anästhesieinduktion ein, was normalerweise 3-5 Minuten in der Kammer erfordert (siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Wenn Sie das injizierbare Anästhetikum verwenden, betäuben Sie die Mäuse, indem Sie 0,2 ml Anästhesielösung (80-100 mg / kg Ketamin und 10-12,5 mg / kg Xylazin, siehe Materialtabelle) intraperitoneal injizieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Beurteilen Sie das Tier auf eine ausreichende Sedierung, indem Sie den Zeh kneifen. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit der Hornhaut zu vermeiden. Verabreichen Sie vor dem Eingriff ein Analgetikum (0,03-0,06 mg/kg Buprenorphin subkutan).</li>
	<li>Setzen Sie die Maus auf den stereotaktischen Rahmen (siehe Materialtabelle), sobald die vollständige Sedierung bestätigt wurde. HINWEIS: Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, legen Sie die Nase der Maus in einen Nasenkegel, wo sie während des Eingriffs weiterhin das Isofluran-O2-Gemisch erhält (1,5%).</li>
	<li>Entfernen Sie die vorherige Klammer und entfernen Sie dann die Haare entweder mit einer Enthaarungscreme oder durch Rasur. Desinfizieren Sie die Haut mit abwechselnden Zyklen eines Peelings auf Chlorhexidin/Betadin-Basis und Alkohol. Erstellen Sie dann mit einem sterilen Skalpell einen 1 cm langen Mittellinienschnitt entlang der vorherigen Operationsnarbe.</li>
	<li>Befestigen Sie das MIRS-Handstück über den Bühnenadapter/Handstückhalter am stereotaktischen Arm, um die Stabilität und Präzision zu verbessern.</li>
	<li>Richten Sie die MIRS-Maschine (siehe Materialtabelle) mit den folgenden Einstellungen ein (Abbildung 1).<ol><li>Stecken Sie das Netzkabel auf der Rückseite in die Netzkabelbuchse. Schalten Sie das System durch Umschalten ein oder aus (1 = ON, 0 = OFF).</li>
		<li>Stecken Sie ein Ende des Stickstoffschlauchs (im Lieferumfang der Konsole enthalten) in die männliche Armatur auf der Rückseite der Konsole. Drehen Sie die Verbindungsmutter im Uhrzeigersinn, um die Verbindung festzuziehen. HINWEIS: Das gegenüberliegende Ende des Schlauchs muss an die Stickstoffversorgung angeschlossen werden.</li>
		<li>Bevor Sie den Schlauch an die Stickstoffversorgung anschließen, vergewissern Sie sich, dass der Versorgungsdruck 100 psig nicht überschreitet, was dem für die Konsole empfohlenen Eingangsversorgungsdruck entspricht. HINWEIS: Die Konsole erzeugt ihre eigene Aspiration, wenn sie durch das Fußpedal aktiviert wird, sobald der Stickstoff der Konsole zugeführt wurde.</li>
		<li>Sichern Sie den Deckel des Vakuumanschlusses und dichten Sie ihn ab, um ein Auslaufen im Vakuumsystem zu vermeiden. Alle Lecks im Absaugsystem beeinträchtigen die Leistung der MIRS-Konsole.</li>
		<li>Wenn die Aspiration während der Einrichtung oder Ansaugung unter 17 liegt, überprüfen Sie, ob der Aspirationsknopf an der Vorderseite der Konsole auf den maximalen Pegel (100) eingestellt ist, stellen Sie sicher, dass das Absaugsystem nicht leckt, und vergewissern Sie sich, dass der Stickstoffeingangsversorgungsdruck korrekt ist.</li>
		<li>Um das Fußpedal mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den grauen Fußpedalanschluss in die graue Buchse, bis er einrastet und in Position passt. HINWEIS: Der Fußpedalanschluss wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist verschlüsselt.</li>
		<li>Um das Handstück mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den blauen Handstückanschluss in die blaue Buchse, bis er einrastet und in Position passt. HINWEIS: Der Handstückanschluss wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist verschlüsselt.</li>
		<li>Bereiten Sie jedes Handstück vor, bevor Sie das System verwenden, indem Sie sterile Flüssigkeit aus einer kleinen Schüssel in die Öffnung, durch den Schlauch und das Handstück und dann in den Kanister absaugen, um sicherzustellen, dass das Innere des Schlauchs und des Handstücks geschmiert wird, um die Gewebeverschlüsse zu reduzieren.</li>
		<li>Bereiten Sie sich auf die Aspiration allein oder die Aspiration mit Schneiden vor, indem Sie den entsprechenden Modus auf der Vorderseite der Konsole auswählen. Initiieren Sie mit dem Fußpedal.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie die 23 G MIRS-Kanüle bis zu einer Tiefe von 2,5 mm in das Gratloch ein.</li>
	<li>Leiten Sie den Resektionsprozess ein, indem Sie das mit der Kanüle verbundene Fußpedal drücken. Führen Sie einen vollständigen Zyklus (360°) oder mehr der Resektion mit dem Drehknopf im Handstück durch. HINWEIS: Je mehr Zyklen durchgeführt werden, desto mehr Volumen an Tumorgewebe wird reseziert.</li>
	<li>Sobald der Resektionsprozess abgeschlossen ist, ziehen Sie die 23 G MIRS-Kanüle aus dem Gratloch und verwenden Sie 5 ml 1x PBS, um den Schlauch zu spülen und Restablagerungen zu entfernen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen und schließen Sie die Wunde mit einem Hefter oder 4-0-Nahtmaterial (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Legen Sie die Maus während der Erholung von der Narkose auf ein Heizkissen oder unter ein wärmendes Licht, bevor Sie sie in ihren Käfig zurückbringen.</li>
	<li>Nachdem das Experiment abgeschlossen ist, reinigen Sie die Kanüle durch Spülen. Abwechselnd mit gekühlten Medien und Luft, um das gesamte resezierte Gewebe zurück in den Sammelbehälter zu "schieben". Entfernen Sie den Sammelbehälter aus dem System und verschließen Sie ihn mit der mitgelieferten Kappe.</li>
	<li>Nach Abschluss von Schritt 2.12 legen Sie die distale Spitze der Kanüle in 3%H2O2und saugen Sie 24-25 in Hg an, um die Saugleitung zurück zum Saugsammelbehälter zu füllen und 60-90 s stehen zu lassen. Spülen Sie mit sterilen Medien, die Luft und Medien intermittierend pulsieren.</li>
	<li>Überwachen Sie die Mäuse nach dem Eingriff auf neurologische Anzeichen (abnormale unregelmäßige Bewegungen oder Krampfanfälle).</li>
	<li>Euthanasieren Sie die Mäuse mit schweren neurologischen Beeinträchtigungen (werden lethargisch, haben ein hageres Aussehen, beugen sich zurück oder haben unregelmäßige Bewegungen). HINWEIS: Für die vorliegende Studie wurden 200 mg/kg einer kommerziell erhältlichen Euthanasielösung (siehe Materialtabelle) verwendet, um jede Maus einzuschläfern.</li>
</ol>3. Gewebeentnahme über TPS
<ol><li>Tauchen Sie die Tumorprobe für 5 min bei Raumtemperatur in eine Gewebekulturschale, die ein RBC-Lysemedium enthält (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Das Gewebe, das aus dem MIRS in das TPS entnommen wird, liegt hauptsächlich in Form von Einzelzellen zusammen mit kleinen Gewebestücken vor.</li>
	<li>Legen Sie einen 70-μm-Filter (siehe Materialtabelle) auf ein 50-ml-konisches Röhrchen und verwenden Sie einen Kolben einer 5-ml-Spritze, um die Tumorprobe durch den Filter zu leiten.</li>
	<li>Verwenden Sie mit einer Transferpipette das RPMI-1640-Medium, um das Passieren von Zellen und beliebiger Gewebemasse durch den Filter zu erleichtern.</li>
	<li>Zentrifugieren bei 428 x g für 5 min bei 4 °C. Verwerfen Sie den Überstand mit einer Pipette.</li>
	<li>Resuspendieren Sie jede Probe in 5 ml vorbereitetem RPMI-1640-Medium.</li>
	<li>Um die Lebensfähigkeit des Gewebes zu erhöhen, insbesondere wenn große Gewebebrocken beim ersten Eindruck sichtbar gemacht werden, fügen Sie jeder Probe die erforderlichen Volumina des Enzymcocktails (bestehend aus DNAse I, Kollagenase IV, Dispase, Papain und EDTA, siehe Materialtabelle) hinzu. Verwenden Sie den Wirbel, um die Lösungen zu mischen. HINWEIS: Schritt 3.6 ist optional. Die Zusammensetzung des Enzymcocktails (für ein Gesamtvolumen von 5 ml/Probe): 300 μL DNAse I Grad II, 150 μL Kollagenase/Dispase (spaltet Fibronektin, Kollagenase IV, I und unpolare Aminosäuren), 250 μL Papain (unspezifische Protease) und 6 μL 0,5 M EDTA.</li>
	<li>Legen Sie die Proben in einen Shaker-Inkubator, der auf 200 U/min, 37 °C für 20 min eingestellt ist.</li>
	<li>Nach 20 min drehen Sie die Proben bei 428 x g für 5 min bei 4 °C. Verwerfen Sie den Überstand.</li>
	<li>Einzelne Zellen durch ein 70-μm-Zellsieb filtern und bei 274 x g für 3 min bei 4 °C herunterdrehen. Führen Sie eine Zelllebensfähigkeitsanalyse10 mit Trypanblau und Hämozytometer durch (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Die Lebensfähigkeit von Tag 0 liegt zwischen 30% und 70% und steigt innerhalb von 2-3 Tagen signifikant an.</li>
	<li>Fahren Sie mit den Schritten 4, 5 oder 6 fort, je nachdem, welche Lebensfähigkeitsprüfung erforderlich ist.</li>
</ol>4. Wachsende Zellen in adhärenter Kultur
<ol><li>Resuspendieren Sie das Pellet in einer zertifizierten Laminar-Flow-Haube in serumhaltigem haftendem Medium (wie DMEM, 10% fetalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin / Streptomycin (P / S) -Lösung) und Plattenzellen in einem adhärenten Zellkolben.</li>
	<li>Halten Sie die Zellen in einer kontrollierten inkubierten Umgebung (37 °C, 5% CO2).</li>
</ol>5. Wachsende Zellen in Suspensionskultur (Neurosphären)
<ol><li>In einer zertifizierten Laminar-Flow-Haube wird das Pellet in serumfreiem vollständigem Stammzellmedium11 resuspendiert und in einem Suspensionskolben geplättet.</li>
	<li>Halten Sie die Zellen für 2-3 Tage in einer kontrollierten inkubierten Umgebung (37 °C, 5% CO2), um die Bildung von Neurosphären zu ermöglichen.</li>
	<li>Nach der Visualisierung der Neurosphären im Kulturmedium verwenden Sie Trypsin-EDTA oder Accutase (siehe Materialtabelle), um Einzelzellsuspensionen für das Passaging zu erhalten. HINWEIS: Solange bei der Ernte besondere Sorgfalt angewendet wird und geeignete Medien verwendet werden, die neurale Stammzellen unterstützen, müssen die Stammzellen im entnommenen Gewebe innerhalb weniger Tage Neurosphären bilden.</li>
</ol>6. Vorbereitung der Zellen auf die Reimplantation
<ol><li>Resuspendieren Sie das Pellet in einer Konzentration von 100.000 lebenden Zellen pro 4 μL 1x PBS.</li>
	<li>Injizieren Sie sofort naive Mäuse mit der intrakraniellen Tumorimplantationsmethode (Schritt 1).</li>
</ol>7. Histologische Analyse
<ol><li>Unmittelbar nach der Resektion extrahieren und fixieren Sie das Gehirn in 4% Paraformaldehyd (PFA) für 24 h12.</li>
	<li>Übertragen Sie die Gehirne in eine 30% ige Saccharoselösung, bis sie mit Saccharose gesättigt sind (auf den Boden des Behälters gesunken).</li>
	<li>Übertragen Sie das Gehirn in eine 70% ige Ethanollösung.</li>
	<li>Führen Sie die Einbettung, das Schneiden von Paraffinblöcken und die Standardfärbung von Hämatoxylin- und Eosin (H & E) gemäß dem zuvor veröffentlichten Bericht13 durch. HINWEIS: Die Dicke jedes Abschnitts, der für die Färbung genommen wurde, betrug 10 μm.</li>
</ol>

<ol><li>Mineo, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognosis+factors+of+survival+time+in+patients+with+glioblastoma+multiforme%3A+a+multivariate+analysis+of+340+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients.</a> Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).</li>
<li>Miyai, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+trends+in+mouse+models+of+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuro-Oncology%22%5BJournal%5D)">Current trends in mouse models of glioblastoma.</a> Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).</li>
<li>Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+strategies+for+improving+the+prognosis+of+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Pharmacotherapy%22%5BJournal%5D)">Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma.</a> Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).</li>
<li>Alomari, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+repurposing+for+Glioblastoma+and+current+advances+in+drug+delivery-a+comprehensive+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Biomolecules%22%5BJournal%5D)">Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature.</a> Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).</li>
<li>Serra, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+intracranial+Acriflavine%2C+temozolomide+and+radiation+extends+survival+in+a+rat+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics+%3A+Official+Journal+of+Arbeitsgemeinschaft+fur+Pharmazeutische+Verfahrenstechnik+eV%22%5BJournal%5D)">Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).</li>
<li>Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resection+of+orthotopic+murine+brain+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimmunology+and+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Resection of orthotopic murine brain glioma.</a> Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).</li>
<li>Poussard, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+systems+%28IVIS%29+detection+of+a+neuro-invasive+encephalitic+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus.</a> Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).</li>
<li>Lachin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonparametric+statistical+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Nonparametric statistical analysis.</a> JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).</li>
<li>Louis, K. S., Siegel, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+viability+analysis+using+trypan+blue%3A+manual+and+automated+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods.</a> Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).</li>
<li>Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry-based+drug+screening+system+for+the+identification+of+small+molecules+that+promote+cellular+differentiation+of+Glioblastoma+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells.</a> Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).</li>
<li>Rodgers, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Virtual+histology+of+an+entire+mouse+brain+from+formalin+fixation+to+paraffin+embedding.+Part+2%3A+Volumetric+strain+fields+and+local+contrast+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).</li>
<li>Connolly, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+fibroblast+growth+factor-inducible+14+expression+transforms+proneural-like+gliomas+into+more+aggressive+and+lethal+brain+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22GLIA%22%5BJournal%5D)">Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer.</a> GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).</li>
<li>Stall, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+T2+and+FLAIR+imaging+for+target+delineation+in+high+grade+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Radiation+Oncology%22%5BJournal%5D)">Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas.</a> Radiation Oncology. 5, 5(2010).</li>
<li>Das, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+standardized+method+for+the+effective+intraoperative+collection+and+biological+preservation+of+brain+tumor+tissue+samples+using+a+novel+tissue+preservation+system%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study.</a> World Neurosurgery. , (2022).</li>
<li>Zusman, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissues+harvested+using+an+automated+surgical+approach+confirm+molecular+heterogeneity+of+Glioblastoma+and+enhance+specimen%27s+translational+research+value%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Oncology%22%5BJournal%5D)">Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value.</a> Frontiers in Oncology. 9, (2019).</li>
<li>McLaughlin, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Side-cutting+aspiration+device+for+endoscopic+and+microscopic+tumor+removal%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurological+Surgery+Part+B%22%5BJournal%5D)">Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal.</a> Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).</li>
</ol>

BT hat Forschungsgelder von NIH und ist Miteigentümer von Accelerating Combination Therapies*, und Ashvattha Therapeutics Inc. hat eines ihrer Patente lizenziert. GW verfügt über NIH-Mittel (R01NS107813). HB ist ein bezahlter Berater von Insightec und Vorsitzender des medizinischen Beirats des Unternehmens. Diese Vereinbarung wurde von der Johns Hopkins University gemäß ihren Richtlinien zu Interessenkonflikten überprüft und genehmigt. HB erhält Forschungsgelder von NIH, Johns Hopkins University und Philanthropie und ist Berater für CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* und Nurami Medical *. (*einschließlich Eigenkapital oder Optionen).

Die Tumorresektion ist ein Eckpfeiler der neurochirurgischen onkologischen Behandlungspläne für niedriggradige und hochgradige Hirntumoren. Zytoreduktion und Debulking des Tumors korrelieren mit einer verbesserten neurologischen Funktion und einem Gesamtüberleben bei Patienten mit Hirntumoren 1,2,5,6. Obwohl Protokolle für die chirurgische Resektion zuvor in Nagetiermodellen beschrieben wurden,...

Das Glioblastom (GBM) ist der häufigste und aggressivste primäre Hirntumor bei Erwachsenen. Trotz der jüngsten Fortschritte in der Neurochirurgie, der gezielten Medikamentenentwicklung und der Strahlentherapie beträgt die 5-Jahres-Überlebensrate für GBM-Patienten weniger als 5%, eine Statistik, die sich seit über drei Jahrzehnten nicht signifikant verbessert hat1. Daher besteht ein Bedarf an effektiveren Behandlungsstrategien.
Um neue Therapien zu entwickeln, wird es immer offensichtlicher, dass Prüfprotokolle (1) übersetzbare präklinische Modelle verwenden müssen, die die Tumorheterogenität und Mikroumgebung genau rekapitulieren, (2) das Standardtherapieschema widerspiegeln, das bei Patienten mit GBM verwendet wird, das derzeit Operation, Strahlentherapie und Chemotherapie umfasst, und (3) den Unterschied zwischen reseziertem Kern und Rest berücksichtigen. invasives Tumorgewebe 2,3,4,5. Die meisten der derzeit verfügbaren präklinischen Hirntumormodelle implementieren jedoch entweder keine chirurgische Resektion oder verwenden chirurgische Resektionsmodelle, die relativ zeitaufwendig sind, was zu einem erheblichen Blutverlust führt oder keine Standardisierung aufweist. Darüber hinaus kann die Durchführung der Resektion von Nagetier-Hirntumoren aufgrund des Mangels an klinisch vergleichbaren chirurgischen Instrumenten oder Protokollen und des Fehlens einer etablierten Plattform6 für die systematische Gewebeentnahme eine Herausforderung darstellen (Tabelle 1).
Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, ein standardisiertes Paradigma für die Resektion und Gewebekonservierung von Nagetier-Hirntumoren unter Verwendung eines multifunktionalen nicht-ablativen minimal-invasiven Resektionssystems (MIRS) und eines integrierten Gewebekonservierungssystems (TPS) zu beschreiben (Abbildung 1). Es wird erwartet, dass diese einzigartige Technik eine standardisierte Plattform bietet, die in verschiedenen Studien in der präklinischen Forschung für GBM und andere Arten von Hirntumormodellen verwendet werden kann. Forscher, die therapeutische oder diagnostische Modalitäten für Hirntumoren untersuchen, können dieses Protokoll implementieren, um eine standardisierte Resektion in ihren Studien zu erreichen.

<table><tbody><tr><td>1 mL Spritzen</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>15 mL konische Röhrchen</td><td>Corning</td><td>430052</td><td></td></tr><tr><td>200 Proof Ethanol</td><td>PharmCo</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>5 mL Pipetten</td><td>CoStar</td><td>4487</td><td></td></tr><tr><td>70 Mikron Filter</td><td>Fisher</td><td>08-771-2</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Millipore Sigma</td><td>SIG-SCR005</td><td></td></tr><tr><td>Anased (Xylazin-Injektion, 100 mg/ml)</td><td>Covetrus</td><td>33198</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiesystem</td><td>Patterson Scientific</td><td>78935903</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiegas-Abfallbehälter</td><td>Patterson Scientific</td><td>78909457</td><td></td></tr><tr><td>Bankschutz Unterlage</td><td>Covidien</td><td>10328</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6, 6-8 Wochen alte Mäuse</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Stammcode 027</td><td></td></tr><tr><td>ChroMini Pro</td><td>Moser</td><td>Type 1591-Q</td><td></td></tr><tr><td>Kollagenase-Dispase</td><td>Roche</td><td>#10269638001</td><td></td></tr><tr><td>Countess II Automatisierter Zellzähler</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Countess II FL Hämazytometer</td><td>Thermo Fisher</td><td>A25750</td><td></td></tr><tr><td>Lösung zur Entfernung von Ablagerungen</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>#130-109-398</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin</td><td>Goldbio</td><td>LUCK-1G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM F12 Medien</td><td>Corning</td><td>10-090-CV</td><td></td></tr><tr><td>DMEM Medien</td><td>Corning</td><td>10-013-CV</td><td></td></tr><tr><td>DNAse I</td><td>Sigma Aldrich</td><td>#10104159001</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Röhren</td><td>Posi-Click</td><td>1149K01</td><td></td></tr><tr><td>Euthanasielösung</td><td>Henry Schein</td><td>71073</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Millipore Sigma</td><td>F4135</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Thermo Fisher</td><td>10437-028</td><td></td></tr><tr><td>Formalin</td><td>Invitrogen</td><td>INV-28906</td><td></td></tr><tr><td>Gaze</td><td>Henry Schein</td><td>101-4336</td><td></td></tr><tr><td>hEGF</td><td>PeproTech EC</td><td>100-15</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma</td><td>H-3149</td><td></td></tr><tr><td>hFGF-b</td><td>PeproTech EC</td><td>1001-18B</td><td></td></tr><tr><td>Induktionskammer</td><td>Patterson Scientific</td><td>78933388</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Covetrus</td><td>11695-6777-2</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfer</td><td>Patterson Scientific</td><td>78916954</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Covetrus</td><td>11695-0703-1</td><td></td></tr><tr><td>Kopf Stereotaktischer Rahmen</td><td>Kopf Instruments</td><td>5001</td><td></td></tr><tr><td>Lichtfeldmikroskop</td><td>BioTek</td><td>Cytation 5</td><td></td></tr><tr><td>Mikroinjektionseinheit</td><td>Kopf</td><td>5001</td><td></td></tr><tr><td>Mikromotorbohrer</td><td>Foredom</td><td>F210418</td><td></td></tr><tr><td>MRT-System</td><td>Bruker</td><td>7T Biospec Avance III MRT-Scanner</td><td></td></tr><tr><td>NICO Myriad System</td><td>NICO Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Puralube Tierarztsalbe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Papain</td><td>Sigma Aldrich</td><td>#P4762</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>#14190250</td><td></td></tr><tr><td>PenStrep</td><td>Millipore Sigma</td><td>N1638</td><td></td></tr><tr><td>Percoll Lösung</td><td>Sigma Aldbsp</td><td>;#P4937</td><td></td></tr><tr><td>Pipettensteuerung</td><td>Falcon</td><td>A07260</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod-Lösung</td><td>Aplicare</td><td>52380-1905-08</td><td></td></tr><tr><td>Progesteron</td><td>Sigma</td><td>P-8783</td><td></td></tr><tr><td>Putrescine</td><td>Sigma</td><td>P-5780</td><td></td></tr><tr><td>RPMI Media</td><td>Invitrogen</td><td>INV-72400120</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td>Covetrus</td><td>7319</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>Fine Science Tools</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Hautmarker</td><td>Time Out</td><td>D538,851</td><td></td></tr><tr><td>Heftklammer Entferner</td><td>MikRon</td><td>ACR9MM</td><td></td></tr><tr><td>Hefter</td><td>MikRon</td><td>ACA9MM</td><td></td></tr><tr><td>Heftklammern</td><td>Clay Adams</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Stereotactic Frame</td><td>Kopf Instruments</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td>J494H</td><td></td></tr><tr><td>T-75 Kulturflasche</td><td>Sarstedt</td><td>83-3911-002</td><td></td></tr><tr><td>TheraPEAKTM ACK Lysing Puffer (1x)</td><td>Lonza</td><td>BP10-548E</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Corning</td><td>MDT-25-053-CI</td><td></td></tr></tbody></table>

implementierung einer minimalinvasiven hirntumorresektion bei nagetieren zur hochrentablen gewebeentnahme

Implementation of Minimally Invasive Brain Tumor Resection in Rodents for High Viability Tissue Collection

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein standardisiertes Paradigma für die Hirntumorresektion und Gewebekonservierung von Nagetieren. In der klinischen Praxis ist die maximale Tumorresektion die Standardbehandlung für die meisten Hirntumoren. Die meisten derzeit verfügbaren präklinischen Hirntumormodelle enthalten jedoch entweder keine Resektion oder verwenden chirurgische Resektionsmodelle, die zeitaufwendig sind und zu signifikanter postoperativer Morbidität, Mortalität oder experimenteller Variabilität führen. Darüber hinaus kann die Durchführung einer Resektion bei Nagetieren aus mehreren Gründen entmutigend sein, darunter das Fehlen klinisch vergleichbarer chirurgischer Instrumente oder Protokolle und das Fehlen einer etablierten Plattform für die standardisierte Gewebeentnahme. Dieses Protokoll hebt die Verwendung eines multifunktionalen, nicht-ablativen Resektionsgeräts und eines integrierten Gewebekonservierungssystems hervor, das von der klinischen Version des Geräts angepasst wurde. Das in der vorliegenden Studie eingesetzte Gerät kombiniert abstimmbare Saugkraft und eine zylindrische Klinge an der Apertur, um Gewebe präzise zu untersuchen, zu schneiden und abzusaugen. Das minimalinvasive Resektionsgerät erfüllt seine Funktionen über das gleiche Gratloch, das für die erste Tumorimplantation verwendet wurde. Dieser Ansatz minimiert Veränderungen der regionalen Anatomie während Biopsie oder Resektionsoperationen und reduziert das Risiko eines signifikanten Blutverlustes. Diese Faktoren reduzierten signifikant die Operationszeit (<2 min/Tier), verbesserten das postoperative Überleben der Tiere, verringerten die Variabilität in Versuchsgruppen und führen zu einer hohen Lebensfähigkeit von resezierten Geweben und Zellen für zukünftige Analysen. Dieser Prozess wird durch eine Klingengeschwindigkeit von ~ 1.400 Zyklen / min erleichtert, die die Ernte von Geweben in ein steriles geschlossenes System ermöglicht, das mit einer physiologischen Lösung der Wahl gefüllt werden kann. Angesichts der zunehmenden Bedeutung der Untersuchung und genauen Modellierung der Auswirkungen von Operationen, Konservierung und rigoroser vergleichender Analyse von regionalisierten Tumorresektionsproben und Intra-Cavity-Therapeutika wird dieses einzigartige Protokoll die Möglichkeiten erweitern, unbeantwortete Fragen zum perioperativen Management und zur therapeutischen Entdeckung von Hirntumorpatienten zu untersuchen.

Chirurgische Resektion mit dem MIRS führt zu einer signifikanten Abnahme der Tumorlast In der Gruppe mit einer geringeren Tumorlast betrug das mittlere Biolumineszenzsignal zu Studienbeginn 5,5e+006 Photonen/s ± 0,2e+006 in der Subgruppe, die einer Resektion unterzogen wurde. Nach der Resektion sank das mittlere biolumineszierende Signal auf 3,09e+006 Photonen/s ± 0,3e+006, (p &lt;0,0001, Mann-Whitney-Test)9 (Abbildung 2)....

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine standardisierte Resektion von Hirntumoren bei Nagetieren durch einen minimalinvasiven Ansatz mit einem integrierten Gewebekonservierungssystem. Diese Technik hat Auswirkungen auf die genaue Widerspiegelung des Pflegestandards in Nagetier- und anderen Tiermodellen.

Implementierung einer minimalinvasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren zur hochrentablen Gewebeentnahme

The present protocol describes a standardized paradigm for rodent brain tumor resection and tissue preservation. In clinical practice, maximal tumor ...

Dies ist ein Hirntumor-Resektionsparadigma, das in der präklinischen Forschung zu Therapeutika für Hirntumore dringend benötigt wird. Es ermöglicht eine standardisierte Resektion durch einen minimal-invasiven Ansatz und ist gleichzeitig an ein automatisiertes Gewebekonservierungssystem gekoppelt. Dieses Protokoll ermöglicht es dem Tier, nach der Operation zu überleben und hilft so, die Veränderungen des Krankheitszustands nach der Therapie bei demselben Tier zu verstehen.Dies hilft bei sequentiellen und zeitraffertherapeutischen Anwendungen. Mit dieser Technik können wir die Biologie der Krankheit bewerten und ein mögliches späteres Management planen. Dies hat erhebliche Auswirkungen und Chancen auf die Wirkstoffforschung und neuartige Therapeutika.Die Konzepte der standardisierten Resektion, eines minimal-invasiven Ansatzes und der automatisierten Gewebekonservierung können auf andere Tumorarten in verschiedenen Organsystemen wie Lebertumoren und Kopf- und Halskrebs ausgeweitet werden. Das Protokoll ist einfach und das System ist benutzerfreundlich. Lesen Sie am besten das veröffentlichte Protokoll, das alle notwendigen Schritte und Fehlerbehebungen enthält.Beginnen Sie das Experi

implementation-minimally-invasive-brain-tumor-resection-rodents-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Cancer Research

Krebsforschung

Quelle: Lefevre, M. C., et al., Flexible Organic Electronic Devices for Pulsed Electric Field Therapy of Glioblastoma. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Implantation einer flexiblen, biokompatiblen Sonde in ein Glioblastom-Mausmodell, um eine gezielte gepulste elektrische Feldtherapie für neurotherapeutische Anwendungen zu ermöglichen.

Implantation einer flexiblen biokompatiblen Sonde in ein Glioblastom-Mausmodell

Dieses Video zeigt das chirurgische Verfahren zur bildgesteuerten Tumorresektion und Implantation eines Biogerüsts, das mit gentechnisch veränderten mesenchymalen Stammzellen oder MSCs besiedelt ist, die Tumornekrosefaktor-verwandte Apoptose-induzierende Liganden oder TRAIL exprimieren. Diese therapeutischen MSCs haben das Potenzial bei der Behandlung von Hirntumoren.

Fluoreszenzgesteuerte Tumorresektion und MSC-gesäte Gerüstimplantation im Mausmodell: Ein chirurgisches Verfahren zur Verabreichung therapeutischer mesenchymaler Stammzellen in die Resektionshöhle von Hirntumoren im Mausmodell

Dieses Video zeigt ein Verfahren zur intrakraniellen Kanülenimplantation in einem Hirntumor-Mausmodell, um die Verabreichung eines Immuntherapeutikums zu erleichtern. Die Verabreichung von Glypican-2-spezifischen chimären Antigenrezeptor-T-Zellen in der Tumormikroumgebung löst die T-Zell-Aktivierung aus, was zu einer Tumorlyse und Tumorregression führt.

Intrakranielle Kanülenimplantation bei einer Maus zur Verabreichung von Therapeutika an Hirntumore

Quelle: Alomari, S., et al. Implementierung der minimal-invasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren für eine hohe Lebensfähigkeit der Gewebeentnahme. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Verwendung eines minimal-invasiven Resektionssystems (MIRS) zur Entfernung von Tumorgewebe aus einer anästhesierten Maus, der ein Tumor implantiert wurde. Das Verfahren besteht darin, die Maus auf einem stereotaktischen Rahmen zu befestigen, die vorherige Operationsstelle wieder zu öffnen, um Zugang zum...

Hirntumorresektion bei einer Maus mit einem minimalinvasiven Resektionssystem

Wir haben eine kortikale orthotopen Glioblastom-Modell bei Mäusen für die Intravital Zwei-Photonen-Mikroskopie, die die biophysikalischen Einschränkungen im Spiel während des Wachstums des Tumors rekapituliert normalerweise etabliert. Eine chronische Glasfenster ersetzt den Schädel über dem Tumor ermöglicht die Follow-up der Tumorprogression über die Zeit durch Zwei-Photonen-Mikroskopie.

Ein Orthotopische Glioblastoma Maus-Modell Pflege Gehirn Parenchymale Körperliche Einschränkungen und geeignet für Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie

Stammzellen sind vielversprechende therapeutische Träger, um Hirntumoren aufgrund ihrer intrinsischen Tumor-Tropismus zu behandeln. Nicht-invasive intranasale Stammzell-Abgabe umgeht die Blut-Hirn-Schranke und zeigt ein starkes Potenzial für die klinische Übersetzung. Dieser Artikel fasst die Grundprinzipien der intranasalen Stammzellabgabe in einem Mausmodell des Glioms zusammen.

Intranasale Abgabe von therapeutischen Stammzellen an Glioblastom in einem Mausmodell

Tumor-Suche nach therapeutischen mesenchymaler Stammzellen (MSCs) vielversprechend zur Behandlung von invasiven Glioblastom. Optimale Transplantation umfasst Lieferung von MSCs in den Tumor Resektion Hohlraum auf Gerüsten. Hierbei sind präklinische Techniken, MSC Behandlung des Glioblastoms zu studieren vorgesehen, einschließlich: bildgebende Tumor Resektion; Implantation von MSC ausgesät Gerüste; und postoperative Therapie verfolgen.

Bildgestützte Resektion der Glioblastom und intrakraniellen Implantation von therapeutischen Stammzellen entkernt Gerüste

Hier beschreiben wir eine Methode zur hochauflösenden Zeitraffer-Multiphotonen-Bildgebung von Hirntumorzellen vor und nach invasiven chirurgischen Eingriffen (z.B. Biopsie) innerhalb desselben lebenden Tieres. Diese Methode ermöglicht es, die Auswirkungen dieser invasiven chirurgischen Eingriffe auf das wandernde, invasive und proliferative Verhalten von Tumorzellen auf einer einzelnen Zellebene zu untersuchen.

Längsschnitt-Intravital-Bildgebung des Hirntumorzellverhaltens als Reaktion auf eine invasive chirurgische Biopsie

Lasermikrodissektion (LMD) ist eine empfindliche und hochreproduzierbare Technik, die verwendet werden kann, um Wege aufzudecken, die Gliomheterogenität und Invasion vermitteln. Hier beschreiben wir ein optimiertes Protokoll zur Isolierung diskreter Bereiche aus Gliomgewebe mittels Laser LMD, gefolgt von transkriptomischer Analyse.

Lasercapture Mikrodissektion von Glioma Subregionen für räumliche und molekulare Charakterisierung der intratumoralen Heterogenität, Oncostreams und Invasion

Wir stellen einen neuartigen Ansatz für die Zwei-Photonen-Mikroskopie der Tumorabgabe von fluoreszenzmarkierten Eisenoxid-Nanopartikeln an das Glioblastom in einem Mausmodell vor.

Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie des Glioblastoms im Mausmodell

Die Entwicklung von orthotopen pädiatrischen Hirntumormodellen erfordert akribische Präzision, bei der Krebszellen mit einem stereotaktischen Gerät präzise implantiert werden. Die hier vorgestellte Methodik beschreibt die Schritte bei der Vorbereitung von Hirntumorzellen, der Durchführung intrakranieller Injektionen und der Implementierung eines postoperativen Überwachungssystems zur Beurteilung der Hirntumortransplantation.

Etablierung von orthotopen patientenabgeleiteten Xenotransplantatmodellen für Hirntumoren mit Hilfe eines stereotaktischen Geräts

Erfahren Sie die minimalinvasive Hirntumorresektion bei Nagetieren mit automatisiertem Gewebeaufbewahrungssystem. Diese Methode ermöglicht Überlebensstudien und sequenzielle Therapieansätze in der präklinischen Onkologie.

Implementierung einer minimalinvasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren zur hochrentablen Gewebeentnahme

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