Los microRNAs humanos se translocan de los eritrocitos del huésped a los parásitos Plasmodium falciparum. En este trabajo se describen las técnicas utilizadas para transfectar microRNAs sintéticos en eritrocitos del huésped y aislar todos los RNAs de P. falciparum. Además, en este trabajo se detallará un método de aislamiento de polisomas en P. falciparum para determinar la ocupación ribosómica y el potencial traduccional de los transcritos de parásitos.
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Artículo de método
Métodos para investigar el papel de Regulación de pequeños ARN ribosomal y ocupación de
* These authors contributed equally
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Resumen
Resumen
La variación genética responsable para el alelo de células falciformes (HbS) permite a los eritrocitos para resistir la infección por el parásito de la malaria, P. falciparum. La base molecular de esta resistencia, que se sabe que es multifactorial, sigue siendo incompleta entendido. Estudios recientes han encontrado que la expresión diferencial de microRNAs de eritrocitos, una vez trasladadas en parásitos de la malaria, afectan tanto a la regulación de genes y el crecimiento del parásito. Estos miRNAs se muestran más adelante para inhibir la traducción del ARNm mediante la formación de un transcrito de ARN quimérico a través de 5 'de fusión de ARN con subconjuntos discretos de mRNAs de parásitos. Aquí, las técnicas que se utilizaron para estudiar el papel funcional y la posible existencia de mecanismo microRNAs eritrocitos subyacentes en la regulación de genes y el potencial de la traducción de P. falciparum, incluyendo la transfección de microRNAs sintéticos modificados en los eritrocitos de acogida, se detallará. Finalmente, un método de gradiente de polisomas se utiliza para determinar la extensión de translation de estas transcripciones. En conjunto, estas técnicas nos han permitido demostrar que los niveles de microARN dysregulated eritrocitos contribuyen a la resistencia a la malaria de células intrínseca de los eritrocitos falciformes.
Introducción
La malaria, causada por parásitos apicomplexan del género Plasmodium, es la enfermedad parasitaria humana más común, infectando a nivel mundial unos 200 millones de personas cada año y causa alrededor de 600.000 muertes 1. De las cinco especies de Plasmodium que infectan a los seres humanos, los más relevantes para las enfermedades humanas son P. falciparum y P. vivax, debido a sus distribuciones generalizadas y el potencial de complicaciones graves de malaria. El ciclo de vida del parásito de la malaria requiere la infección de ambos mosquitos y seres humanos. Cuando un mosquito infectado pica a un humano, los parásitos viajan a través del torrente sanguíneo hasta el hígado, donde se produce una ronda inicial de la replicación. Después de merozoitos ruptura del hepatocito anfitrión, que infectan los glóbulos rojos cercanos, iniciando la replicación sea asexual o sexual. La etapa asexual de replicación, que tiene una duración de 48 horas en P. falciparum, es el foco de este estudio, ya que es a la vez la fuente de la mayoría malsíntomas aria y se recapitulan fácilmente in vitro.
Si bien una serie de iniciativas de salud pública, incluyendo la mejora de los tratamientos contra la malaria, han reducido un poco la carga de la malaria a nivel mundial, la continua aparición de parásitos resistentes a los fármacos presenta un problema para los esfuerzos de control de la malaria. Una de las áreas que pueden sugerir nuevos enfoques terapéuticos es el estudio de cómo las diversas variantes genéticas confieren resistencia a la malaria. En las regiones donde la malaria es endémica, una variedad de polimorfismos eritrocitarios son bastante comunes 2,3. Estas mutaciones, con células falciformes siendo quizás el más destacado, a menudo se asocian con la resistencia sustancial a la aparición de la infección de la malaria sintomática 4. Los mecanismos subyacentes por los que causan los eritrocitos para resistir la infección por malaria se conocen por completo. Eritrocitos parasitados con mutaciones de hemoglobina están sujetos a una mayor fagocitosis través rigidez celular mejorada y deshidratación, queestá asociada con la invasión disminuido en P. falciparum 5. El alelo HbC también afecta a la expresión de proteínas en la superficie de los eritrocitos y con la remodelación del citoesqueleto, inhibiendo aún más el desarrollo del parásito 6,7. Por último, P. falciparum crece mal dentro falciformes homocigóticos (HBSS) eritrocitos 8,9 in vitro, lo que sugiere factores eritrocitarios intrínsecas de resistencia a la malaria. Sin embargo, aunque todos estos mecanismos parecen jugar un papel, no explican plenamente los mecanismos detrás de la resistencia de células falciformes a la malaria.
Un conjunto potencial de los factores eritrocitarios que permanecen poco conocida es la gran reserva de miARN presentes dentro de los eritrocitos maduros. Los microARNs son pequeños RNAs no codificantes, 19-25 de nt en tamaño, que median la traducción y / o estabilidad del ARNm diana por emparejamiento de bases dentro de la 3 'UTR. Ellos han sido implicados en el control de la respuesta inmune de mamíferos, incluyendo el o supresiónla replicación del virus f 10, y fueron demostrado que confieren resistencia a virus en plantas Ellos también se han demostrado que regulan varios procesos eritrocitarios, incluyendo la eritropoyesis 11,12 y metabolismo del hierro 13. Estudios previos identificaron una población abundante y diversa de miRNAs eritrocítica, cuya expresión se alteró dramáticamente en HbSS eritrocitos 14,15. Puesto que los eritrocitos maduros carecen de la transcripción y la traducción activa, el papel funcional de estos miRNAs eritrocitos sigue siendo poco clara. Como se produce el intercambio de material significativa entre la célula huésped y P. falciparum durante el ciclo de desarrollo intraeritrocitaria (IDC) 16, se especuló que el perfil de miARN alterado dentro de los eritrocitos HbS puede contribuir directamente a la resistencia a la malaria de células intrínseca.
Estos estudios condujeron en última instancia al desarrollo de una tubería para aislar, identificar y funcionalmente estudiar el papel de los genes miARN humano dentro de la mparásito alaria, P. falciparum, que indicaron que los anfitriones / miRNAs humanos en última instancia, de forma covalente de fusibles y luego reprimir traslación transcripciones de ARNm parásito 17. Esto proporcionó un ejemplo de las primeras especies cruzadas transcripciones quiméricos formados por trans-empalme e implica que esta fusión miARN-mRNA podría estar ocurriendo en otras especies, incluyendo otros parásitos. Todos los ARNm tripanosoma son trans-empalmados con un empalme-líder (SL) para regular la separación de polycistronic transcripciones 18. Desde P. falciparum carece ortólogos para Dicer / Ago 19,20, es posible que los miRNAs eritrocitos secuestran SL maquinaria similar en P. falciparum para integrar en los genes diana. Estudios recientes en P. falciparum tiene, de hecho, indica la presencia de secuencias líder 5 'de empalme 21. Este estudio detalla los métodos que llevaron al descubrimiento de transcripciones de fusión-humanos parásito miARN-mRNA, incluyendo tanto transcriptómica y translatécnicas de regulación cionales. Los objetivos generales de estos métodos son para investigar los efectos de los pequeños RNAs en la regulación de genes, fenotipos y traducción potencial de P. transcripciones falciparum.
La identificación inicial de los transcritos quiméricos humanos parásito se basó en el uso de técnicas de análisis de ARN, tales como PCR en tiempo real, la secuenciación del transcriptoma y EST captura de biblioteca, que incluía tanto totales y pequeños RNAs, en lugar de utilizar técnicas que sólo aislados pequeños RNAs. Aislamiento de RNA todos juntos en una piscina grande, en lugar de por separado, permitió la identificación de ambos translocados pequeños RNAs humanos en el parásito, así como la presencia de estas pequeñas secuencias de ARN como parte de una secuencia más grande. Esto entonces requiere un análisis del estado traducción de estos mRNAs de fusión para determinar las consecuencias funcionales de estas fusiones.
Mientras que los grandes esfuerzos en la caracterización de un genoma del parásitod transcriptoma han añadido a la comprensión de la biología del parásito 22-25, mucho menos se sabe acerca de la regulación de la traducción del ARNm transcriptoma en todo el ciclo de vida de P. falciparum 26. Esta comprensión limitada del proteoma del parásito ha dificultado tanto la comprensión de la biología del parásito y la capacidad de identificar nuevos objetivos para la próxima generación de terapias contra la malaria. Esta brecha en la comprensión de la biología celular del parásito ha persistido en gran parte debido a la falta de técnicas adecuadas para investigar la regulación de traducción en P. falciparum. Un artículo reciente describe el uso de la huella ribosomal de P. falciparum para determinar el estado de la traducción mundial 21. Una medida bien establecida de potencial de traslación de las transcripciones es el número de ribosomas asociados determinados por polisomas perfilado. Sin embargo, cuando se aplica esta técnica para P. falciparum </ em>, no es capaz de recuperar la mayoría de los polisomas y captura predominantemente monosomas. Recientemente, varios grupos han optimizado 27,28 P. técnicas polysome falciparum por lisis de los eritrocitos y parásitos simultáneamente para preservar los polisomas y caracterizar la ocupación ribosomal y el potencial de la traducción de estos parásitos de la malaria durante su desarrollo asexual en las células rojas de acogida 28.
Colectivamente, estos métodos demuestran que la fusión observado de mRNAs miARN y parásitos humanos modula la traducción de proteínas del parásito de esos mRNAs de fusión, que se demostró utilizando métodos reportados previamente 27, y es un importante factor determinante de la resistencia a la malaria en HbAS y HbSS eritrocitos 17. Estos métodos podrían ser útiles en cualquier sistema en busca de identificar y funcionalmente explorar eventos de empalme de ARN, ya se trate de los ARN de fusión están a P. falciparum u otros sistemas eucariotas.
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Protocolo
1: Aislamiento de ARN de pequeño tamaño de P. falciparum Durante la IDC
- Obtener parásitos de la malaria en la cultura asexual 29.
NOTA: El tamaño de la cultura requerida variará en función de la aplicación deseada; sin embargo, un cultivo de 10 ml a 3-5% de parasitemia y 5% de hematocrito proporciona un amplio ARN para PCR en tiempo real (RT-PCR). La técnica se optimizó inicialmente para cultivos asíncronos, pero cuando se desean puntos temporales específicos durante el ciclo de infección, los parásitos de anillo etapa se puede sincronizar mediante la sincronización de sorbitol no más tarde de 10 a 12 horas después de la invasión. La sincronización debe repetirse después de un ciclo (aproximadamente 48 horas) 29. - Células infectadas piscina juntos (~ 5 x 10 9 RBCs a 3-5% de parasitemia) y llenar PBS frío a la parte superior del tubo y centrifugar a 800 xg durante 5 min sin freno para sedimentar las células rojas.
- Después de la centrifugación, eliminar el sobrenadante cuidadosamente con una pipeta de aspiración, que se adjuntaa un vacío, ya que el pellet eritrocítica es fácil de desprender. Lavar el pellet una vez más con 1x PBS frío.
- Resuspender pellet celular en frío 0,15% de saponina (en 1X PBS) y el lugar en hielo durante 30 min.
- Las células se centrifuga a 1500 xg durante 12 min a 4 ° C, eliminar el sobrenadante (que será de color rojo oscuro) y el pellet se resuspende en PBS frío. Repita este paso una vez más.
NOTA: Con el fin de garantizar que los microRNAs presentes eran reflejo de microRNAs dentro de los parásitos, y no contaminación eritrocítica, una serie de condiciones de aislamiento de parásitos fueron probados: 1) lisis de saponina, 2) la lisis de saponina combinada con el tratamiento RNaseA de miRNAs célula huésped y 3 ) metil-beta-ciclodextrina tratamiento para eliminar el parásito de la acogida eritrocitos. Todos los tratamientos dieron resultados similares. - Lyse la aislada pellet parásito utilizando los recomendados 600 l de tampón de lisis. Este volumen de tampón de lisis es suficiente para cultivos hasta ~ 30 ml a 2% de hematocrito y 5% de parasitemia.
NOTA: Para los cultivos de parásitos más grandes, este volumen puede ser aumentada. Es importante para asegurar la lisis completa de la pastilla parásito por agitación a fondo durante al menos 1 min. Además, para facilitar la extracción, las muestras lisadas se pueden transferir a un tubo de microcentrífuga de 1,7 ml. - Añadir 60 l, o 1/10 de volumen de tampón de lisis utilizado en el paso 6, de aditivo homogeneizado (acetato de sodio 2 M, pH 4).
- Deja muestras en hielo durante 10 min.
- Añadir 600 l, o un volumen igual a la cantidad de tampón de lisis añadido en el paso 6, de ácido fenol cloroformo a cada muestra y agitar durante 1 min.
- Se separan las fases acuosa y orgánica por centrifugación de las muestras a 10.000 xg durante 5 min. Este giro es más largo que el sugerido por el kit para garantizar que toda la hemoglobina / hemozoin está en la fase orgánica.
- Recoger el (acuosa) de la capa superior y la transfiere a un tubo nuevo. Repita los pasos 9 y 10 si la fase acuosa es de color blanco o (más probable) de color marrón, lo que sugiere procontaminación de proteína.
- Determinar el volumen del sobrenadante resultante mediante una pipeta y luego añadir 1,25 volúmenes de etanol 100% (~ 800 l) y mezclar invirtiendo el tubo de microcentrífuga de 1,7 ml 5 veces.
- Pase cada muestra a través de un cartucho de filtro de unión al ARN proporcionado (varios diferente de los cuales son comercialmente disponible) ya sea por centrifugación a 14.000 xg durante 1 min o mediante el uso de un colector de vacío.
- Lavar el cartucho de filtro con 700 l de la miRNA Wash Buffer 1 utilizando una microcentrífuga, girando a 14.000 xg durante 1 min.
- Lavar el cartucho de filtro con 500 l de tampón de lavado 3/2 dos veces por centrifugación a 14.000 xg durante 1 minuto cada uno.
- Eluir ARN con 100 l de agua DEPC, que ha sido precalentado a 95 ºC, en dos lavados de 50 l, centrifugando a 14.000 xg durante 1 min cada uno. Medir la concentración de ARN mediante la absorbancia UV a 260 nm.
NOTA: Un gel de ARN (ya sea TBE-urea acrilamida o desnaturalización en gel de agarosa formaldehído) pueden be utilizó para evaluar la distribución de tamaños de los ARN aislados.
NOTA: Este ARN es adecuado para el análisis de microarrays, ARN-secuencia, el norte de mancha y el ensayo de protección de ribonucleasa.
2: La cuantificación de ARN de pequeño tamaño de P. falciparum Durante la IDC
- Determinar la concentración de las muestras individuales aisladas en el paso 1 mediante espectrofotometría UV a 260 nm.
- Generar cebadores de PCR en tiempo real para las especies de ARN deseadas. Para miARN solos, hemos utilizado ensayos miARN qPCR prefabricados, mientras que para los ARNm o fusión de los genes miARN-mRNA hemos diseñado cebadores para la SYBR verde. Para los ARN de fusión, el cebador directo fue la secuencia de los genes miARN en sí (miR-451: AAACCGTTACCATTACTGAGTT), mientras que lo contrario era un cebador de ~ 100 pb específico de gen aguas abajo de los genes miARN en la secuencia de ARNm (PKA-R: ATCGAACATGCTGTGAACAT).
- Hacer ADNc a partir de las muestras de ARN utilizando un cebador de horquilla de miRNAs (utilizar 20-40 ng de ARN) sola o hexámeros aleatorios para ARNm y / o miRNAespecie de fusión-mRNA (utilizando 1 g de ARN). Mezclar ARN y cebadores durante 5 min a 65 ° C, después se enfría a temperatura ambiente. Después, agregue la mezcla de la transcriptasa inversa (0,5 l transcriptasa inversa, 0,5 l inhibidor de RNasa, 1 mu l dNTPs (2,5 mM cada uno), 4 l 5x tampón, 2 l 0,1 M de TDT, 1 l H2O).
- Las muestras se ejecutan en un termociclador capaz de detectar cualquiera de SYBR verde o sondas TaqMan. SYBR verde PCR cuantitativa 30 para genes específicos se ejecuta como un 3-etapa de PCR, 95 ° C durante 15 seg, más baja temperatura de hibridación del cebador menos 5 ° C durante 30 seg, y 68 ° C durante 30 segundos, durante 40 ciclos, utilizando una SYBR comercial mezcla maestra verde. miRNA-PCR en tiempo real se ejecuta como una PCR de dos etapas, 95 ° C durante 15 seg y 60 ° C durante 1 min, durante 40 ciclos.
- Cuantificar ensayos utilizando el método ΔΔCt y normalizarlos en contra de cualquiera de Rab GTPasa (PF08_0110) o 18S rRNA 31.
3: Introducciónde los pequeños RNAs en malaria parásitos
- Pellet 300 l de glóbulos rojos por transfección (250 l de glóbulos rojos, aproximadamente 1,5 x 10 9 células, se utilizará en última instancia) en medio completo malaria por centrifugación a 800 xg durante 5 min a 1 de freno.
- Lavar los eritrocitos dos veces con RPMI y resuspender en Cytomix completa (120 mM KCl; 0,15 mM CaCl 2; 10 mM K 2 HPO 4 / KH 2 PO 4, pH 7,6; 25 mM HEPES, pH 7,6; 2 mM EGTA, pH 7,6; 5 mM de MgCl 2; pH ajustado con KOH) al 50% de hematocrito después de la centrifugación a 800 xg durante 5 min a 1 de freno.
- Transferir las células a una cubeta de electroporación de 0,2 cm.
- Añadir 10 g, o apropiadas cantidad, de oligonucleótidos sintéticos personalizada a las cubetas y resuspender las culturas.
- Ajuste el electroporador a 310 V / 950 mF y entregar un pulso a cada cubeta.
- Resuspender los 300 l de glóbulos rojos dentro de la cubeta en pre-calentado mal completamedios aria y placa en placas de 24 pocillos y se incuba a 37 ° C en un recipiente hermético con la mezcla de gases en sangre malaria (3% O 2, 5% de CO 2).
- Después de 4 h, infectar a los glóbulos rojos transfectadas con trofozoítos finales sincronizados a una parasitemia final aproximada de 1%.
- Añadir glóbulos rojos recién transfectadas cada 4-6 días para los cultivos infectados y determinar el% de parasitemia por FACS utilizando YoYo-1 tinción, como se indica en la sección 4.
4: Determinación de eritrocitos Efecto microRNAs Al Parásito Infección Rate
- Tomar 100 l de la cultura resuspendido por micropipeta y colocar en un tubo de 1,7 ml de microcentrífuga. Lavar dos veces con 1 ml de PBS 1x y se centrifuga en una microcentrífuga de mesa por centrifugación a 800 xg durante 5 min.
- Resuspender pellet en 1 ml de 0,025% de glutaraldehído. Incubar las muestras durante 20 min a RT.
NOTA: Las muestras se pueden almacenar aquí por varias semanas a 4 ° C. Después, sedimentar los infectados RBC por centrifugación a 800 xg durante 5 min. Lavar dos veces con 1 ml de PBS 1x. - Resuspender pellet en 1 ml de 0,015% de saponina. Se incuba a 4 ° C durante 15 min. Pellet infectado glóbulos rojos mediante centrifugación a 800 xg durante 5 min. Lavar dos veces con 1 ml de PBS 1x. Repeat.4.3. Resuspender las células en 1 ml de 1x PBS que contenía 1 l (1.000X) tinción de ADN.
- Determinar los grados de parasitemia en un citómetro de flujo, a 488 nm de excitación y 530 nM ~ (FL-1) de emisión.
- En primer lugar, la puerta del citómetro de flujo basado en el FSC y SSC para centrarse en los glóbulos rojos. A continuación, medir el grado de parasitemia (GR infectados) en el RBC cerrada por fluorescencia en el canal FL-1.
NOTA: después parásitos etapa son 10 veces más fluorescente de parásitos en etapas iniciales, y ~ 100X anterior glóbulos rojos no infectados. Además, la recogida a baja velocidad tiende a reducir el ruido. Finalmente, este enfoque ha sido comparado con el 3-H hipoxantina incorporación y tinción Giemsa, tanto como se informó anteriormente 13, y todas las técnicas de gave resultados similares.
5: La biotina-etiquetado y elución de miARN-mRNA Fusion Productos
- Directamente ordenar oligonucleótidos sintéticos de encargo de ARN con destiobiotina (DB) unidos covalentemente al extremo 5 '.
- Transfectar glóbulos rojos infectados con conjugado-destiobiotina (Db-) miARN y miARN no modificada (control negativo), tal como se indica en el paso 3.
- Infectar los glóbulos rojos transfectadas con P. falciparum parásitos a una parasitemia de partida de 0,5% (paso 1.1).
- Extracto de ARN parásito 4 días (96 horas) más tarde como se describe anteriormente en el paso 1.
- Incubar 10 g de ARN parásito con 50 l envasados perlas de estreptavidina, añadido a través de micropipeta, y girar en un rotador tubo de microcentrífuga durante 1 hora a 4 ° C.
- Sedimentar las perlas a 800 xg durante 30 seg y se lava con 20 mM KCl y 1 / 1.000 inhibidor de RNasa.
- Eluir RNAs de las perlas por la competencia con biotina 2 mM y 200 con tampón de elución de captura de RNA l (20 mM de KCl, 1/1, 000 Inhibidor de RNasa y 2 mM biotina) en 4 ° C durante la noche con rotación.
- Determinar el grado de enriquecimiento del indicado P. transcripciones falciparum utilizando SYBR verde QRT-PCR, y el enriquecimiento de microARN (control positivo) por TaqMan qPCR como se indica en el paso 2.
6: Separación polisomas para determinar el Ribosomal ocupación de P. falciparum
- Coloque solución de sacarosa al 5 ml de 15% (mM de acetato 400 de potasio, HEPES de potasio 25 mM, pH 7,2, acetato de magnesio 15 mM, 200 mM cicloheximida, 1 mM de DTT, 1 mM PMSF, inhibidor de RNasa 40 U / ml, y 15% de sacarosa ) en un tubo de ultracentrífuga SW41 (14 x 89 mm).
- Usando una jeringa de 5 ml, añadir solución de sacarosa al 5 ml de 50% (mM de acetato 400 de potasio, HEPES de potasio 25 mM, pH 7,2, acetato de magnesio 15 mM, 200 mM cicloheximida, 1 mM de DTT, 1 mM PMSF, 40 U / ml de RNasa inhibidor, y el 50% de sacarosa) por debajo de la sacarosa 15% utilizando una aguja de acero largo, a continuación, retire la aguja.
- sellar la parte superior del tubo de gradiente con Parafilm, incline el tubo lentamente sobre su lado, en una posición estable para evitar la rodadura, por lo que está mintiendo horizontalmente sobre la mesa. Mantenga el tubo en su lado durante al menos 2 hr. Mientras espera, comenzar con el paso 6.5.
- Después de 2 horas, lentamente incline el tubo de nuevo en posición vertical y transferir el tubo en hielo, lo que permite que se enfríe durante al menos 15 minutos antes de la carga de la muestra (paso 14).
- Reunir suficiente sangre infectado con Plasmodium cultura etapa para generar 100 a 500 g de ARN total, o aproximadamente un 100 ml cultura asíncrona al 3-5% de parasitemia. Añadir 1/10 que el volumen de medio de cultivo que contiene 10x (2 mM) cicloheximida (CHX) y se incuba a 37 ° C durante 10 min.
- Culturas precipitado mediante centrifugación a 500 xg durante 7 minutos con la centrífuga (freno 1), a continuación, se lavan dos veces con PBS 1x temperatura ambiente que contiene 200 mM CHX. Resuspender las culturas del parásito en 1x PBS que contenía 200 mM CHX y almacenar en hielo.
- Estimar el volumen del sedimento de RBC. Añadir tampón de lisis (mM acetato de potasio 400, HEPES de potasio 25 mM, pH 7,2, acetato de magnesio 15 mM, 200 CHX mu M, 1 mM de DTT, 1 mM PMSF, 40 U / inhibidor de RNasa ml, 1% (v / v) IGEPAL CA -630, y 0,5% (w / v) DOC) al sedimento de RBC a un volumen final de 4,25 ml. Incubar el lisado a 4 ° C durante 10 min mientras se gira.
- Transferir el lisado a tubos de microcentrífuga, y centrifugar las muestras en una microcentrífuga a 16.000 xg y 4 ° C durante 10 min.
- Preparar cojines de sacarosa pipeteando 1,25 ml de la solución de colchón de sacarosa fría 0,5 M (mM de acetato 400 de potasio, HEPES de potasio 25 mM, pH 7,2, acetato de magnesio 15 mM, 200 mM cicloheximida, 1 mM de DTT, 1 mM PMSF, 40 U / ml de RNasa inhibidor, y 0,5 M de sacarosa) en un tubo de ultracentrífuga SW55 (13 x 51 mm).
- La capa cuidadosamente 3,75 ml de sobrenadante de lisado (del paso 7) en la parte superior del colchón de sacarosa utilizando una jeringa y pequeño (~ 27) aguja de calibre. Store lisado restante (~ 500 l) a -80 ° C para extraer los niveles de ARN total, como se indica en el apartado 1.
- Cargar las muestras en un rotor de ultracentrífuga, pre-refrigerada a 4 ° C, que puede contener 13,2 ml tubos. Centrifugar las muestras a 366.000 xg y 4 ° C durante 146 min.
- Con una pipeta, transferir el sobrenadante a un tubo cónico de 15 ml. Almacenar el sobrenadante a -80 ° C para el aislamiento de ARN de libres (no unida por los ribosomas) ARN.
- Resuspender el precipitado ribosoma en 500 l de tampón de resuspensión ribosoma (mM de acetato 400 de potasio, HEPES de potasio 25 mM, pH 7,2, acetato de magnesio 15 mM, 200 mM cicloheximida, 1 mM de DTT, 1 mM PMSF, y 40 U / inhibidor de RNasa ml) pipeteando durante 5 min.
- Centrifugar las muestras en una microcentrífuga a 16.000 xg y 4 ° C durante 10 min.
- Mientras se mantiene el gradiente desde el paso # 4 en el hielo, retire el Parafilm, a continuación, la capa cuidadosamente la suspensión ribosoma en la parte superior de la usi gradienteng una jeringa y pequeñas (~ 27) aguja de calibre.
- Cargar el tubo en un rotor de ultracentrífuga pre-enfriada y centrifugar los gradientes a 200.000 xg cargados y 4 ° C durante 180 min. Cuando se completa el giro, almacenar centrifugó a 4 gradientes ° C hasta que esté listo para cargar en el fraccionador.
- Carga de un tubo de ultracentrífuga desembocan en el fraccionador gradiente (esto puede ser un tubo utilizado en una carrera anterior), luego lave con RNasa libre de agua durante 5 minutos a 100 x 10 velocidades.
- Durante el lavado en el paso 6.16, ajustar la sensibilidad del detector de absorbancia UV. Una buena sensibilidad de partida es 0,2, pero esto puede tener que ajustarse en adelante corre dependiendo de la señal A 254 (que varía basada en el número de parásitos, etc.).
- Una vez que la sensibilidad del detector se fija, ajuste la señal de referencia a cero mientras que el agua fluye a través del detector.
- Después de lavar el colector de fracciones, revertir el flujo de fluido hasta que las líneas están vacías y luego remove el tubo de ultracentrífuga vacía.
- Ejecutar solución de sacarosa al 60% a través de la columna de fraccionamiento hasta que sale del aparato de la aguja.
- Inserte el tubo que contiene el primer gradiente en la parte superior de la cámara de carga y apriete el sello, con cuidado de no apretar demasiado. Entonces, perforar la parte inferior del tubo con la aguja.
- Cambiar la velocidad de flujo de fluido a 12,5 x 10 (controlado por la perilla de control de velocidad de flujo en la parte frontal de la bomba), a continuación, establecer el colector de fracciones automático para recoger las fracciones 18 seg (~ 330 l / fracción) en tubos de microcentrífuga.
- Comience hacia adelante de flujo de la solución de sacarosa al 60%.
- Cuando la primera gota de la solución de gradiente de gotas en el tubo de microcentrífuga, comience inmediatamente tanto la recolección de fracciones y la grabación en vivo de la señal A 254.
- Una vez que una fuerte caída se observa en la señal A 254, correspondiente a la interfaz entre las soluciones de sacarosa 50% y 60%, tanto detener el flujo de fluido y A 254 grabación.
- Guarde las fracciones del gradiente a -80 ° C para su uso posterior.
- Invertir el flujo de fluido en 100 x 10 velocidad hasta que la solución de sacarosa al 60% se vacía fuera del tubo de ultracentrífuga.
- Si hay gradientes adicionales para fraccionar, retire el tubo de ultracentrífuga vacío de la cámara de carga y reiniciar desde el paso 6.21. Si se han completado todas las muestras, lavar el aparato como se llevó a cabo en pasos de 6.16 y 6.19.
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Resultados
Perfiles Global de microARN humano en P. falciparum
Las técnicas presentadas aquí se utilizaron para extraer microRNAs de parásitos en una variedad de condiciones. Una cosa a destacar es que se realizaron extracciones de ARN para los glóbulos rojos no infectados como se indica en 32, que a menudo sirve como punto de referencia para los datos de microARN presentados tanto en este artículo y el estudio original 29. Esos estudios anteriores también demostraron que...
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Discusión
HbS es una de las variantes de hemoglobina más comunes en las zonas endémicas de malaria, en gran medida, ya que proporciona protección contra la malaria grave por P. falciparum. Las técnicas necesarias para caracterizar el papel del microRNA humana en la regulación de genes de P. falciparum se detallan a lo largo de este manuscrito. Mediante la extracción de ARN total de una manera tal como para incluir todos los pequeños RNAs, y mediante la realización de un procedimiento de lisis p...
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Divulgaciones
Los autores no tienen intereses financieros contrapuestos que declarar.
Agradecimientos
Esta investigación fue financiada por Doris Duke Charitable Foundation, Burroughs Wellcome Fund, NIH R21DK080994, el fondo del proyecto piloto del Canciller de Duke, la Fundación Roche para la Investigación de la Anemia y la Fundación Bill y Melinda Gates. G.L. cuenta con el apoyo de la UPGG de Duke y los NIH (Subvención # 5R01AI090141-03) y K.A.W. por el Programa de Becas de Investigación de Posgrado de la NSF.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| todos los reactivos deben estar libres de ARNasa. | |||
| Pirocarbonato de dietilo | Sigma | D5758 | DEPC |
| Agua tratada con DEPC (consulte CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| Yoyo-1 Colorante fluorescente de ADN | Thermo Fisher | ||
| Gene Electroporator II | Bio-Rad | ||
| 0,2 cm Cubetas | |||
| 4 M acetato de potasio | Mallinckrodt | 6700 | |
| 2 M HEPES de potasio | Sigma | H0527 | pH 7.2 |
| 1 M acetato de magnesio | Sigma | M-2545 | |
| 1 M ditiothreitol | Research Products International | D11000 | DTT |
| 100 mM fluoruro de fenilmetilsulfonato Sigma | P7626 | PMSF, disuelto en isopropanol | |
| 10% (v/v) Igepal CA-630 | Sigma-Aldrich | I3021 | |
| 10% (p/v) desoxicolato de sodio | Sigma | D-6750 | DOC |
| Cicloheximida | Sigma | C-7698 | CHX |
| Sacarosa | Mallinckrodt | 8360-04 | |
| RNAseOUT (Invitrogen, n.º de cat. 100000840) | Invitrogen | ||
| RPMI-1640 con L-glutamina | Cellgro | 10-040-CV | |
| 10% AlbuMAX I | Invitrogen | 11020-039 | c/v en agua estéril |
| Gentamicina | Gibco | 15750-060 | |
| HT suplemento (100x) (Invitrogen, n.º de cat. 11067030) | |||
| 45% (p/v) de sacarosa (Sigma, n.º de cat. G8769) | |||
| 1 M tampón HEPES (Gibco, n.º de cat. 15630-080) | |||
| 1x solución salina tamponada con fosfato (PBS; Cellgro, cat. n.º 2109310CV) | |||
| Matraz filtrante al vacío Corning de 500 ml (VWR, n.º de cat. 430769) | |||
| Portaobjetos de vidrio (VWR, n.º de cat. 48311-702) | |||
| Tinción de Giemsa (50X) (VWR, n.º de cat. m708-01) | |||
| Kit de aislamiento de miARN mirVana (Ambion, ThermoFisher Scientific). | |||
| 5' MiARN maduro conjugado con biotina (la secuencia varía según el miARN de interés) (Dharmacon) | |||
| Biotina en polvo (Sigma-Aldrich) | |||
| 1 M Cloruro de potasio | |||
| Tampón de lisis (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| 15% (p/v) de solución de gradiente de sacarosa (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| 50% (p/v) de solución de gradiente de sacarosa (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| 0,5 M de cojín de sacarosa (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| 60% (p/v) de solución de dragado de sacarosa (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| Medios de cultivo de células de plasmodio (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| Tampón de lavado de captura de ARN (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| Tampón de elución de ARN (ver CONFIGURACIÓN DE REACTIVOS) | |||
| REACTIVOS FUERTES | |||
| Soluciones | |||
| Plasmodium medios de cultivo celular | |||
| 500 ml RPMI-1640 con L-glutamina | |||
| 0,5 ml gentamicina | |||
| 5 ml Suplemento | |||
| 2,5 ml 45% glucosa | |||
| 25 ml 10% AlbuMAX I | |||
| 12,5 ml 1 M HEPES | |||
| Filtro estéril con matraz de filtro al vacío de 0,2 mm. | |||
| Plasmodium fuertes que contienen 10x CHX | |||
| La misma receta que los medios de cultivo celular de Plasmodium anteriores, con la adición de: | |||
| 2 mM de | |||
| medios se preparan como de costumbre, luego se agrega CHX hasta una concentración final de 2 mM y se filtra. | |||
| 1x PBS que contiene cicloheximidacicloheximida fuerte> | |||
| se añade fresca a 1x PBS hasta una concentración final de 200 mM, y se mantiene a 4 OC hasta su uso. | |||
| resuspensión de ribosoma fuerte | |||
| 400 mM de acetato | |||
| 25 mM de potasio HEPES, pH 7,2 | |||
| 15 mM acetato | |||
| de magnesio 200 mM de cicloheximida (añadir fresco) | |||
| 1 mM DTT (añadir fresco) | |||
| 1 mM PMSF (añadir fresco) | |||
| 40 U/ml RNaseOUT (añadir tampón | |||
| tampón de lisis | |||
| resuspensión de ribosomas anterior, con la adición de: | |||
| 1% (v/v) Igepal CA-630 | |||
| 0.5% (p/v) de soluciones de sacarosa DOC | |||
| La misma receta que el tampón de resuspensión de ribosomas anterior, con la adición de cantidades variables de sacarosa: | |||
| 15% (p/v) de sacarosa para hacer una solución | |||
| de gradiente de sacarosa al 15%50% (p/v) de sacarosa para hacer una solución | |||
| 0,5 M de sacarosa para hacer un cojín | |||
| Como en el caso anterior, se deben agregar cicloheximidas, DTT, PMSF y RNaseOUT frescas. | |||
| La solución de persecución de sacarosa al 60% solo requiere sacarosa y agua, ningún otro componente | |||
| 60% (p/v) de sacarosa en agua tratada con DEPC para hacer que la solución | |||
| 20 mM KCl | |||
| 5 unidad/ml Rnase Out (Invitrogen) | |||
| ARN fuerte | |||
| ARN, con la adición de: | |||
| 2 mM de biotina | |||
| EQUIPMENTRotor de | |||
| ultracentrífuga SW55 Ti (Beckman, n.º de cat. 342194) | |||
| Rotor de ultracentrífuga SW41 Ti (Beckman, n.º de cat. 331362) | |||
| Tubos de ultracentrífuga Ultra-ClearTM y frac12; x 2 pulgadas (13 x 51 mm) para el SW55 (Beckman, n.º de cat. 344057) | |||
| Polialómero 9/16 x 3 y frac12; en tubos de ultracentrífuga (14 x 89 mm) para la ultracentrífuga SW41 (Beckman, n.º de cat. 331372) | |||
| Ultracentrífuga L8-80M (Beckman) | |||
| Aguja de jeringa roma de acero, 4 pulgadas, 16 G (Aldrich, n.º de cat. Z261378) | |||
| Jeringa de 1 ml con aguja de 27 G½ (Becton Dickinson, n.º de cat. 309623) | |||
| Jeringa de 5 ml (Becton Dickinson, n.º de cat. 309646) | |||
| Parafilm | |||
| Rotor de tubo, extremo a extremo | |||
| Microcentrífuga, refrigerado | |||
| Sistema de fraccionamiento en gradiente de densidad (Teledyne Isco, n.º de cat. 69-3873-179) | |||
| TracerDAQ (Measurement Computing) | |||
| Centrífuga Eppendorf 5810R | |||
| Rotor Eppendorf A-4-81 (Eppendorf, n.º de cat. 022638807) |
Referencias
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