Waiting
Procesando inicio de sesión ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biochemistry
Click here for the English version

Biochemistry

Let Manipulation af arkitekturer i Protein-baseret Hydrogels til celle kultur applikationer

Published: August 4, 2017 doi: 10.3791/55813
Automatic Translation
1, 1, 1
1Center for Peptide Pharmaceuticals, Faculty of Natural Science, Ulm University

Summary

Forskellige metoder til at manipulere tredimensionalt arkitektur i protein-baserede hydrogels evalueres her med hensyn til materialeegenskaber. Kombineret makroporøs netværk er functionalized med en celle-klæbende peptid, og deres gennemførlighed i cellekultur evalueres ved hjælp af to forskellige model cellelinjer.

Abstract

Hydrogels er anerkendt som lovende materialer til celle kultur ansøgninger på grund af deres evne til at yde meget hydreret celle miljøer. Inden for 3D skabeloner stigende på grund af den potentielle ligheden af disse materialer til de naturlige ekstracellulære matrix. Protein-baserede hydrogels er særligt lovende, fordi de let kan blive functionalized og kan opnå definerede strukturer med justerbar fysisk-kemiske egenskaber. Men produktion af kombineret makroporøs 3D skabeloner til celle kultur applikationer ved hjælp af naturlige materialer er ofte begrænset af deres svagere mekaniske egenskaber i forhold til de af syntetiske materialer. Her, forskellige metoder blev evalueret for at producere kombineret makroporøs bovint serumalbumin (BSA)-baserede hydrogel systemer, med justerbar pore størrelser i rækken af 10-70 µm i radius. Derudover blev en metode til at generere kanaler i dette protein-baseret materiale, der er flere hundrede mikron lange etableret. De forskellige metoder til at producere porer samt påvirkning af porestørrelse materialeegenskaber såsom hævelse ratio, pH, temperatur stabilitet og Enzymatisk nedbrydning adfærd, blev analyseret. Pore størrelser blev undersøgt i den indfødte, hævede tilstand af hydrogels ved hjælp af Konfokal laser scanning mikroskopi. Muligheden for celle kultur programmer blev evalueret ved hjælp af en celle-klæbende M.H.T. peptid ændring af ordningen for protein og to model cellelinjer: humane brystkræftceller (A549) og adenocarcinomic menneskelige alveolær basal epitelceller (MCF7).

Introduction

Hydrogels er materialer, der danner uopløselige 3D netværk habil bindende store mængder vand. Sådanne materialer kan give gode miljømæssige betingelser for levende celler. I øjeblikket, der stigende interesse i generation af tre-dimensionelle hydrogel strukturer og i udvikling af processer til at skræddersy deres kemiske og fysiske egenskaber. Når dette er opnået, kan en skabelon for væksten af celler og manipulation af cellulære adfærd være genereret1,2,3,4. Disse 3D strukturer ikke kun skaber en mere naturlig og realistisk miljø end konventionelle to-dimensionelle tilgange, men de også afslører nye muligheder for vækst af stamceller eller tumor modeller5. Forskellige materialer har en række karakteristika, der hovedsagelig afhænger af porestørrelse gel6. Porerne spiller en afgørende rolle i celle kultur applikationer, vævsmanipulering og den styret vækst af stamceller. For eksempel, ilt og næringsstoffer diffuse gennem matrixen, og tilstrækkelige mængder skal kunne nå celler7. På den anden side skadelige metabolitter skal fjernes så hurtigt som muligt, og tilstrækkelig plads til cellevækst skal være tilgængelig7. Derfor påvirke egenskaber af materialet, og dermed porestørrelse, alvorligt de potentielle fordele og mulige anvendelser af matrixen. Afhængig af materialets egenskaber, kan forskellige cellevækst processer forekomme i 3D cellekultur, herunder dannelsen af neuronal strukturer; vækst og differentiering af huden eller knogle celler; og styret væksten af særlige stamcellelinjer, som hepatocytter eller fibroblaster2,3,8,9,10,11. Et andet afgørende punkt påvirke en eventuel anvendelse af et materiale, er dens stabilitet mod eksterne stimuli12. For eksempel, skal hydrogel opretholde dens mekaniske integritet i celle Kulturmedier eller den menneskelige krop.

I de seneste år, forskning på 3D celle kultur hydrogels intensiveres, og mange undersøgelser blev udført for at løse de 3D arkitekturer systemer13. Hydrogels består af kemisk syntetiseret komponenter er hyppigst undersøgt, fordi de kan nemt syntetiseret og kemisk modificerede og de udviser høj stabilitet (Se Zhu et al., 2011 for en anmeldelse)5. Proteiner har dog mange gavnlige egenskaber: som såkaldte "præcision polymerer," de er biokompatible; de har en defineret længde; de er forholdsvis nemme at ændre; og de har et stort antal mål websteder14,15. I denne forbindelse kan meget specifikke, nyskabende strukturer genereres til anvendelse inden for mange områder. I denne undersøgelse, blev en protein-baseret hydrogel16 brugt til at påvise veletablerede metoder evne til at påvirke den 3D arkitektur af materialet. Derudover blev kapacitet og anvendelighed til pore generation også undersøgt.

Mange forskellige teknikker er til rådighed til at ændre 3D strukturer, herunder både enkle metoder og sofistikeret, højt specialiserede teknikker fra forskellige områder af materiallære. En udbredt teknik er brugen af electrospinning til at generere veldefinerede strukturer17. Ladede fibre er trukket fra en løsning af et elektrisk felt og derefter størkne ved udsættelse for ilt. På denne måde kan blive produceret fibre i rækken af adskillige nanometer op til flere mikron. Supplerende teknikker til at tune størrelse, struktur og fordeling af porer i matrixen er bløde litografi, fotolitografi, hydrodynamiske fokusering, electro-sprøjtning, og bio-udskrivning18,19,20. En væsentlig ulempe af disse teknikker er deres afhængighed på specifikke, dyrt udstyr og specielle kemikalier eller materialer. Desuden erfaring med disse teknikker er ofte ikke direkte overføres til materialer baseret på protein, og mange af kemikalier og metoder er ikke celle kompatibel.

På den anden side stole mange teknikker ikke på specialudstyr, hvilket gør dem lettere og billigere at anvende og til at reproducere. En udbredt metode til struktur manipulation er solvent støbning21,22,23. Partikler er tilføjet før polymerisation reaktion og distribueres homogen måde for at mætte løsningen. Efter polymerisering medfører en ændring af betingelser, såsom en fortynding eller en ændring i pH, solvation af partiklerne, medens porerne i materialet. Kemikalier, der anvendes i disse teknikker, såsom salt, sukker, paraffin, gelatine og kridt, er billige og let tilgængelige. I frysetørring, er hævede hydrogels frosset. Den efterfølgende sublimering af flydende faser under en vakuum er derefter udført23,24,25. Vand sublimation fra netværket er blide nok til at opretholde de specifikke 3D strukturer af materialet. I gas skummende, der en løsning streames med en gas mens polymerisation finder sted, forlader porerne i gelen21. Størrelse og fordeling af porer kan justeres afhængigt af gasstrømmen.

For at danne protein hydrogel, reagerede BSA med tetrakis (hydroxymethyl) phosphonium chlorid (THPC) i en Mannich-type reaktion at muliggøre dannelsen af kovalente bindinger mellem primære aminer og hydroxy grupper af fire bevæbnede linker molekyle26. Mulige skadelige mellemprodukter er fjernet af overdreven vask af materialet efter reaktionen opstår.

Denne undersøgelse viser muligheden for behandling af en BSA-baseret materiale med forskellige teknikker til at manipulere og tilpasse størrelsen af porerne. Hver af teknikkerne, der kan bruges i ethvert laboratorium på verdensplan, som ingen særlige udstyr er nødvendig. Derudover respekt forskellige parametre, såsom hævelse ratio, enzymatisk nedbrydelighed, pH stabilitet og temperatur følsomhed, er undersøgt og sammenlignet med hinanden, især for indflydelse fra de forskellige teknikker på generation af 3D arkitekturer. Endelig, materialerne blev functionalized med celle-klæbende peptider til at undersøge den mulige anvendelse af materialer til cellekultur. To forskellige model cellelinjer blev anvendt: A549 og MCF7.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Hydrogel forberedelse

  1. Bland 200 mg af BSA med 1 mL deioniseret vand H2O oprette 20% (w/v) BSA lager (stock opløsning A).
  2. Mix 165 µL af THPC løsning (134 mg/mL) med 4.835 mL deioniseret vand til at oprette THPC lager løsning (stamopløsning B).
  3. Vejer 1 mg KCSSGKSRGDS (1,111.1 g/mol) peptid (eller en tilsvarende celle-klæbende peptid) og fortynde det i 100 µL sterilt H2O at opnå en 10 mg/mL opløsning (stamopløsning C).
    Bemærk: Dette trin er valgfrit, og skal kun medtages, hvis hydrogel er beregnet til celle kultur ansøgning.
  4. Fjern bunden af en 96-brønd plade og erstatte det med flytbare plastikfolie.
    Bemærk: For plader anvendes her, bunden kan nemt fjernes ved at anvende pres på bunden af hver brønd; den tynde plastik bund vil simpelthen falde ud.
  5. Mix 100 µL af BSA stamopløsning (A) og 100 µL af THPC lager løsning (B) (valgfri: 4 µL af stamopløsningen C for functionalized, celle-klæbende hydrogels) i 96-brønd pladen til at skaffe 200 µL af hydrogel. Blande komponenterne af pipettering op og ned i det mindste 5 gange til at garantere en ensartet hydrogel efter polymerisering.
  6. 96-brønd pladen anbringes ved stuetemperatur (RT) for omkring 10 min, indtil alle hydrogels er korrekt polymeriserede.
  7. Forsigtigt og langsomt fjerne plast wrap fra bunden af pladen.
  8. Presse hydrogels ud af 96-brønd pladen ved hjælp af en lille stempel og overføre dem til 1,5 mL rør med steril PBS, pH 7,4.
    Bemærk: Hydrogels har en cylindrisk med en diameter på ca. 4 mm og en højde på 8 mm.
  9. Gemme hydrogels i fosfatbufferet saltopløsning (PBS) ved 4 ° C i op til flere måneder.

2. frysetørring af Hydrogels

  1. Fylde 1,5 mL rør med 500 µL sterilt deioniseret vand H2O og Fjern hætten. Overførsel af hydrogels til 1,5 mL reaktion rør ved hjælp af en spatel.
  2. Wrap 1,5 mL rør tæt med paraffin film-på mindst tre lag for hvert hætteglas. Brug en nål til at gennembore små huller i filmen til at aktiverer gas release fra røret.
  3. Gå videre til en af følgende trin:
    1. Overføre hætteglasset til flydende kvælstof løsning for 5 min til at sikre, at vand og hydrogel helt fryse. Umiddelbart efter fjernelse fra den flydende kvælstof, skal du overføre hætteglassene til fastfrysning tørretumbler til at forhindre, at materialet optøning.
      Bemærk: Denne procedure medfører porer om 10-15 µm i radius.
    2. Holde hætteglassene ved-20 ° C natten til langsomt fryse hydrogels. Umiddelbart efter fjernelse fra-20 ° C, skal du overføre hætteglassene til fastfrysning tørretumbler til at forhindre, at materialet optøning.
      Bemærk: Denne procedure medfører porer om 50-60 µm i radius.
  4. Efter 24 timer (og den komplette fordampning af vand i og omkring hydrogel), tø materialet ved at fjerne det fra fastfrysning tørretumbler.
    Bemærk: Pore størrelserne kan analyseres med Konfokal laser scanning mikroskopi (trin 5, "Hydrogel visualisering").

3. partikel udvaskning

  1. Forberede hydrogel, som beskrevet i trin 1.1-1.5.
  2. Direkte efter blanding af komponenter, tilføje NaCl indtil mætning sker (36 mg/mL). Tilsæt salt, indtil en salt krystal kan ses i løsningen som et hvidt bundfald.
  3. Overføre 96-brønd pladen til en shaker og ryst indtil polymerisation finder sted (ca 10 min). Fjerne hydrogels fra pladen, som beskrevet i trin 1,7-1,8.
  4. Inkubér hydrogels i mindst 24 timer ved RT i sterilt vand på en shaker (20 rpm) at eluere alle salt fra skabelonen hydrogel. Opbevar hydrogels ved 4 ° C i PBS for op til flere måneder.

4. kanal dannelse

  1. Forbered hydrogels, som beskrevet i trin 1. Fjerne en hydrogel fra løsning ved hjælp af en knibtangsmanøvre, fjerne det overskydende vand med meget absorberende papir og placere den på toppen af en blok af tøris.
  2. Fryse hydrogel til 30 s og forsigtigt fjerne det fra blokken. Ikke skade hydrogel; omhyggeligt brug en spatel til at skrabe det off blokken. Overføre hydrogel til en 1,5 mL tube og tørre det natten over ved 37 ° C.

5. Hydrogel visualisering

  1. Forberede en rodamin B stamopløsning ved at fortynde 1 mg af rhodaminfilteret B i 10 mL PBS. Forberede en seriel fortynding ved fortynding rodamin stamopløsning i PBS, indtil en koncentration på 0,001 mg/mL nås (fortyndingsfaktoren: 100)
  2. Fjerne hydrogel fra storageløsning (f.eks. fra trin 2.4.) og overføre det til en 1,5 mL rør med 1 mL 0,01 mg/mL rodamin B løsning. Pletten hydrogel overnatning i rodamin B løsning på RT.
  3. Den næste dag, overføre den hydrogel, der skal visualiseres 10 ml PBS (pH 7,4) og vask for mindst 3 h.
  4. Overføre hydrogel til et µ-dias 8 godt og dække det med PBS.
  5. Skær små skiver ud af hydrogel (ca. 0,5 mm i højden) ved hjælp af en vinge.
  6. Ved hjælp af en Konfokal laser scanning mikroskop, visualisere hydrogel ved en bølgelængde på 514 nm (mål: EF Plan-Neofluar 40 x / 1,30 olie DIC M27, flyet scanningstilstand: 514 nm, og zoom: 1 X).

6. celle kultur gennemførlighed

  1. Sterilt-filter alle lager løsninger (A, B og C) med et 0,45 µm filter.
  2. Forberede hydrogel, som beskrevet i trin 1.1-1.4, herunder celle-klæbende peptid før hydrogel polymerisering.
  3. Efter blanding af komponenter, afpipetteres straks blandingen i et µ-dias 8 godt indtil bunden er helt dækket.
    Bemærk: Dette trin skal udføres hurtigt og direkte efter blanding af komponenter, som polymerisation finder sted inden for minutter i diaset.
  4. Kultur vedhæftning celler og passage til at opnå en enkelt celle suspension ved hjælp af standard celle kultur teknikker. Overføre cellerne i pre varmede, sterile DMEM cellekulturmedium suppleret med føtal bovint serum (FBS, 10% (w/v)), penicillin-streptomycin (1% (w/v)) og uvæsentlige aminosyre løsning (MEM, 1% (w/v)).
  5. Tælle cellerne med en Neubauer tælle kammer og omhyggeligt pipette 200 µL af det ønskede antal celler (2 x 105 celler/cm2) hydrogel overfladen.
  6. Dække µ-slide 8 godt med låg og overføre det til en inkubator (37 ° C, 5% CO2). Inkuber i mindst 4 timer ved 37 ° C.
  7. Efter mindst 4 h af cellulære vedhæftet fil, cellerne vaskes to gange med 200 µL sterilt cellekultur PBS.
  8. Fix cellerne med 200 µL af 3,7% (v/v) formaldehyd i 10 min på RT og vaskes to gange med PBS (~ 200 µL).
    Bemærk: Bære passende personlige værnemidler når håndtering formaldehyd.
  9. Permeabilize celler med 200 µL af 0,1% Triton X i 5 min. Skyl to gange med PBS.
  10. Pletten celler med phalloidin-rodamin blande 5 µL af methanol lager med 195 µL af PBS og føje det til cellerne på RT. pletten celler i 20 min. i mørke. Vaskes to gange med PBS.
  11. Undersøge de celle vedhæftning egenskaber ved hjælp af en Konfokal mikroskop på 514 nm (mål: EF Plan-Neofluar 40 x / 1,30 olie DIC M27, flyet scanningstilstand: 514 nm, og zoom: 1 X). Analysere billeder ved hjælp af passende software (Se Tabel af materialer).

7. Hydrogel egenskaber

  1. Hævelse ratio.
    1. Helt tørre hydrogels ved 37 ° C i mindst en dag.
    2. Vejer hver hydrogel og Bemærk den nøjagtige vægt.
    3. Fyld en 2 mL reaktion tube med 1,5 mL PBS.
    4. Overføre hydrogel til denne 2 mL reaktion tube og helt nedsænke det i PBS.
    5. Forlade hydrogel i mindst to dage i PBS på RT for at nå ligevægt med PBS.
    6. Efter tre dage, Fjern hydrogel fra opløsningen og tør det med en papir serviet til at fjerne overskydende vand fra hydrogel overflade.
    7. Veje hydrogel.
    8. Beregn det hævelse forholdet ved hjælp af følgende formel:
      Equation
      hvor Wd er vægten af det tørrede gel (trin 7.1.2.), og Ws er vægten af den våde gel (trin 7.1.7). Ganges med 100 for at få den hævelse forholdet procent.
  2. pH og temperatur stabilitet.
    1. Overføre 5 mL PBS til en 15 mL reaktion tube.
    2. Justere opklaring hen til den passende pH (fx pH 2, 7 eller 10) med NaOH og HCl. Bring løsning til den passende temperatur (f.eks., RT, 37 ° C eller 80 ° C).
    3. Overføre den hydrogel, der skal undersøges for sin stabilitet passende oploesningen. Justere pH-værdien, hvis det er nødvendigt.
      Bemærk: Alle hydrogels bør være fuldstændig hævet på dette tidspunkt (se den hævelse ratio) for at undgå fejlfortolkning af vægt på grund af hævelse af materialet.
    4. Efter bestemte tidsintervaller, fjerne hydrogel fra løsning (f.eks. hver time i op til 2 dage), tør det med en stærkt absorberende papir væv til at fjerne overskydende vand, og vejer det.
  3. Enzymatisk nedbrydning.
    1. Forberede en stock enzym løsning af 300 U trypsin og pepsin, som pr fabrikantens anvisninger.
    2. Overføre hydrogel (f.eks. fra trin 1.8) til den relevante løsning.
      Bemærk: Alle hydrogels bør være fuldstændig hævet på dette tidspunkt for at undgå fejlfortolkning af vægten.
    3. Efter bestemte tidsintervaller, fjerne hydrogel fra løsning (f.eks. hver time), tør det med en stærkt absorberende papir væv til at fjerne overskydende vand, og vejer det.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer, at de har ingen konkurrerende finansielle interesser.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne takke Baden-Württemberg Stiftung for deres finansielle støtte i forbindelse med "Bioinspired materiale syntese" (BioMatS-14).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Phosphate Buffered Saline (PBS) Thermo Fisher Scientific 10010023
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (high glucose) Life Technologies / Thermo Fisher  11140-050
Fetal Bovine Serum (FBS) Life Technologies / Thermo Fisher  10270-106
Penicillin-Streptomycin Life Technologies / Thermo Fisher  15140122
MEM Nonessential Amino Acid Solution Sigma Aldrich M7145-100ML
Trypsin EDTA 0.05% Phenol Red Thermo Fisher Scientific 25300062
Ethanol 99.8%, vergällt Ölfabrik Schmidt 2133
NaCl  Carl Roth  9265.1
Albumin Fraction V Carl Roth  3854.2
THPC Sigma Aldrich 404861-100ML Toxic
0.1% Triton X-100 Sigma Aldrich X100-100ML Slightly toxic
Phalloidin-rhodamine  Life Technologies / Thermo Fisher  R415
3.7% Formaldehyde  Life Technologies / Thermo Fisher  F8775-25ML Toxic
Rhodamine B Sigma Aldrich 81-88-9
Filtropur S 0.2  Sarsted Ag und Co. 2 83.1826.001   
µ slide 8 well Ibidi GmbH 80826
KCSSGKSRGDS peptide UPEP Ulm Custom sysnthesis
Ethanol 99.8%, vergällt Carl Roth  K928.5
Falcon 5 ml Polysterene Round-Bottom Tube  Sarsted Ag und Co. 62.547.254    
Tubes 50 ml  Sarsted Ag und Co. 62.547.254    
Tubes 1.5 ml   Sarsted Ag und Co. 72,690,001
Tubes 2 ml   Sarsted Ag und Co. 72,691
CELL CULTURE MICROPLATE, 96 WELL, PS, F-BOTTOM Greiner 655073
FreezeDryer Epsilon 1-6D,  Christ, Osterode am Harz, Germany
Confocal Laser Scanning Microscope  Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
Zen Software Version 2012 Sp1, black edition, 407 version 8,1,0,484 Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
GSA Imaga Analyzer Software, GSA Image Analyzer, GSA, Version 419 3.8.7 GSA GmbH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Geckil, H., Xu, F., Zhang, X., Moon, S., Demirki, U. Engineering hydrogels as extracellular matrix mimics. Nanomedicine. 5 (3), 469-484 (2011).
  2. Liu, Y., Chan-Park, M. B. A biomimetic hydrogel based on methacrylated dextran-graft-lysine and gelatin for 3D smooth muscle cell culture. Biomaterials. 31 (6), 1158-1170 (2010).
  3. Raic, A., Rödling, L., Kalbacher, H., Lee-Thedieck, C. Biomimetic macroporous PEG hydrogels as 3D scaffolds for the multiplication of human hematopoietic stem and progenitor cells. Biomaterials. 35 (3), 929-940 (2014).
  4. Wong Po Foo, C. T. S., Lee, J. S., Mulyasasmita, W., Parisi-Amon, A., Heilshorn, S. C. Two-component protein-engineered physical hydrogels for cell encapsulation. Proc Nat Acad Sci USA. 106 (52), 22067-22072 (2009).
  5. Zhu, J., Marchant, R. E. Design properties of hydrogel tissue-engineering scaffolds. Expert Rev Med Devic. 8 (5), 607-626 (2011).
  6. Samaryk, V., et al. Versatile Approach to Develop Porous Hydrogels with a Regular Pore Distribution and Investigation of their Physicomechanical Properties. J Appl Polym Sci. 114 (4), 2204-2212 (2009).
  7. Li, X. J., Valadez, A. V., Zuo, P., Nie, Z. Microfluidic 3D cell culture: potential application for tissue-based bioassays. Bioanalysis. 4 (12), 1509-1525 (2012).
  8. Park, H., Guo, X., et al. Effect of Swelling Ratio of Injectable Hydrogel Composites on Chondrogenic Differentiation of Encapsulated Rabbit Marrow Mesenchymal Stem Cells In Vitro. Biomacromolecules. 10 (3), 541-546 (2010).
  9. Stokols, S., Tuszynski, M. H. The fabrication and characterization of linearly oriented nerve guidance scaffolds for spinal cord injury. Biomaterials. 25 (27), 5839-5846 (2004).
  10. Sung, K. E., et al. Understanding the Impact of 2D and 3D Fibroblast Cultures on In Vitro Breast Cancer Models. PLoS One. 8 (10), 1-13 (2013).
  11. Tsai, E. C., Dalton, P. D., Shoichet, M. S., Tator, C. H. Synthetic hydrogel guidance channels facilitate regeneration of adult rat brainstem motor axons after complete spinal cord transection. J Neurotrauma. 21 (6), 789-804 (2004).
  12. Shoichet, M. S., Li, R. H., White, M. L., Winn, S. R. Stability of hydrogels used in cell encapsulation: An in vitro comparison of alginate and agarose. Biotechnol Bioeng. 50 (4), 374-381 (1996).
  13. Chiu, Y. -C., Kocagöz, S., Larson, J. C., Brey, E. M. Evaluation of physical and mechanical properties of porous poly (ethylene glycol)-co-(L-lactic acid) hydrogels during degradation. PloS One. 8 (4), e60728 (2013).
  14. Jonker, A. M., Löwik, D. W. P. M., van Hest, J. C. M. Peptide- and Protein-Based Hydrogels. Chem Mater. 24 (5), 759-766 (2012).
  15. Bodenberger, N., et al. Beyond bread and beer: whole cell protein extracts from baker's yeast as a bulk source for 3D cell culture matrices. Appl Microbiol Biot. 101 (5), 1-11 (2016).
  16. Bodenberger, N., Paul, P., Kubiczek, D., Walther, P., Gottschalk, K. E., Rosenau, F. A novel cheap and easy to handle protein hydrogel for 3D cell culture applications a high stability matrix with tunable elasticity and cell adhesion properties. Chem Sel. 1 (7), 1353-1360 (2016).
  17. Agarwal, S., Wendorff, J. H., Greiner, A. Use of electrospinning technique for biomedical applications. Polymer. 49 (26), 5603-5621 (2008).
  18. Hong, J., deMello, A. J., Jayasinghe, S. N. Bio-electrospraying and droplet-based microfluidics: control of cell numbers within living residues. Biome Mater. 5 (2), 21001 (2010).
  19. Jayasinghe, S. N., Irvine, S., McEwan, J. R. Cell electrospinning highly concentrated cellular suspensions containing primary living organisms into cell-bearing threads and scaffolds. Nanomedicine. 2 (4), 555-567 (2007).
  20. Selimović, Š, Oh, J., Bae, H., Dokmeci, M., Khademhosseini, A. Microscale strategies for generating cell-encapsulating hydrogels. Polymers. 4 (3), 1554-1579 (2012).
  21. Annabi, N., Nichol, J. W., et al. Controlling the porosity and microarchitecture of hydrogels for tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16 (4), 371-383 (2010).
  22. Lee, J., Cuddihy, M. J., Kotov, N. A. Three-dimensional cell culture matrices: state of the art. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 61-86 (2008).
  23. Bodenberger, N., et al. Evaluation of methods for pore generation and their influence on physio-chemical properties of a protein based hydroge. Biotech Rep. 12, 6-12 (2016).
  24. Raja, S. T. K., Thiruselvi, T., Mandal, A. B., Gnanamani, A. pH and redox sensitive albumin hydrogel: A self-derived biomaterial. Sci Rep. 5, 15977 (2015).
  25. Hennink, W. E., van Nostrum, C. F. Novel crosslinking methods to design hydrogels. Adv Drug Deliver Rev. 64, 223-236 (2012).
  26. Chung, C., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. Tetrakis(hydroxymethyl) phosphonium chloride as a covalent cross-linking agent for cell encapsulation within protein-based hydrogels. Biomacromolecules. 13 (12), 3912-3916 (2008).
  27. Caló, E., Khutoryanskiy, V. V. Biomedical applications of hydrogels: A review of patents and commercial products. Eur Polym J. 65, 252-267 (2015).
  28. Huang, H., Herrera, A. I., Luo, Z., Prakash, O., Sun, X. S. Structural transformation and physical properties of a hydrogel-forming peptide studied by NMR, transmission electron microscopy, and dynamic rheometer. Biophys J. 103 (5), 979-988 (2012).
  29. Draghi, L., Resta, S., Pirozzolo, M. G., Tanzi, M. C. Microspheres leaching for scaffold porosity control. J Mater Sci. 16 (12), 1093-1097 (2005).
  30. Whang, K., et al. Engineering Bone Regeneration with Bioabsorbable Scaffolds with Novel Microarchitecture. Tissue Eng. 5 (1), 35-51 (1999).
  31. Ziv, K., et al. A tunable silk-alginate hydrogel scaffold for stem cell culture and transplantation. Biomaterials. 35 (12), 3736-3743 (2014).
  32. Butruk-Raszeja, B. A., et al. Athrombogenic hydrogel coatings for medical devices--Examination of biological properties. Colloid Surface B. 130, 192-198 (2015).
  33. Lü, S., Li, B., Ni, B., Sun, Z., Liu, M., Wang, Q. Thermoresponsive injectable hydrogel for three-dimensional cell culture: chondroitin sulfate bioconjugated with poly(N-isopropylacrylamide) synthesized by RAFT polymerization. Soft Matter. 7 (22), 10763 (2011).
  34. Ruoslahti, E., Pierschbacher, M. D. New perspectives in cell adhesion: RGD and integrins. Science. 238 (4826), 491-497 (1987).

Tags

Biokemi sag 126 Hydrogel materialeegenskaber pore størrelser cellekultur Biopolymerer 3D arkitektur
Let Manipulation af arkitekturer i Protein-baseret Hydrogels til celle kultur applikationer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bodenberger, N., Kubiczek, D.,… More

Bodenberger, N., Kubiczek, D., Rosenau, F. Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications. J. Vis. Exp. (126), e55813, doi:10.3791/55813 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter