Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

La ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior en ratones: un modelo de remodelación post infarto de miocardio e insuficiencia cardiaca

27.8K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/52206

⸱

2 de diciembre de 2014

En este artículo

Resumen

La insuficiencia cardíaca es la principal causa de hospitalización y una de las principales causas de mortalidad. Se aplica un modelo de ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda en ratones para investigar el remodelado ventricular y la disfunción cardíaca después del infarto de miocardio. Se presenta la técnica de mediciones hemodinámicas invasivas en ratones.

Resumen

La insuficiencia cardíaca es un síndrome en el que el corazón deja de bombear sangre a un ritmo acorde con las necesidades de oxígeno celular en reposo o durante el estrés. Se caracteriza por la retención de líquidos, falta de aliento, y la fatiga, en particular en el esfuerzo. La insuficiencia cardiaca es un problema creciente de salud pública, la principal causa de hospitalización, y una causa importante de mortalidad. La cardiopatía isquémica es la principal causa de insuficiencia cardíaca.

Remodelación ventricular se refiere a cambios en la estructura, el tamaño, y la forma del ventrículo izquierdo. Esta remodelación arquitectónica del ventrículo izquierdo es inducida por lesión (por ejemplo, infarto de miocardio), por sobrecarga de presión (por ejemplo, hipertensión arterial sistémica o estenosis aórtica), o por sobrecarga de volumen. Desde la remodelación ventricular afecta el estrés de pared, tiene un profundo impacto en la función cardiaca y en el desarrollo de insuficiencia cardíaca. Un modelo de ligadura permanente de la descendin anterior izquierdag arteria coronaria en ratones se utiliza para investigar el remodelado ventricular y la función cardiaca después de un infarto de miocardio. Este modelo es fundamentalmente diferente en términos de objetivos y relevancia fisiopatológica en comparación con el modelo de la ligadura transitoria de la arteria descendente anterior coronaria. En este último modelo de lesión por isquemia / reperfusión, la medida inicial del infarto puede ser modulada por factores que afectan recuperación miocárdica después de la reperfusión. En contraste, la zona del infarto a las 24 horas después de la ligadura permanente de la arteria descendente anterior coronaria es fijo. La función cardiaca en este modelo se verá afectado por 1) el proceso de expansión del infarto, la curación del infarto, y la formación de cicatrices; y 2) el desarrollo concomitante de la dilatación ventricular izquierda, hipertrofia cardiaca, y remodelación ventricular.

Además del modelo de ligadura permanente de la arteria descendente anterior coronaria, la técnica de mea hemodinámica invasivamedicio- en ratones se presenta en detalle.

Introducción

La insuficiencia cardíaca es un síndrome en el que el corazón no puede bombear sangre a un ritmo proporcional a las necesidades celulares de oxígeno en reposo o durante el estrés. Se caracteriza por retención de líquidos, dificultad para respirar y fatiga, en particular al esfuerzo. La insuficiencia cardíaca es un problema de salud pública creciente, la principal causa de hospitalización y una de las principales causas de mortalidad. La cardiopatía isquémica es la principal causa de insuficiencia cardíaca1.

La remodelación ventricular se refiere a los cambios en la estructura, el tamaño y la forma del ventrículo izquierdo. En otras palabras, la remodelación ventricular se refiere a una alteración de la arquitectura del ventrículo izquierdo. Esta remodelación arquitectónica del ventrículo izquierdo es inducida por una lesión (p. ej., infarto de miocardio), por sobrecarga de presión (p. ej., hipertensión arterial sistémica o estenosis aórtica) o por sobrecarga de volumen (p. ej., insuficiencia mitral). Dado que la remodelación ventricular afecta a la tensión de la pared, tiene un profundo impacto en la función cardíaca y en el desarrollo de insuficiencia cardíaca.

La pérdida de tejido miocárdico después de un infarto agudo de miocardio resulta en una disminución de la eyección sistólica y un aumento del volumen y la presión telediastólica del ventrículo izquierdo. El mecanismo de Frank-Starling, que implica que un aumento del volumen diastólico final da como resultado un aumento de la presión desarrollada durante la sístole, puede ayudar a restaurar el gasto cardíaco. Sin embargo, el aumento concomitante de la tensión de la pared puede inducir hipertrofia regional en el segmento no infartado, mientras que en el área infartada puede ocurrir expansión y adelgazamiento. Los estudios experimentales en animales muestran que el ventrículo infartado se hipertrofia y que el grado de hipertrofia depende del tamaño del infarto2.

La pérdida de tejido miocárdico después de un infarto agudo de miocardio resulta en un aumento repentino de las condiciones de carga. El remodelado post-infarto se produce en el contexto de sobrecarga de volumen, ya que el tejido infartado estirado y dilatado aumenta el volumen del ventrículo izquierdo. Un aumento del volumen ventricular no solo implica un aumento de la precarga (estrés pasivo de la pared ventricular al final de la diástole), sino también un aumento de la poscarga (estrés total de la pared miocárdica durante la eyección sistólica). La poscarga se incrementa ya que se incrementa el radio sistólico. Por lo tanto, el remodelado ventricular post-infarto de miocardio se caracteriza por características mixtas de sobrecarga de volumen y sobrecarga de presión.

El miocardio consta de 3 componentes integrados: los cardiomiocitos, la matriz extracelular y la microcirculación capilar. Los 3 componentes están involucrados en el proceso de remodelación. Las metaloproteinasas de la matriz producidas por células inflamatorias inducen la degradación de los struts de colágeno de los intermiocitos y el deslizamiento de los cardiomiocitos. Esto conduce a la expansión del infarto caracterizada por el adelgazamiento y dilatación desproporcionados del segmento del infarto3. En etapas posteriores de la remodelación, se induce fibrosis intersticial, que afecta negativamente las propiedades diastólicas del corazón.

El compartimento vascular y de cardiomiocitos en el miocardio debe permanecer equilibrado en el proceso de remodelación ventricular para evitar la hipoxia tisular4,5. El hecho de que la hipertrofia progrese a insuficiencia cardíaca o no puede depender fundamentalmente de este equilibrio entre el compartimento vascular y el de los cardiomiocitos en el miocardio.

Un modelo de ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda en ratones se utiliza para investigar la remodelación ventricular y la función cardíaca después de un infarto de miocardio. Este modelo es fundamentalmente diferente en términos de objetivos y relevancia fisiopatológica en comparación con el modelo de ligadura transitoria de la arteria coronaria descendente anterior izquierda. En este último modelo de lesión por isquemia/reperfusión, la extensión inicial del infarto puede estar modulada por factores que afectan al rescate miocárdico tras la reperfusión6. Por el contrario, el área del infarto a las 24 horas después de la ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda es fija. La función cardíaca en este modelo se verá afectada por 1) el proceso de expansión del infarto, la cicatrización del infarto y la formación de cicatrices; y 2) el desarrollo concomitante de dilatación del ventrículo izquierdo, hipertrofia cardíaca y remodelación ventricular.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

NOTA: Todos los procedimientos experimentales descritos en esta sección fueron aprobados por el Cuidado de Animales y el Comité Asesor de Investigación de la Universidad Católica de Lovaina Institucional (proyecto: 154/2013-B De Geest).

1. La ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior

  1. Anestesiar el ratón por administración intraperitoneal de 40 mg / kg a 70 mg / kg de pentobarbital sódico. Asegúrese de que el ratón llega su plano adecuado de anestesia cuando ya no reacciona una pizca dedo del pie firme. Siempre confirme anestesia adecuada de esta manera antes de cualquier procedimiento quirúrgico o intervención. Utilice lubricante pomada oftálmica para evitar la sequedad de la córnea, mientras que bajo anestesia. Proporcionar analgesia preoperatoria 2-4 hr antes del inicio del procedimiento (buprenorfina 0,05 mg / kg SQ).
    1. Aplicar las técnicas de asepsia consistentes durante la cirugía supervivencia. Implementar procedimientos que inhiben a un microbiana con máximo grado posiblecontaminación de modo que la infección o la supuración significativa no se produce. Estos procedimientos incluyen el uso de instrumentos estériles y materiales estériles, la desinfección del área quirúrgica y la eliminación de la piel / pelo sobre el sitio quirúrgico y desinfección de este sitio.
  2. Intubar al ratón con una aguja roma de calibre 20 de elaboración propia.
    1. Ponga el ratón en posición supina con la hiperextensión de la cabeza.
      1. Enfocar la luz en la región del cuello. Levante la lengua con un pincet romo. La entrada de la laringe puede verse claramente.
      2. Pasar la aguja roma a través de la laringe dentro de la tráquea bajo visión directa. Evaluar la intubación correcta conectando el ratón para el ventilador (volumen sistólico en l: 3 x peso corporal (g) + 155; frecuencia: 120 golpes por minuto).
    2. Por otra parte, mejorar la visualización de la intubación endotraqueal exponiendo primero atentamente la tráquea.
      1. Hacer una incisión de 5 mm mediados de cuello y retraertejido muscular justo por encima de la tráquea.
      2. Realice la intubación usando un estereomicroscopio quirúrgico para la visualización directa de la tráquea. Levante la lengua e introduzca la aguja de calibre 20 auto-preparado embotado en la tráquea. Confirme intubación correcta conectando el ratón para el ventilador (volumen sistólico en l: 3 x peso corporal (g) + 155; frecuencia: 120 golpes por minuto).
  3. Mantenga el ratón en posición supina y fijar el ratón con cinta. Realizar una cirugía en una almohadilla térmica para evitar la hipotermia.
    1. Afeitado y desinfectar la piel con Betadine. Tenga cuidado de que la extremidad posterior izquierda cruza la extremidad posterior derecha con el fin de obtener una vista mejor en el ventrículo izquierdo durante la cirugía.
  4. Hacer una pequeña incisión cutánea transversal hasta el esternón y separar la piel y los músculos subyacentes.
  5. Tire de lado el m. pectoral menor y m. pectoral mayor con una sutura de seda 5-0.
  6. Hacer una incision en el tercer espacio intercostal mediante la inserción de un pincet romo.
  7. Mueva el pincet debajo de los músculos intercostales de lateral a medial hasta que se alcanza el esternón. Perforar la pared torácica empujando el pincet desde el interior a la piel. Complete la toracotomía cortando cuidadosamente el músculo intercostal justo por encima del pincet con una pequeña tijera. Utilice esta técnica para evitar la perforación de los pulmones.
  8. Ponga una esponja sumergida en 0,9% de NaCl en la cavidad para proteger los pulmones. Introducir un esparcidor de la herida (retractor pecho) en el espacio intercostal para obtener la exposición del lado izquierdo del corazón. A partir de ahora, la aurícula izquierda, el ventrículo izquierdo y la arteria descendente anterior coronaria son visibles bajo el microscopio estereoscópico.
  9. Realice una ligadura de la arteria descendente anterior coronaria con un solo 6-0 prolene ligadura sobre 1 mm por debajo de la punta de la aurícula izquierda. Esto es distal de la primera rama diagonal.
    NOTA: Como alternativa, 7-0 (00,05 mm de diámetro) o 8-0 roscas (0,04 mm de diámetro) se pueden utilizar. La aguja es una aguja Point círculo Taper C-1 13 mm 3/8. Ligadura exitosa de la arteria descendente anterior coronaria induce decoloración inmediata, lo que resulta en un miocardio aparece pálido en el territorio afectado.
  10. Retire el separador de la herida (retractor en el pecho).
    1. Coloque tres 6-0 suturas Ti-Cron alrededor del espacio intercostal. Antes de apretar las suturas, retire la esponja de la cavidad torácica y volver a expandir los pulmones mediante el bloqueo de la salida del ventilador. Al hacerlo, los pulmones se vuelven a conectar con la pleura parietal.
    2. Posteriormente, tirar de las suturas apretado y repetir reexpansión presionando hacia abajo en el pecho. Confirmar el cierre exitoso del tórax usando una pequeña cantidad de solución salina (no hay burbujas de aire deben considerarse cuando se aplica presión en el pecho).
    3. Mira a través del músculo intercostal confirmar expansión normal de los pulmones. Vuelva a colocar los dos músculos pectorales, que actúa como unbarrera adicional para la prevención de un neumotórax.
  11. Cierre la piel con seda 5-0 suturas.
  12. Desconecte el ratón del ventilador y permitir la recuperación sobre el cojín eléctrico. No deje a un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. No devuelva un animal que ha sido sometido a cirugía para la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente.
  13. Constantemente proporcionar analgesia postoperatoria (buprenorfina 0,05 mg / kg BID SQ durante al menos 48 horas después de la cirugía).

2. En vivo hemodinámico invasivo Mediciones en ratones

  1. Antes del procedimiento, sumergir el 1,0 francesa Millar catéter de presión en agua estéril a 37 ° C durante al menos 30 minutos para minimizar la deriva de la señal. Calibrar electrónicamente el sensor de presión a 0 mm Hg y 100 mm Hg y registrar datos en 2000 Hz.
  2. Realizar la anestesia mediante la administración intraperitoneal de 1,4 g / kg de uretano. Compruebe queel ratón llega a su plano adecuado de anestesia cuando ya no reacciona una pizca dedo del pie firme.
  3. Coloca el ratón anestesiado en posición supina. Asegure sus extremidades con cinta adhesiva. Mantenga la temperatura del cuerpo con una almohadilla térmica y monitor con una sonda rectal. Afeitarse la región del cuello y hacer una incisión en la línea media en la región del cuello para exponer la glándula tiroides.
  4. Fijar el cuello con agujas dobladas.
  5. Tire de un lado de la glándula salival y exponer la arteria carótida común derecha. El nervio vago, que se asemeja a un hilo blanco, se encuentra a lo largo de la arteria. Separe con cuidado la arteria carótida del nervio vago usando unas pinzas curvas.
  6. Pasar un pinzas curvas debajo de la arteria carótida común derecha para separarlo de otros tejidos. Quitar el tejido conectivo alrededor de la arteria.
  7. Pasar dos 6-0 cables de seda debajo de la arteria carótida común derecha. Hacer un nudo apretado en el alambre superior, que se coloca a la cabeza, cerrar y fijar con un Kocher (ligadura distal oclusiva). Pase el proxialambre mal dos veces de izquierda a derecha y fijar con 2 kochers (alambre no oclusiva proximal).
  8. Mantenga la arteria carótida húmedo dejando caer un 0,9% de NaCl estéril. Seque el exceso de líquido con bastoncillos de algodón.
  9. Hacer una incisión en la arteria carótida común derecha con una aguja de calibre 26 entre la ligadura distal y el alambre no oclusivo proximal.
  10. Introducir el sensor de presión en la arteria. Verifique que no hay pérdida de sangre. Empuje suavemente el catéter de presión Millar 1.0 French adelante y ajustar el alambre no oclusiva proximal de tal manera que el catéter puede pasar cuidadosamente a través del cable por debajo de la clavícula.
    1. Minimizar la pérdida de sangre durante el ajuste del alambre no oclusivo proximal. No comprima el sensor de presión demasiado mientras avanzaba ya que es muy frágil. Como el hilo proximal no debe ocluir la arteria, el recipiente debe permanecer llena de sangre.
  11. Comience a grabar la señal de presión. Una señal de la presión arterial fluctuates en un ratón sano entre una presión diastólica de 60 a 70 mm Hg y una presión sistólica de 100 a 120 mm Hg.
  12. Dirigir el catéter a través de la arteria innominada y a través de la aorta hacia el ventrículo izquierdo. La presión ventricular fluctúa entre 0 mm Hg y 100 a 120 mm Hg. Permitir que el catéter se estabilice el interior del ventrículo izquierdo. Grabar la señal durante 30 min a 60 min dependiendo de los requisitos experimentales.
  13. Después de la terminación del experimento, en remojo el catéter en Alconox 1% durante 30 min. Lave el catéter con agua Milli-Q. Guarde el catéter en un bloque de espuma.
  14. Recuperar datos del software de grabación para su posterior análisis.
    1. Para el análisis de datos, tenga en cuenta un intervalo de tiempo en que la señal de presión es estable. Elija por lo menos 10 ciclos cardíacos consecutivos de los datos registrados de interés.
    2. Utilice software LabChart versión 8.0 o similar para analizar el ritmo cardíaco, la presión sistólica izquierda presión ventricular máxima, la mínima ventr izquierda diastólicapresión icular, la tasa pico de la contracción isovolumétrica ventricular izquierda (dP / dt max), la tasa pico de la relajación isovolumétrica ventricular izquierda (dP / dt min), la presión ventricular izquierda diastólica final, y la constante de tiempo de la ventricular izquierda isovolumétrica caída de presión (tau) 7.
      NOTA: La presión diastólica final corresponde a la presión en el punto de tiempo inmediatamente antes del aumento de la presión inducida por la contracción isovolumétrica. El cálculo de tau se basa en el ajuste de la presión ventricular izquierda en una curva de decaimiento monoexponencial, expresado como P (t) = p 0 e -t / tau + b, En esta fórmula, P (t) es la presión ventricular izquierda en el momento se ha llegado a t después de que el valor negativo máximo de dP / dt. El parámetro b corresponde a la asíntota teórico, que en un enfoque simplificado se puede suponer que es cero. Relajación isovolumétrica mejorada se traduce en un valor más pequeño de tau.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

El grado de infarto de miocardio puede ser evaluada por azul de Evans / cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio (TTC) doble tinción. TTC es un indicador redox, que se convierte en 1,3,5-triphenylformazan-rojo profundo en los tejidos debido a la actividad de diversas deshidrogenasas en presencia de NADH 8 viviente. La figura 1 muestra una sección representativa del corazón a las 24 horas después de la ligadura de la arteria descendente anterior coronaria. Zonas azules manchados indican regiones no...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Cambios crónicos en la estructura y la función miocárdica, el desarrollo de la disfunción ventricular izquierda, y la progresión a la insuficiencia cardíaca pueden ser investigados en varios modelos murinos 12. La remodelación cardiaca y la disfunción puede ser inducida por lesión miocárdica o por sobrecarga de presión secundaria a la constricción de la aorta transversal, o pueden ser investigados en modelos genéticos de la miocardiopatía dilatada 12. Obviamente, el beneficio más pronunciado de los...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Ninguno de los autores informa intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por la subvención OT/13/090 de la KU Leuven y por la subvención G0A3114N de la FWO-Vlaanderen.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Buprenorfina (Buprenex)Bedford Laboratories
Pentobarbital sódico (Nembutal)Ceva
BetadineVWR internationals200065-400
5 - 0 sutura de sedaEthicon, Johnson & Johnson MedicalK890H
6 - 0 sutura de prolene Ethicon, Johnson & Johnson MedicalF1832
6 - 0 Ti- Sutura CronEthicon, Johnson & Johnson MedicalF1823
Uretano Sigma94300
AlconoxAlconox Inc.
Ventilador, MiniVent Modelo 845Hugo Sachs73-0043
Retractor de tórax o retractor de tóraxKent Scientific corporationINS600240ALM Autoretenedor, dentado, 7 cm de largo, 4 x 4 puntas en forma de "L", 3 mm x 3 mm
Catéter de presión Millar francés 1.0Instrumentos Millar SPR - 1000/NR
PowerlabADInstruments Pty Ltd.
LabChart® softwareADInstruments Pty Ltd.
Sonda rectalADInstruments Pty Ltd.

Referencias

  1. He, J., et al. Risk factors for congestive heart failure in US men and women: NHANES I epidemiologic follow-up study. Arch Intern Med. 161, 996-1002 (2001).
  2. Anversa, P., Sonnenblick, E. H. Ischemic cardiomyopathy: pathophysiologic mechanisms. Prog Cardiovasc Dis. 33, 49-70 (1990).
  3. Erlebacher, J. A., Weiss, J. L., Weisfeldt, M. L., Bulkley, B. H. Early dilation of the infarcted segment in acute transmural myocardial infarction: role of infarct expansion in acute left ventricular enlargement. J Am Coll Cardiol. 4, 201-208 (1984).
  4. Shimizu, I., et al. Excessive cardiac insulin signaling exacerbates systolic dysfunction induced by pressure overload in rodents. J Clin Invest. 120, 1506-1514 (2010).
  5. Tirziu, D., et al. Myocardial hypertrophy in the absence of external stimuli is induced by angiogenesis in mice. J Clin Invest. 117, 3188-3197 (2007).
  6. Theilmeier, G., et al. High-density lipoproteins and their constituent, sphingosine-1-phosphate, directly protect the heart against ischemia/reperfusion injury in vivo via the S1P3 lysophospholipid receptor. Circulation. 114, 1403-1409 (2006).
  7. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. J Clin Invest. 58, 751-760 (1976).
  8. Bohl, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297, 2054-2058 (2009).
  9. Van Craeyveld, E., Jacobs, F., Gordts, S. C., De Geest, B. Low-density lipoprotein receptor gene transfer in hypercholesterolemic mice improves cardiac function after myocardial infarction. Gene Ther. 19, 860-871 (2012).
  10. Gordts, S. C., et al. Beneficial effects of selective HDL-raising gene transfer on survival, cardiac remodelling and cardiac function after myocardial infarction in mice. Gene Ther. 20, 1053-1061 (2013).
  11. Junqueira, L. C., Bignolas, G., Brentani, R. R. Picrosirius staining plus polarization microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections. Histochem J. 11, 447-455 (1979).
  12. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2, 138-144 (2009).
  13. Zolotareva, A. G., Kogan, M. E. Production of experimental occlusive myocardial infarction in mice. Cor Vasa. 20, 308-314 (1978).
  14. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  15. Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  16. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. J Anat. 212, 12-18 (2008).
  17. Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16, 41-44 (2005).
  18. Clauss, S. B., Walker, D. L., Kirby, M. L., Schimel, D., Lo, C. W. Patterning of coronary arteries in wildtype and connexin43 knockout mice. Dev Dyn. 235, 2786-2794 (2006).
  19. Icardo, J. M., Colvee, E. Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice. J Anat. 199, 473-482 (2001).
  20. Yoldas, A., Ozmen, E., Ozdemir, V. Macroscopic description of the coronary arteries in Swiss albino mice (Mus musculus). J S Afr Vet Assoc. 81, 247-252 (2010).
  21. James, T. N., Burch, G. E. Blood supply of the human interventricular septum. Circulation. 17, 391-396 (1958).
  22. Gao, X. M., Xu, Q., Kiriazis, H., Dart, A. M., Du, X. J. Mouse model of post-infarct ventricular rupture: time course, strain- and gender-dependency, tensile strength, and histopathology. Cardiovasc Res. 65, 469-477 (2005).
  23. Muthuramu, I., Jacobs, F., Singh, N., Gordts, S. C., De Geest, B. Selective homocysteine lowering gene transfer improves infarct healing, attenuates remodelling, and enhances diastolic function after myocardial infarction in mice. PLoS One. 8, 63710(2013).
  24. Eaton, L. W., Weiss, J. L., Bulkley, B. H., Garrison, J. B., Weisfeldt, M. L. Regional cardiac dilatation after acute myocardial infarction: recognition by two-dimensional echocardiography. N Engl J Med. 300, 57-62 (1979).
  25. Erlebacher, J. A., et al. Late effects of acute infarct dilation on heart size: a two dimensional echocardiographic study. Am J Cardiol. 49, 1120-1126 (1982).
  26. Schuster, E. H., Bulkley, B. H. Expansion of transmural myocardial infarction: a pathophysiologic factor in cardiac rupture. Circulation. 60, 1532-1538 (1979).
  27. Jugdutt, B. I., Michorowski, B. L. Role of infarct expansion in rupture of the ventricular septum after acute myocardial infarction: a two-dimensional echocardiographic study. Clin Cardiol. 10, 641-652 (1987).
  28. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  29. Vanden Bergh, A., Flameng, W., Herijgers, P. Parameters of ventricular contractility in mice: influence of load and sensitivity to changes in inotropic state. Pflugers Arch. 455, 987-994 (2008).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Modelo de ratónremodelación ventricularmediciones hemodinámicas invasivasprocedimiento de toracotomíacateterización de presión