Name: Echtzeitmessung des mitochondrialen bioenergetischen Profils von Neutrophilen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
Description: Erfahren Sie die Echtzeitmessung mitochondrialer Bioenergetik bei Neutrophilen von Maus und Mensch sowie HL60-Zellen. Diese Methode liefert wertvolle Einblicke in die Zellfunktion unter gesunden und krankhaften Bedingungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken Dr. Anthony T. Vella und Dr. Federica Aglianoin von der Abteilung für Immunologie an der UConn Health für ihre Ausbildung im Umgang mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator und Dr. Lynn Puddington von der Abteilung für Immunologie an der UConn Health für ihre Unterstützung der Instrumente. Wir danken Dr. Geneva Hargis von der UConn School of Medicine für ihre Hilfe beim wissenschaftlichen Schreiben und Lektorat dieses Manuskripts. Diese Forschung wurde durch Zuschüsse der National Institutes of Health, des National Heart, Lung, and Blood Institute (R01HL145454), des National Institute of General Medical Sciences (R35GM147713 und P20GM139763), eines Start-up-Fonds von UConn Health und eines Career Re-Entry Fellowship der American Association of Immunologists unterstützt.

Die Autoren erklären kein konkurrierendes finanzielles Interesse.

Das Standardverfahren, das die mitochondriale Atmung von Neutrophilen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator misst, ist durch viele Faktoren begrenzt, darunter Zellzahl, Zellwachstum und Lebensfähigkeit. Die jeweilige Substanzkonzentration variiert je nach Art und Quelle der Zellen in diesem Assay. Oligomycin und Rotenon/Antimycin A werden bei den meisten Zelltypen meist in ähnlicher Konzentration eingesetzt. Da die FCCP-induzierte maximale Atemfrequenz jedoch zwischen verschiedenen Zellen variiert, ist ei...

Mitochondrien spielen eine wichtige Rolle in der Zellbioenergetik, die durch oxidative Phosphorylierung (OXPHOS) Adenosintriphosphat (ATP) erzeugt. Darüber hinaus erstreckt sich die Rolle der Mitochondrien auf die Erzeugung und Entgiftung reaktiver Sauerstoffspezies, die Kalziumregulierung der zytoplasmatischen und mitochondrialen Matrix, die Zellsynthese, den Katabolismus und den Transport von Metaboliten innerhalb der Zelle1. Die mitochondriale Atmung ist in allen Zellen unerlässlich, da ihre Funktionsstörung zu Stoffwechselproblemen 2 führen kann, einschließlich Herz-Kreislauf-Erkrankungen3 und einer Vielzahl neurodegenerativer Erkrankungen wie altersbedingter Makuladegeneration4, Parkinson und Alzheimer5 und Charcot-Marie-Tooth-Krankheit2 A (CMT2A)6.
Elektronenmikroskopische Untersuchungen an neutrophilen Granulozyten ergaben, dass es relativ wenige Mitochondrien gibt7, und sie sind für ihre Energieproduktion stark auf die Glykolyse angewiesen, da die mitochondrialen Atmungsraten sehr niedrig sind8. Mitochondrien sind jedoch entscheidend für neutrophile Funktionen, wie z. B. Chemotaxis9 und Apoptose10,11,12. Eine frühere Studie zeigte ein komplexes mitochondriales Netzwerk in menschlichen Neutrophilen mit hohem Membranpotential. Der Verlust des mitochondrialen Membranpotentials ist ein Frühindikator für die Apoptose neutrophiler Granulozyten10. Die Behandlung mit mitochondrialem Entkoppler Carbonylcyanid m-Chlorphenylhydrazon (CCCP) zeigte eine signifikante Hemmung der Chemotaxis, zusammen mit einer Veränderung der mitochondrialen Morphologie 9,10.
Obwohl die primäre Energiequelle für neutrophile Granulozyten die Glykolyse ist, liefern die Mitochondrien das ATP, das die Aktivierung der neutrophilen Granulozyten einleitet, indem es die erste Phase der purinergen Signalübertragung antreibt, die Ca2+-Signalübertragung verstärkt, die mitochondriale ATP-Produktion verstärkt und die funktionellen Reaktionen der neutrophilen Granulozyten auslöst13. Eine Dysfunktion der mitochondrialen Atmungskette führt zu einer übermäßigen Produktion toxischer reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) und zu pathogenen Schäden 14,15,16. Die NETose, d. h. der Prozess der Bildung von extrazellulären Fallen (NETs) für neutrophile Granulozyten, ist eine wichtige Eigenschaft von Neutrophilen, die ihnen hilft, Krankheitserreger zu bekämpfen17 und zu vielen pathologischen Zuständen beiträgt, darunter Krebs, Thrombose und Autoimmunerkrankungen18. Mitochondriale ROS tragen zur NETose19 bei, mitochondriale DNA kann ein Bestandteil von NETs18 sein, und eine veränderte mitochondriale Homöostase beeinträchtigt die NETose 20,21,22,23,24. Darüber hinaus wird während der normalen Differenzierung oder Reifung die metabolische Reprogrammierung der neutrophilen Granulozyten durch die Begrenzung der glykolytischen Aktivität umgekehrt, und sie beteiligen sich an der mitochondrialen Atmung und mobilisieren intrazelluläre Lipide25,26.
Der metabolische extrazelluläre Flussanalysator kann die mitochondriale Atmung und Glykolyse lebender Zellen kontinuierlich überwachen und quantifizieren. Der Analysator verwendet eine 96-Well-Sensorkartusche im Plattenformat und zwei Fluorophore, um die Sauerstoffkonzentration (O2) und pH-Änderungen zu quantifizieren. Die Sensorkartusche befindet sich während des Assays über der Zellmonoschicht und bildet eine ~200 nm hohe Mikrokammer. Die Lichtwellenleiterbündel im Analysator werden verwendet, um die Fluorophore anzuregen und die Änderungen der Fluoreszenzintensität zu detektieren. Änderungen derO2-Konzentration und des pH-Werts in Echtzeit werden automatisch berechnet und als Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) und extrazelluläre Versauerungsrate (ECAR) angezeigt. Die Sensorkartusche verfügt über vier Anschlüsse, über die während der Assay-Messungen bis zu vier Verbindungen in jede Vertiefung geladen werden können. Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Quantifizierung der mitochondrialen Atmung von Maus und menschlichen Neutrophilen sowie der neutrophilenähnlichen HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator.

<table><tbody><tr><td>37°; C Nicht-CO2&nbsp; Inkubator</td><td>Precision</td><td>Economy Model 2EG</td><td>Instrument</td></tr><tr><td>Biorender</td><td></td><td></td><td>Software</td></tr><tr><td>Application Centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>Model 5810R</td><td>Instrument</td></tr><tr><td>Corning&nbsp; Cell-Tak Zell- und Gewebeklebstoff</td><td>Corning</td><td>102416-100</td><td>Reagenz</td></tr><tr><td>EasySep Magnet</td><td>STEMCELL</td><td>18000</td><td>Magnet</td></tr><tr><td>EasySepMouse Neutrophilenanreicherungskit</td><td>STEMCELL</td><td>19762A</td><td>Reagenzien</td></tr><tr><td>Graphpad Prism 9</td><td></td><td></td><td>Softwareanwendung</td></tr><tr><td>Humanserum Albuminlösung (25%)</td><td>GeminiBio</td><td>800-120</td><td>Reagenzien</td></tr><tr><td>Ketamin (VetaKet)</td><td>DAILYMED</td><td>NDC 59399-114-10</td><td>Anästhetikum</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Cytiva</td><td>SH30256.01</td><td>Reagenzien</td></tr><tr><td>Platteneimer</td><td>Eppendorf</td><td>UL155</td><td>Zubehör</td></tr><tr><td>PolymorphPrep</td><td>PROGEN</td><td>1895 (vorherige 1114683)</td><td>Polysaccharidlösung</td></tr><tr><td>Gereinigte Maus Anti-Human-CD18-Antikörper</td><td>Biolegend</td><td>302102</td><td>Klon TS1/18</td></tr><tr><td>RPMI 1640 Medium</td><td>Gibco</td><td>11-875-093</td><td>Reagenzien</td></tr><tr><td>Seepferdchen metabolischer extrazellulärer Flussanalysator</td><td>Agilent</td><td>XFe96</td><td>Instrument</td></tr><tr><td>Seepferdchen XF Cell Mito Stresstest-Kit</td><td>Agilent</td><td>103015-100</td><td>mitochondrialer Stresstest-Kit</td></tr><tr><td>Ausschwingrotor</td><td>Eppendorf</td><td>A-4-62</td><td>Rotor</td></tr><tr><td>Vactrap 2 Vakuumfalle</td><td>Fox Lifesciences</td><td>3052101-FLS</td><td>Instrument</td></tr><tr><td>Wave</td><td></td><td></td><td>Softwareanwendung</td></tr><tr><td>XF 1,0 M Glukoselösung</td><td>Agilent</td><td>103577-100</td><td>Reagenz</td></tr><tr><td>XF 100 mM Pyruvatlösung</td><td>Agilent</td><td>103578-100</td><td>Reagenz</td></tr><tr><td>XF 200 mM Glutaminlösung</td><td>Agilent</td><td>103579-100</td><td>Reagenz</td></tr><tr><td>XF DMEM Medium</td><td>Agilent</td><td>103575-100</td><td>Reagenz</td></tr><tr><td>XFe96 FluxPak</td><td>Agilent</td><td>102601-100</td><td>Material</td></tr><tr><td>Xylazin (anaSed Injektion)</td><td>DAILYMED</td><td>NDC 59399-110-20</td><td>Anästhetikum</td></tr></tbody></table>

echtzeitmessung des mitochondrialen bioenergetischen profils von neutrophilen

Real-Time Measurement of the Mitochondrial Bioenergetic Profile of Neutrophils

Neutrophile Granulozyten sind die erste Verteidigungslinie und die am häufigsten vorkommenden Leukozyten beim Menschen. Diese Effektorzellen führen Funktionen wie Phagozytose und oxidativen Burst aus und erzeugen extrazelluläre Fallen (NETs) für die mikrobielle Clearance. Neue Erkenntnisse über die Stoffwechselaktivitäten von Neutrophilen stellen die frühe Vorstellung, dass sie in erster Linie auf Glykolyse angewiesen sind, in Frage. Durch die präzise Messung der Stoffwechselaktivitäten können unterschiedliche Stoffwechselanforderungen von Neutrophilen aufgedeckt werden, darunter der Tricarbonsäurezyklus (TCA) (auch Krebszyklus genannt), die oxidative Phosphorylierung (OXPHOS), der Pentosephosphatweg (PPP) und die Fettsäureoxidation (FAO) unter physiologischen Bedingungen und in Krankheitszuständen. In diesem Artikel werden ein Schritt-für-Schritt-Protokoll und die Voraussetzungen für die Messung der Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) als Indikator für die mitochondriale Atmung an aus dem Knochenmark der Maus, aus menschlichem Blut gewonnenen Neutrophilen und der neutrophilenähnlichen HL60-Zelllinie unter Verwendung der metabolischen Flussanalyse auf einem metabolischen extrazellulären Flussanalysator beschrieben. Diese Methode kann zur Quantifizierung der mitochondrialen Funktionen von Neutrophilen unter normalen und Krankheitsbedingungen verwendet werden.

Es wird eine repräsentative OCR-Dynamik gezeigt, die auf die mitochondrialen Atmungsänderungen als Reaktion auf Oligomycin, FCCP und Rotenon/Antimycin A-Mischung aus neutrophilen Granulozyten der Maus (Abbildung 3A), humanen Neutrophilen (Abbildung 3B) und undifferenzierten und differenzierten HL60-Zellen (Abbildung 3C) hinweist. In allen Zellen senkt die Behandlung mit Oligomycin den OCR-Wert, indem der Protonenkanal der ATP-Syntha...

Wir beschreiben schrittweise Protokolle zur Messung der mitochondrialen Atmung von Maus und humanen Neutrophilen und HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator.

Echtzeitmessung des mitochondrialen bioenergetischen Profils von Neutrophilen

Neutrophils are the first line of defense and the most abundant leukocytes in humans. These effector cells perform functions such as phagocytosis and ...

Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Quantifizierung der mitochondrialen Atmung von Maus und menschlichen Neutrophilen sowie von neutrophilenähnlichen HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator. Diese Methode ermöglicht es uns, die mitochondriale Funktion in neutrophilen Granulozyten unter normalen und krankheitsbedingten Bedingungen zu quantifizieren. Dies ist eine einfache Technik, die Einblicke in die mitochondriale Funktion der Zellen als Reaktion auf Medikamente oder andere Krankheiten liefern kann.Da verschiedene Zellen eine unterschiedliche mitochondriale Atmungseffizienz aufweisen, muss die Optimierung der Zellaussaatdichte und der Reagenzienkonzentration genau durchgeführt werden, um qualitativ hochwertige Ergebnisse zu erzielen. Um mit dem metabolischen extrazellulären Flussassay zu beginnen, nehmen Sie eine Sensorkartusche, die auf einer speziell entwickelten 96-Well-Platte verpackt ist, und übertragen Sie 200 Mikroliter Kalibriermedium in jede Vertiefung der darunter liegenden Platte. Heben Sie die Kartusche und die Platte vorsichtig mit Calibrant an und legen Sie sie über Nacht zur Flüssigkeitszufuhr in einen mit Kohlendioxid befeuchteten Inkubator mit 37 Grad Celsius.Als nächstes wird die 96-Well-Platte je nach Zelltyp mit einer speziellen Beschichtung beschichtet, um die Zellhaftung zu gewährleisten. Waschen Sie die Platten anschließend zweimal mit 200 Mikrolitern sterilem PBS. Bereiten Sie das Testmedium in DMEM mit einem Millimolarenpyruvat, 10 Millimolaren Glukose und zwei Millimolaren Glutamin vor.Beschaffung der neutrophilen Zellen der Maus und des Menschen wie im Textmanuskript beschrieben. Für die aus der Maus gewonnenen Neutrophilen wird die Zelldichte durch Zugabe von Assaymedium auf 1,1 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter eingestellt. Säen Sie dann 180 Mikroliter der neutrophilen Maussuspension pro Well in die vorbereitete 96-Well-Platte.In ähnlicher Weise wird die Zelldichte der humanen neutrophilen Granulozyten mit dem Assaymedium auf 2,2 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter eingestellt. Zählen Sie am Tag des Assays die neutrophilen HL60-Zellen manuell mit dem Hämozytometer. Anschließend werden die differenzierten oder undifferenzierten HL60-Zellen bei 300 G bei Raumtemperatur fünf Minuten lang zentrifugiert.Waschen Sie die Zellen einmal mit DMEM und suspendieren Sie sie erneut im Assay-Medium, um eine Zelldichte von 1,39 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter zu erreichen. Als nächstes werden 180 Mikroliter differenzierter oder undifferenzierter HL60-Zellen in die vorbereitete 96-Well-Platte mit den Neutrophilenproben der Maus und des Menschen gesät. Zum Schluss geben Sie das komplette Medium in die Eckvertiefungen der Zellkulturplatte, die keine Zellen enthalten, um den Hintergrund während der Aussaat zu korrigieren.Zentrifugieren Sie die Platte bei 300 g bei Raumtemperatur drei Minuten lang ohne Pause, um sicherzustellen, dass die Zellen auf dem Boden der Platte richtig haften. Zum Schluss inkubieren Sie die Platte eine Stunde lang, um die Zellen mit dem Assay-Medium vorzuäquilibrieren. Öffnen Sie das mitochondriale Stresstest-Kit und bereiten Sie die Reagenzien gemäß den Anweisungen des Herstellers vor.Füllen Sie als Nächstes die Patrone mit Reagenzien, beginnend mit dem vorbereiteten Oligomycin in Port A, FCCP in Port B und Rotenon/Antimycin A-Gemisch in Port C für Injektionen. Füllen Sie die unbenutzten Anschlüsse mit 20 Mikrolitern Assay-Medium. Äquilibrieren Sie das Assay-System mindestens fünf Stunden vor dem Assay bei 37 Grad Celsius, indem Sie die Wave-Software öffnen und auf die Registerkarte Heizung ein klicken.Nach Erreichen der Temperatur wird in der unteren linken Ecke der Wave-Software Ready angezeigt. Öffnen Sie eine Vorlage für das mitochondriale Stress-Assay-Kit in der Software. Wählen Sie auf der linken Seite Injektionsstrategien aus, klicken Sie dann auf Hinzufügen und benennen Sie die Injektionsbedingung als menschliche Neutrophile oder Maus-Neutrophile oder HL60.Wählen Sie die Anschlüsse A bis D aus, indem Sie auf die einzelnen Anschlüsse klicken, klicken Sie auf Verbindung hinzufügen und geben Sie Oligomycin oder FCCP oder Rotenon/Antimycin A mit den entsprechenden Konzentrationen ein. Wählen Sie auf der linken Seite Vorbehandlung aus, klicken Sie dann auf Hinzufügen und benennen Sie sie separat CD18 und Cell Tak. Wählen Sie den Zellentyp auf der linken Seite aus.Klicken Sie dann auf Hinzufügen, und nennen Sie sie menschliche Neutrophile, Maus-Neutrophile und HL60 oder DHL60 mit einer ggf. Fütterungsdichte. Definieren Sie die Gruppen, indem Sie auf Gruppe hinzufügen klicken. Klicken Sie dann auf die unterstrichene Definition.Wechseln Sie zur Seite Run Assay, geben Sie die Projektzusammenfassungsinformationen als Referenz an und klicken Sie auf Run starten. Geben Sie den Speicherort für die Dateien an, damit alle Ergebnisse nach Abschluss des Assays gespeichert werden. Klicken Sie dann erneut auf Ausführen starten.Warten Sie nach dem automatischen Laden des Assays, bis sich das Fach geöffnet hat, um die Sensorkartusche und die Platte mit 200 Mikrolitern Kalibrant zu platzieren. Stellen Sie die Patronen-Barcode-Richtung nach rechts ein. Führen Sie die Kalibrierung durch, indem Sie auf "Ich bin bereit" klicken, was ungefähr 20 Minuten dauert.Klicken Sie nach der Kalibrierung auf Fach öffnen, ersetzen Sie die Platte durch die Zellenplatte und klicken Sie auf Ich bin bereit, um den Assay fortzusetzen. Nach Abschluss des Assays werden die Daten automatisch gespeichert. Exportieren Sie die Ergebnisse in eine Tabellenkalkulation oder eine andere Analysesoftware.Zeichnen Sie das Diagramm und analysieren Sie die Daten. Die repräsentative Dynamik der Sauerstoffverbrauchsrate bzw. OCR deutete auf Veränderungen der mitochondrialen Atmung in Maus und humanen Neutrophilen sowie in undifferenzierten und differenzierten HL60-Zellen als Reaktion auf Oligomycin, FCCP und die Mischung aus Rotenon und Antimycin A hin.Die OCR-Werte sanken in allen Zellen nach Oligomycin-Behandlung aufgrund der Hemmung des Protonenkanals der ATP-Synthase. Die FCCP-Behandlung erhöhte den Elektronenfluss und den Sauerstoffverbrauch, um den OCR-Wert wiederherzustellen und eine maximale Atmung zu erreichen.Ein Gemisch aus Rotenon und Antimycin A blockierte die Komplexe 1 und 3 der Elektronentransportkette, was zur Eliminierung der mitochondrialen Atmung führte. Eine verminderte mitochondriale Atmung wurde in HL60-Zellen nach Neutrophilen-gerichteter Differenzierung beobachtet. Es wurde festgestellt, dass differenzierte HL60-Zellen eine signifikant geringere basale mitochondriale Atmung, protonenleckgekoppelte Atmung, ATP-gekoppelte Atmung und nicht-mitochondriale Atmung aufwiesen.Die Zunahme der maximalen Atmung differenzierter HL60-Zellen war nicht signifikant, während die freie Atemkapazität signifikant erhöht war. Stellen Sie sicher, dass sich die Zellen am Boden der Platte befinden, da die Sensorkartusche beim Ablesen des OCR-Wertes keine Hindernisse durch die schwebenden Zellen aufweisen sollte. Diese Technik würde Forschern helfen, die Wirkung von Medikamenten oder mitochondrialer Dysfunktion in Studien mit neutrophilen Granulozyten zu untersuchen.

real-time-measurement-mitochondrial-bioenergetic-profile

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Eine Beschreibung eines Verfahrens zur Profilierung die Funktion der Mitochondrien in den Zellen ist. Die Mitochondrien-Profil generiert bietet vier Parameter der mitochondrialen Funktion, die in einem Experiment gemessen werden kann: basale Atemfrequenz, ATP-linked Atmung, Proton auslaufen und Reservekapazität.

Bioenergetische Profil Experiment mit C2C12 Myoblasten Cells

Dieses Video demonstriert die Methode zur Analyse des Energiestoffwechsels in aktivierten menschlichen NK-Zellen mit einem extrazellulären Flussanalysator. Verschiedene Inhibitoren der Elektronentransportkettenkomplexe beeinflussen die ATP-Synthese, die über die Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) gemessen wird und Einblicke in den Zellstoffwechsel und die Bioenergetik gibt.

Echtzeit-Überwachung des Energiestoffwechsels in humanen NK-Zellen mit einem extrazellulären Flussanalysator

Blut-Leukozyten und Blutplättchen können als Marker der Gesamt bioenergetischen Gesundheit einer Person verwendet werden und so das Potenzial haben, pathologische Prozesse und die Auswirkungen der Behandlung zu überwachen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zu isolieren und zu messen, die Funktion der Mitochondrien und die oxidative Burst in diesen Zellen.

Bioenergetik und die Oxidative Burst: Protokolle für die Isolierung und Bewertung der menschlichen Leukozyten und Thrombozyten

Unser Ziel war es, eine praktische Protokoll zur Bewertung der mitochondrialen Dysfunktion mit Müdigkeit bei Krebspatienten zu entwickeln. Dieses innovative Protokoll ist für die klinische Anwendung mit nur standard Aderlass und grundlegende Laborverfahren optimiert.

Bewertung der Rolle der mitochondrialen Funktion in krebsbedingte Fatigue

Escherichia coli ist die Hauptursache für neonatale Gram-negative bakterielle Meningitis. Während der bakteriellen Infektion spielen reaktive Sauerstoffspezies, die von Neutrophilen produziert werden, eine wichtige bakterizide Rolle. Hier führen wir eine Methode zum Nachweis der reaktiven Sauerstoffspezies in Neutrophilen als Reaktion auf Meningitis E. coliein.

Echtzeit-Quantifizierung von reaktiven Sauerstoffspezies bei Neutrophilen, die mit Meningitic Escherichia Coli infiziert sind

Die metabolische Anpassung ist für T-Zellen von grundlegender Bedeutung, da sie Differenzierung, Persistenz und Zytotoxizität bestimmt. Hier wird ein optimiertes Protokoll zur Überwachung der mitochondrialen Atmung in ex vivo Zytokin-differenzierten humanen primären T-Zellen vorgestellt.

Echtzeitüberwachung der mitochondrialen Atmung in zytokindifferenzierten humanen primären T-Zellen

Der Echtzeit-Zellstoffwechselfluss-Assay misst die Sauerstoffverbrauchsrate und die extrazelluläre Säuerungsrate, die der mitochondrialen und glykolytischen Adenosintriphosphatproduktion entspricht, unter Verwendung von pH- und Sauerstoffsensoren. Das Manuskript erklärt eine Methode zum Verständnis des Energiestatus von Osteoblasten und die Charakterisierung und Interpretation des zellulären bioenergetischen Status.

Verwendung eines Echtzeit-Zellstoffwechselflussanalysators zur Überwachung der Bioenergetik des Osteoblast

Das mitochondriale Netzwerk ist extrem komplex, was die Analyse sehr schwierig macht. Ein neuartiges MATLAB-Tool analysiert konfokal abgebildete Mitochondrien in Zeitrafferbildern, führt jedoch zu einem großen Ausgabevolumen, das individuelle manuelle Aufmerksamkeit erfordert. Um dieses Problem zu lösen, wurde eine Routineoptimierung entwickelt, die eine schnelle Dateianalyse ermöglicht.

Optimierte automatisierte Analyse der homöostase-Modulation lebender neuronaler Mitochondrien durch isoformspezifische Retinsäurerezeptoren

Wir präsentieren eine automatisierte Hochdurchsatzmethode zur Quantifizierung neutrophiler extrazellulärer Fallen (NETs) unter Verwendung des Lebendzellanalysesystems, gekoppelt mit einem membranpermeabilitätsabhängigen Dual-Farbstoff-Ansatz.

Echtzeit-Hochdurchsatztechnik zur Quantifizierung der Bildung extrazellulärer Neutrophilenfallen in menschlichen Neutrophilen

Die Methoden zur Untersuchung der mitochondrialen Bioenergetik unter physiologisch relevanten Substratkonzentrationen in Immunzellen sind begrenzt. Wir stellen ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, das hochauflösende Fluorespirometrie verwendet, um Veränderungen in der Reaktion des mitochondrialen Membranpotentials auf den Energiebedarf in menschlichen T-Zellen, Monozyten und peripheren mononukleären Zellen zu bewerten.

Hochauflösende Fluorespirometrie zur Beurteilung dynamischer Veränderungen des mitochondrialen Membranpotentials in menschlichen Immunzellen

Erfahren Sie die Echtzeitmessung mitochondrialer Bioenergetik bei Neutrophilen von Maus und Mensch sowie HL60-Zellen. Diese Methode liefert wertvolle Einblicke in die Zellfunktion unter gesunden und krankhaften Bedingungen.

Echtzeitmessung des mitochondrialen bioenergetischen Profils von Neutrophilen

Weitere Videos entdecken