Nuestros estudios han revelado que los efectos beneficiosos del conivaptán dependen del método de administración después de un accidente cerebrovascular experimental en ratones. Hemos desarrollado un protocolo de investigación para la administración del bloqueador de receptores a través de un catéter intravenoso en la formación de edema cerebral evocado por accidente cerebrovascular en ratones.
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Artículo de método
La infusión intravenosa continua es la Ruta Opción de tratamiento para la arginina vasopresina-bloqueante del receptor Conivaptan en ratones para Stroke Study-evocó edema cerebral
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Resumen
Resumen
El accidente cerebrovascular es una de las principales causas de morbilidad y mortalidad en el mundo. El accidente cerebrovascular es complicada por el edema cerebral y otros eventos fisiopatológicos. Entre los jugadores más importantes en el desarrollo y evolución del edema cerebral derrame cerebral evocada es la hormona arginina-vasopresina y sus receptores V1a, y V2. Recientemente, el antagonista de los receptores V1a conivaptán y V2 ha estado atrayendo la atención como un posible fármaco para reducir el edema cerebral tras un accidente cerebrovascular. Sin embargo, los modelos animales que impliquen aplicaciones conivaptán en investigación del accidente cerebrovascular deben ser modificados con base en las rutas posibles de administración. Aquí los resultados de 48 hr intravenosa continua (IV) se comparan con los tratamientos intraperitoneal (IP) conivaptán después del accidente cerebrovascular experimental en ratones. Hemos desarrollado un protocolo en el que la oclusión de la arteria cerebral media se combinó con la instalación del catéter en la vena yugular para el tratamiento IV de conivaptán (0,2 mg) o vehículo. Diferentes cohortes de animales se trataron con 0,2mg bolo de conivaptán o vehículo IP diaria. Experimental edema cerebral derrame cerebral evocada se evaluó en ratones después de IV continua y tratamientos IP. Comparación de los resultados reveló que la administración IV continua de conivaptán alivia edema cerebral post-isquémico en ratones, a diferencia de la administración IP de conivaptán. Llegamos a la conclusión de que nuestro modelo puede ser utilizado para futuros estudios de aplicaciones conivaptán en el contexto de accidente cerebrovascular y edema cerebral.
Introducción
El ictus sigue siendo una enorme carga para los pacientes y los médicos. Los modelos de accidentes cerebrovasculares en animales se han utilizado en el laboratorio durante casi dos décadas. 1 Sin embargo, los tratamientos experimentales que funcionan en animales a menudo fracasan en humanos. 2 Esta discrepancia en los resultados del tratamiento puede deberse a varios factores, como las vías de administración de los fármacos utilizados en la investigación con animales, el metabolismo y la tasa de eliminación de los fármacos, y muchos otros aspectos. Una de las principales complicaciones del accidente cerebrovascular, el edema cerebral, es un foco de investigación actual en neurociencia. Los mecanismos de formación de edema cerebral implican alteraciones en el equilibrio de agua y electrolitos desencadenadas por la respuesta de arginina-vasopresina (AVP) a la lesión cerebral isquémica. 3 Por lo tanto, la AVP y sus receptores (V1a y V2) son un foco importante de los estudios de investigación sobre la formación de edema cerebral post-isquémico. 3
Hemos desarrollado una metodología para estudiar los efectos del bloqueador mixto de los receptores de arginina-vasopresina (V1a y V2) conivaptán en el edema cerebral post-isquémico en ratones. 4 Las dianas moleculares del conivaptán5 hacen que el fármaco sea un candidato adecuado para la exploración de sus propiedades en el alivio del edema cerebral. Además, el conivaptán debe estudiarse en el contexto de los eventos fisiopatológicos del accidente cerebrovascular. 6 Al diseñar este estudio, consideramos comparar los resultados del tratamiento utilizando dos vías diferentes de administración de conivaptán: intravenosa (IV)4 e intraperitoneal (IP). 7 Se evaluaron los efectos de los tratamientos sobre el edema cerebral inducido por accidente cerebrovascular. Aquí se describen los protocolos detallados para la inducción quirúrgica del accidente cerebrovascular experimental mediante oclusión de la arteria cerebral media (MCAO), y se sigue con un tratamiento continuo con conivaptán mediante la instalación de un catéter intravenoso yugular. Después de la inducción del accidente cerebrovascular, los animales se asignaron aleatoriamente a los siguientes grupos: vehículo o conivaptán (0,2 mg/día) tratado por vía intravenosa o IP.
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Protocolo
Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de la Salud para el cuidado y uso de animales en la investigación y fueron aprobados por el Comité de Cuidado de Animales y el empleo Swedish Medical Center. Todos los procedimientos se realizaron con técnicas asépticas adecuadas. Los animales experimentales utilizados para el estudio eran de sexo masculino, 3 meses de edad, los ratones C57 de tipo salvaje con el peso corporal del 25 al 27 g.
1. En Vivo inducción Stroke
- Pre-capa con el filamento de resina dental antes de la cirugía.
- Corte un 12 mm de largo trozo de filamento de una sutura de nylon 7-0. Mezclar 2 partes de la resina con 1 parte de endurecedor y, a continuación sumergir inmediatamente la punta del filamento en la mezcla para cubrir alrededor de un tercio de toda la longitud. Quitarlo de forma rápida y compruebe que está cubierto con una capa de resina dental de superficie lisa.
- Deje secar al aire el filamento durante 2 horas antes de su uso.
- Coloque el ratón en unan cámara de inducción de la anestesia (2 L de volumen), y establecer el flujo de 1,5% de isoflurano en aire ambiente enriquecido con oxígeno de 25% a 2 l / min de entrar en la cámara.
- Deje que el ratón para permanecer en la cámara de inducción hasta que esté completamente anestesiado, 8 según lo determinado por la falta de respuesta a pellizcar la cola.
- Coloque el ratón sobre la mesa de operaciones con una almohadilla caliente, y establecer la concentración de isoflurano, el 1% para mantenimiento de la anestesia entregado espontáneamente a través del cono de la nariz.
- Pinza de pelo en el frente y la parte posterior del cuello, y rociar el cuello con alcohol. Aplique un ungüento oftálmico veterinario en ambos ojos.
- Para controlar continuamente la temperatura del cuerpo, utilizar una sonda de temperatura rectal conectado a la pantalla digital durante la cirugía.
- Coloque el ratón en la posición supina, aplicar solución de lavado 10% de povidona yodada para la desinfección, cubrir con un paño estéril, y luego hacer una incisión en la línea media a lo largo del cuello con una cuchilla de bisturí quirúrgico talla 10.
- Temporalmente ligar la arteria carótida izquierda común (CCA) con sutura de seda 6.0.
- Coloque otro lazo en la arteria carótida externa izquierda (CEPA).
- Colocar un clip microvascular en la arteria carótida interna (ACI).
- Corte un pequeño agujero en la arteria carótida externa con tijeras microvasculares. Inserte un filamento hecho de 7-0 sutura de nylon recubierto con resina dental en la abertura de la ECA, y avanzarlo cefálica, mientras se quita la pinza, hasta que se sienta resistencia (alrededor de 5-7 mm del punto de la bifurcación CCA).
- Coloque un lazo temporal en la arteria carótida interna para asegurar el filamento en posición. Consulte el diagrama de la Figura 1A. Cierre la piel con sutura de seda, y de infiltrarse en la herida en la parte frontal del cuello con 0,2 ml de 0,5% de bupivacaína, como en el paso 2.6.
- Deje que el ratón para despertar de la anestesia y recupera el conocimiento en una cámara de recuperación durante 60 minutos. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperadoconciencia suficiente para mantener la posición decúbito esternal.
- Pruebe el mouse para neurológica déficit de puntuación (NDS) de la siguiente manera: 0 = función motora normal, 1 = flexión del torso y de la extremidad anterior contralateral en la plataforma de carga, 2 = dando vueltas con el lado contralateral, pero la postura normal en reposo, 3 = inclinarse hacia contralateral lado en reposo, 4 = sin actividad motora espontánea. 4,9
- Para la prueba de NDS, levantar el ratón por la cola y colocarlo en una superficie plana para la observación (2-3 min). Alternativamente, los ratones observar en la cámara de recuperación. Excluir los ratones que exhiben NDS inferior a 2 a partir del experimento debido a la insuficiente oclusión de la ACM.
Nota: técnica Laser Doppler flujometría se puede utilizar para confirmar la oclusión MCA 9-11.
- Para la prueba de NDS, levantar el ratón por la cola y colocarlo en una superficie plana para la observación (2-3 min). Alternativamente, los ratones observar en la cámara de recuperación. Excluir los ratones que exhiben NDS inferior a 2 a partir del experimento debido a la insuficiente oclusión de la ACM.
- Re-anestesiar al animal después de 60 minutos de recuperación en la cámara de inducción como se describe anteriormente, volver a esterilizar la incisión de la piel anterior con solución de lavado de povidona yodada al 10%, y volver a abrir la herida quirúrgica en ladelante de cuello por el corte y la eliminación de la sutura de seda.
- Para quitar el filamento de la CEPA lleve a cabo los siguientes pasos:
- Colocar un clip microvascular en el ICA. Desatar el hilo de sutura en el ICA y tirar del filamento mientras mantiene abierto el clip.
- Cerrar la pinza y poner un lazo en el CEPA de manera proximal al corte.
- Retire el clip y retire la ligadura de la CCA para restaurar el flujo de sangre al cerebro. Consulte el diagrama de la Figura 1B.
2. Instalación de catéter IV en la vena yugular para el tratamiento continuo de 48 horas
Nota: Proceder a la instalación del catéter inmediatamente después del paso 1.16.3 sin despertar del ratón.
- Usar dos tamaños diferentes de tubos flexibles: insertar el tubo interior (0,94 mm de diámetro exterior; para contener el fármaco que se está infundido) en el tubo exterior (3,18 mm de diámetro exterior; para la protección de la tubería interior).
- PAGata el ratón en la posición prona, aplicar solución de lavado con povidona yodada al 10% para la desinfección, y hacer una incisión de 1 cm en la parte posterior del cuello con una cuchilla de bisturí quirúrgico talla 10. Ponga el ratón en la posición supina, volver a esterilizar la parte frontal del cuello con solución de lavado de povidona yodada al 10%, y volver a abrir la herida quirúrgica en la parte frontal del cuello. Túnel de la tubería bajo la piel de la incisión hecha en la parte posterior a la parte frontal del cuello, y exteriorizar que de la herida abierta 1 cm.
- Quitar el tejido adiposo subcutáneo de la parte izquierda de la parte frontal del cuello alrededor de 1 cm lateralmente desde la línea media. Localizar la vena yugular izquierda, colocar dos lazos a lo largo de la vena 5 mm, y estirar un poco la vena. Hacer un pequeño agujero en la vena yugular entre los dos lazos con tijeras microvasculares; inserte la punta del tubo de 5 mm en sentido caudal profundo interior (hacia el corazón).
- Asegurar el tubo con dos lazos con la vena yugular. Cerrar la piel en la parte frontal del cuello conuna sutura de seda 3-0. Consulte el diagrama, la figura 1C.
- Asegurar el tubo a la piel en la parte posterior del cuello con un hilo de sutura, y conectar la tubería a una bomba de microinfusión IV a través de un eslabón giratorio. El giro permite la libre circulación de los ratones dentro de la jaula con pleno acceso a la comida y el agua.
- Infiltrarse en las incisiones en la piel en el frente y la parte posterior del cuello con 0,2 ml de bupivacaína al 0,5% para prevenir el dolor post-operatorio.
Nota: Dependiendo de los animales protocolos específicos institucionales, los animales pueden ser tratados con opiáceos, AINE, o antibióticos pre y post-operatorio. Sin embargo, los tratamientos mencionados pueden alterar los resultados de pronósticos del accidente cerebrovascular isquémico (véase la sección Discusión) 11-14. - Que el animal pueda despertar en la cámara de recuperación, y luego albergar al animal en una jaula separada hasta el punto final del experimento. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener esternalposición de yacer.
- Establecer la velocidad de infusión para el tratamiento continuo 48 hr IV de conivaptán (0,14 mg / ml en 5% de dextrosa) o vehículo a 1,5 ml / kg / hr, 4 y comenzar la infusión.
Nota: La cantidad total de IV conivaptán infusión debe ser de aproximadamente 0,2 mg / ratón / día en un volumen total de 1,44 ml.
Nota: Realizar la inyección intraperitoneal (IP) de conivaptán dos veces al día con la cantidad total de 0,2 mg en 1,44 ml de 5% de dextrosa. Implementar la inyección IP se describió previamente. 15 Restringir a los ratones sujetando la piel de la superficie posterior del cuerpo y la cola. Inyectar conivaptán o vehículo en el cuadrante inferior izquierdo del abdomen utilizando un / 1/2 pulgada aguja 26 G 15. - Observar los animales dos veces al día durante toda la duración del experimento (48 h). Que los animales puedan tener pleno acceso a comida y agua. Si el animal muestra signos de angustia o disnea consultar a un veterinario. Si la eutanasia es necesario que el animal en dist severaO prima se refiere a la etapa 3.1 a continuación, y excluye el animal del estudio.
3. Evaluación de Stroke-evocó edema cerebral en el punto final
- Sacrificar el ratón por un exceso de anestesiar con un 5% de isoflurano.
- Utilice un bisturí para realizar una incisión en la piel sobre el hueso del cráneo a lo largo de la línea media, y retraer la piel para exponer todo el cráneo sobre el cerebro. Comenzando en el foramen magnum, cortar el hueso del cráneo lateralmente a lo largo del perímetro del cerebro en cada lado, y levante con cuidado sin tocar el cerebro debajo de ella. Cortar el cerebro de la columna vertebral y los nervios unidos en la base del cráneo.
- Retire el cerebro, separarlo del bulbo olfatorio y el cerebelo, y diseccionar el cerebro a lo largo de la fisura interhemisférica en los hemisferios cerebrales isquémicos y no isquémicos, tal como se describe anteriormente. 9
- Evaluar el edema cerebral mediante la comparación de húmedo a seco-ratios (WDR) como se ha descrito previamente 4,9. Pesar tejidosantes y después de secar durante 3 días a 100 ° C en un horno. Calcular el contenido de agua del cerebro (BWC) como% H 2 O = (peso de 1-seco. / Peso húmedo.) X 100%.
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Resultados
La temperatura corporal de los animales estaba dentro del rango fisiológico y estable durante todo el procedimiento quirúrgico de la inducción del accidente cerebrovascular. Dos ratones que mostraron NDS inferior a 2 inmediatamente después de la MCAO fueron excluidos del estudio.
MCAO en ratones produce el volumen del infarto en el hemisferio ipsilateral a las 48 horas. Evaluación de las rodajas de TTC-manchado muestra que alr...
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Discusión
Este estudio tiene un valor importante para la investigación preclínica accidente cerebrovascular. Este estudio revela que la infusión IV continua de conivaptán (0,2 mg / día) después del accidente cerebrovascular experimental en ratones reduce eficazmente el edema cerebral después de 48 h de tratamiento. También se investigó el efecto de la inyección IP de la misma dosis de conivaptán en edema cerebral. tratamiento Conivaptan por ambas IV e IP rutas produce acuaresis en ratones, como se indica por: 1) aumento de la osm...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Agradecemos a Swedish Medical Center para proporcionar los fondos e instalaciones. También agradecemos a Craig Hospital para el uso generoso de espacio de laboratorio.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Almohadilla calefactada | K& H Manufacturing Inc | 1060 | |
| Monitor de temperatura con sonda rectal | Physitemp | 7029 | |
| Carrete de sutura de seda, 6-0 | Surgical Specialties Corporation | SP114 | |
| Sutura de seda con aguja, 3-0 | Ethicon | 1684G | |
| Sutura de nylon, 7-0 | Ethicon | 1696G | |
| Resina dental Polisiloxano con endurecedor | Heraeus Bomba | Kulzer 65817930 | |
| Kent Scietific | GT0897 | ||
| Giratorio 22GA | Instech | 375/22PS | |
| Tubo de laboratorio, 0,94 mm x 0,51 mm | Dow Corning | 508-002 | |
| Tubo de laboratorio, 3,18 mm x 1,98 mm | Dow Corning | 508-009 |
Referencias
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