Waiting
Procesando inicio de sesión ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biochemistry
Click here for the English version

Biochemistry

Enkel manipulering av arkitekturer i Protein-basert Hydrogels for celle kultur programmer

Published: August 4, 2017 doi: 10.3791/55813
Automatic Translation
1, 1, 1
1Center for Peptide Pharmaceuticals, Faculty of Natural Science, Ulm University

Summary

Forskjellige metoder for å manipulere tredimensjonale arkitektur i protein-basert hydrogels er evaluere her materialegenskaper. Macroporous-nettverk er functionalized med en celle-klebende peptid og deres gjennomførbarhet i cellekultur evaluert med to forskjellige modell linjer.

Abstract

Hydrogels gjenkjennes som lovende materialer for celle kultur programmer evne til å gi svært hydratiserte celle miljøer. Feltet 3D maler er økende på grunn av potensielle likheten av disse materialene til naturlige ekstracellulær matrix. Protein-basert hydrogels er særlig lovende fordi de kan lett bli functionalized og kan oppnå definerte strukturer med justerbar mekanisk-egenskaper. Men er produksjon av macroporous 3D maler for celle kultur programmer ved hjelp av naturlige materialer ofte begrenset etter svakere mekaniske egenskaper sammenlignet med de av syntetiske materialer. Her metoder ble vurdert for å produsere macroporous bovin serum albumin (BSA)-baserte hydrogel systemer, med justerbar pore størrelser mellom 10-70 µm i radius. Videre, en metode for å generere kanaler i denne protein-basert materiale som er flere hundre mikron lange ble etablert. De forskjellige metodene for å produsere porene, samt påvirker porestørrelse materialegenskaper som hevelse forholdet, pH, temperatur stabilitet og enzymatisk degradering atferd, ble analysert. Pore størrelser ble undersøkt i hydrogels med AC confocal mikroskopi for laserskanning opprinnelig, hovne staten. Muligheten for celle kultur programmer ble vurdert en celle-klebende RGD peptid endring av protein systemet og to modell linjer: menneskelige brystkreft celler (A549) og adenocarcinomic menneskelig alveolar basale epitelceller (MCF7).

Introduction

Hydrogels er materialer som uløselig 3D nettverk kan binde store mengder vann. Slike materialer kan gi fremragende miljøforhold for levende celler. Foreløpig er det økende interesse i generasjonen av tredimensjonale hydrogel strukturer og utvikling av prosesser å skreddersy sine kjemiske og fysiske egenskaper. Når dette er oppnådd, kan en mal for veksten av celler og manipulering av mobilnettet atferd være generert1,2,3,4. Disse 3D strukturer ikke bare skape et mer naturlig og realistisk miljø enn konvensjonelle todimensjonal tilnærminger, men de også avsløre nye muligheter for vekst av stamceller eller svulst modeller5. Ulike materialer har en rekke egenskaper som hovedsakelig avhenger porestørrelse av gel6. Porene spille en avgjørende rolle i celle kultur programmer, tissue engineering og regissert veksten av stamceller. For eksempel oksygen og næringsstoffer diffus gjennom matrisen og tilstrekkelig mengder må kunne nå celler7. På den annen side, skadelige metabolitter må fjernes så raskt som mulig, og nok plass til cellevekst må være tilgjengelig7. Følgelig påvirke egenskapene til materialet, og dermed porestørrelse, alvorlig den potensielle fordel og mulige anvendelser av matrix. Avhengig av egenskapene til materialet, kan ulike cellevekst prosesser oppstå i 3D cellekultur, inkludert dannelsen av neuronal strukturer; vekst og differensiering av huden eller bein celler. og regissert veksten av spesielle stamcelleforskningen linjer, som hepatocytter eller fibroblaster2,3,8,9,10,11. En annen avgjørende punktet påvirker mulig anvendelse av et materiale er dens stabilitet mot ytre stimuli12. For eksempel må hydrogel opprettholde integriteten mekanisk i celle kultur medier eller menneskekroppen.

De siste årene, forskning på 3D celle kultur hydrogels intensivert, og mange studier var gjennomført for å løse de 3D arkitekturene systemer13. Hydrogels består av kjemisk syntetisert komponenter er oftest undersøkt fordi de kan lett syntetisk og kjemisk endret og de viser høy stabilitet (se Zhu et al., 2011 for en gjennomgang)5. Men proteiner har mange fordelaktige egenskaper: som såkalte "presisjon polymerer," de er biokompatible; de har en definert lengde; de er relativt lett å endre; og de har et stort antall mål nettsteder14,15. I denne forbindelse, kan svært spesiell strukturer genereres for programmet på mange felt. I denne studien, ble en protein-basert hydrogel16 brukt til å demonstrere veletablerte metoder å påvirke 3D arkitektur av materialet. Videre ble evnen og anvendbarhet pore generasjon også undersøkt.

Mange ulike teknikker er tilgjengelig endre 3D strukturer, inkludert både enkle metoder og sofistikert, høyt spesialiserte teknikker fra ulike felt av materielle vitenskap. En utbredt teknikken er bruk av electrospinning å generere veldefinerte strukturer17. Ladet fibre trekkes fra en løsning av et elektrisk felt og deretter stivne ved kontakt med oksygen. På denne måten kan fiber i området flere nanometer til flere mikrometer produseres. Flere teknikker for å justere størrelsen, struktur og distribusjon av porene innenfor matrix er myk litografi, klima og jordsmonn, etter fokus, elektro-sprøyting og bio-utskrift18,19,20. En betydelig ulempe av disse teknikkene er avhengigheten på spesifikke, dyrt utstyr og spesielle kjemikalier eller materialer. Videre erfaring med disse teknikkene er ofte ikke direkte overføres til protein-basert materiale, og mange av kjemikalier og metodene er ikke cellen kompatibel.

På den annen side, stol mange teknikker ikke på spesialutstyr, noe som gjør dem enklere og billigere å bruke og å reprodusere. En utbredt metode for struktur manipulasjon er solvent avstøpning21,22,23. Partikler legges før polymerisasjon reaksjonen og distribueres homogenously for å mette løsningen. Etter polymerisasjon fører en endring av forhold, som en fortynning eller en pH endring, til solvation av partikler, mens porene forblir i materialet. Kjemikaliene som brukes i disse teknikkene, som salt, sukker, parafin, gelatin og kritt, er billig og lett tilgjengelig. I Frysetørring, er hovne hydrogels frosset. Etterfølgende sublimering av flytende faser under et vakuum er utført23,24,25. Vann sublimering fra nettverket er skånsom nok å opprettholde spesifikke 3D strukturer av materialet. I gass skummende, streames en løsning med en gass mens polymerisasjon foregår, forlater porene i gel21. Størrelse og distribusjon av porene kan justeres avhengig gasstrømmen.

For å danne den protein hydrogel, er BSA reagert med tetrakis (hydroxymethyl) phosphonium chloride (THPC) i en Mannich-type reaksjon å tillate dannelsen av kovalente bindinger mellom primære aminer og de hydroxy gruppene fire bevæpnede koblingsfunksjonalitet molekyl26. Mulig skadelig mellomprodukter fjernes ved overdreven vask av materialet etter reaksjonen oppstår.

Denne studien viser muligheten for behandling av en BSA-basert materiale med ulike teknikker for å manipulere og tilpasse størrelsen på porene. Hver av teknikkene kan brukes i alle laboratorium verden over, som ingen spesielt utstyr er nødvendig. I tillegg hensyn ulike parametre, slik som hevelse forholdet, enzymatisk nedbrytbarhet, pH stabilitet og temperatur følsomhet, undersøkt og forhold til hverandre, spesielt til påvirkning av ulike teknikker på generering av 3D arkitekturer. Endelig var materialer functionalized med celle-klebende peptider å undersøke mulig bruk av materialet til cellekultur. To forskjellige modell linjer ble brukt: A549 og MCF7.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Hydrogel forberedelse

  1. Bland 200 mg BSA med 1 mL av deionisert H2O lage 20% (w/v) BSA lager (lagerløsning A).
  2. Mix 165 µL THPC løsning (134 mg/mL) med 4.835 mL deionisert vann for å lage THPC lagerløsning (lagerløsning B).
  3. Veie 1 mg av KCSSGKSRGDS (1,111.1 g/mol) peptid (eller en tilsvarende celle-klebende peptid) og fortynne den i 100 µL av sterile H2O å få en 10 mg/mL løsning (lagerløsning C).
    Merk: Dette trinnet er valgfritt, og trenger bare å være inkludert hvis hydrogel er ment for celle kultur program.
  4. Fjern bunnen av en 96-brønns plate og erstatte den med flyttbare plast brytes.
    Merk: For platene her bunnen kan lett fjernes ved å bruke press på bunnen av hver brønn; tynn plast nederst vil bare falle ut.
  5. Mix 100 µL av BSA lagerløsning (A) og 100 µL av THPC lagerløsning (B) (valgfritt: 4 µL av lager løsning C for functionalized, celle-klebende hydrogels) i 96-brønnen plate å få 200 µL av hydrogel. Bland komponentene ved pipettering opp og ned minst 5 ganger garantere en ensartet hydrogel etter polymerisasjon.
  6. Plass 96-brønns platen ved romtemperatur (RT) i ca 10 min før alle hydrogels er skikkelig polymerized.
  7. Sakte og forsiktig fjerne plastfolie fra bunnen av platen.
  8. Trykk hydrogels av 96-brønns platen med en liten stempel og overføre dem til 1,5 mL rør med sterilt PBS, pH 7.4.
    NOTE Hydrogels har en sylindrisk form, med en diameter på ca 4 mm og en høyde på 8 mm.
  9. Lagre i hydrogels i fosfat-bufret saltvann (PBS) i 4 ° C i opptil flere måneder.

2. fryse-tørker Hydrogels

  1. Fyll 1,5 mL rør med 500 µL av sterile deionisert H2O og fjerne hetten. Overføring av hydrogels til 1,5 mL reaksjon rør ved hjelp av en slikkepott.
  2. Pakk 1,5 mL rør tett med parafin film-i minst tre lag for hvert hetteglass. Bruk en nål for å lage små hull i filmen aktivere gass utgivelse fra røret.
  3. Fortsett til ett av følgende:
    1. Overføre ampullen til flytende nitrogen løsning for 5 min garantere at vann og hydrogel helt fryse. Umiddelbart etter fjerning fra flytende nitrogen, overføre hetteglass til fryse tørketrommel hindre at materialet tining.
      Merk: Denne fremgangsmåten resulterer i porene ca 10-15 µm i radius.
    2. Hold hetteglass på 20 ° C over natten for å fryse sakte hydrogels. Umiddelbart etter fjerning fra 20 ° C, overføre hetteglass til fryse tørketrommel hindre at materialet tining.
      Merk: Denne fremgangsmåten resulterer i porene ca 50-60 µm i radius.
  4. Etter 24 timer (og fullstendig fordampning av vann i og rundt hydrogel), tine materialet ved å fjerne den fra fryse tørketrommel.
    Merk: Pore størrelsene kan analyseres med AC confocal laserskanning mikroskopi (trinn 5, "Hydrogel visualisering").

3. partikkel utvasking

  1. Forberede hydrogel som beskrevet i trinnene 1.1-1.5.
  2. Direkte etter blanding komponentene, legge NaCl til metning oppstår (36 mg/mL). Legge til salt til en salt krystall kan sees i løsningen som en hvit utløse.
  3. Overføre 96-brønns platen til en shaker og rist til polymerisasjon foregår (ca 10 min). Fjerne hydrogels fra platen, som beskrevet i trinnene 1.7-1.8.
  4. Inkuber hydrogels for minst 24 timer på RT i sterilt vann på en shaker (20 rpm) å elute alle salt fra malen hydrogel. Lagre hydrogels på 4 ° C i PBS for opptil flere måneder.

4 kanal formasjon

  1. Forberede hydrogels som beskrevet i trinn 1. Fjerne en hydrogel fra løsning ved hjelp av en pinsett, fjerne overflødig vann med svært absorberende papir og plassere den på toppen av en blokk med tørris.
  2. Fryse hydrogel for 30 s og nøye fjerne den fra blokken. Ikke skade hydrogel; forsiktig bruk en slikkepott til å skrape den av blokken. Overføre hydrogel til en 1,5 mL tube og tørk den natten på 37 ° C.

5. Hydrogel visualisering

  1. Klargjør en rhodamine B lagerløsning fortynne 1 mg rhodamine B i 10 mL PBS. Forberede en seriell fortynning fortynne rhodamine lager løsningen i PBS til en konsentrasjon av 0,001 mg/mL er nådd (fortynningsfaktoren: 100)
  2. Fjern hydrogel fra lagringsløsning (f.eks fra trinn 2.4.) og overføre den til en 1,5 mL tube med 1 mL 0,01 mg/mL rhodamine B. Stain hydrogel overnatter i rhodamine B løsning på RT.
  3. Neste dag, overføre hydrogel som visualiseres til 10 mL PBS (pH 7.4) og vask for minst 3 timer.
  4. Overføre hydrogel på et μ-lysbilde 8 godt og dekke det med PBS.
  5. Liten skiver av hydrogel (ca 0,5 mm i høyden) med et blad.
  6. Ved hjelp av en AC confocal laserskanning mikroskop, visualisere hydrogel på en bølgelengde på 514 nm (mål: EC Plan-Neofluar 40 x / 1.30 olje DIC M27, flyet skannemodus: 514 nm og zoom: 1 X).

6. celle kultur gjennomførbarhet

  1. Sterile-filter alle lager løsninger (A, B og C) med filtere 0,45 µm.
  2. Forberede hydrogel som beskrevet i trinnene 1.1-1.4, inkludert celle-klebende peptid før hydrogel polymerisasjon.
  3. Etter miksing komponentene, umiddelbart Pipetter blandingen i et μ-lysbilde 8 godt til bunnen er helt dekket.
    Merk: Dette trinnet må utføres raskt og direkte etter blanding komponentene som polymerisasjon foregår minutter i lysbildet.
  4. Kultur vedheft celler og passasje til få en enkeltcelle hjuloppheng med standard celle kultur teknikker. Overføre cellene i forvarmes, sterile DMEM celle kultur medium med fosterets bovin serum (FBS, 10% (w/v)), penicillin-streptomycin (1% (w/v)) og unødvendige aminosyre løsning (MEM, 1% (w/v)).
  5. Telle celler med en Neubauer telling kammer og nøye pipette 200 µL av ønsket antall celler (2 x 105 celler/cm2) på hydrogel overflaten.
  6. Dekker μ-lysbildet 8 med lokket og overføre den til en inkubator (37 ° C, 5% CO2). Inkuber minst 4 h på 37 ° C.
  7. Minst 4 h mobilnettet vedlegg, vaskes cellene to ganger med 200 µL av sterile cellekultur PBS.
  8. Fastsette cellene med 200 µL av 3,7% (v/v) formaldehyd i 10 min på RT og vaske to ganger med PBS (~ 200 µL).
    Merk: Bruk riktig personlig verneutstyr ved håndtering av formaldehyd.
  9. Permeabilize cellene med 200 µL på 0,1% Triton X for 5 min. vask to ganger med PBS.
  10. Stain cellene med phalloidin-rhodamine av blande 5 µL av methanolic aksjer med 195 µL av PBS og legge det til cellene på RT. flekken celler for 20 min i mørket. Vask to ganger med PBS.
  11. Undersøke celle vedheft egenskapene med AC confocal mikroskop på 514 nm (mål: EC Plan-Neofluar 40 x / 1.30 olje DIC M27, flyet skannemodus: 514 nm og zoom: 1 X). Analysere bilder ved hjelp av riktig programvare (se Tabell for materiale).

7. Hydrogel egenskaper

  1. Hevelse forholdet.
    1. Helt tørr hydrogels på 37 ° C for minst en dag.
    2. Veie hver hydrogel og merke deg nøyaktig vekten.
    3. Fyll en 2 mL reaksjon tube med 1,5 mL PBS.
    4. Overføre hydrogel inn denne 2 mL reaksjon røret og helt Dynk kjeden i PBS.
    5. La hydrogel for minst to dager i PBS på RT nå likevekt med PBS.
    6. Etter tre dager, fjerne hydrogel fra løsningen og tørke den med et papir papir å fjerne overflødig vann fra hydrogel overflaten.
    7. Veie hydrogel.
    8. Beregne hevelse forholdet ved hjelp av følgende formel:
      Equation
      der Wd er vekten av tørket gel (trinn 7.1.2.) og Ws er vekten av våt gel (trinn 7.1.7). Multiplisere med 100 å få hevelse forholdet prosent.
  2. pH og temperatur stabilitet.
    1. Overføre 5 mL av PBS slik 15-mL reaksjon.
    2. Justere løsningen til riktige pH (pHf.eks 2, 7 eller 10) med NaOH og HCl. Bring løsningen til riktige temperaturen (f.eks RT, 37 ° C eller 80 ° C).
    3. Overføre hydrogel som skal undersøkes for sin stabilitet i den riktige løsningen. Justere pH om nødvendig.
      Merk: Alle hydrogels bør være helt hovne på dette punktet (se hevelse forholdet) for å hindre feil tolkning av vekten på grunn av hevelse av materialet.
    4. Etter bestemte tidsintervaller, fjerne hydrogel fra løsningen (f.eks hver time for opptil 2 dager), tørke den med et svært absorberende papir papir å fjerne overflødig vann og veie den.
  3. Enzymatisk degradering.
    1. Forberede en lager enzym løsning av 300 U trypsin og prosessen etter produsentens instruksjoner.
    2. Overføre hydrogel (f.eks fra trinn 1.8) til den riktige løsningen.
      Merk: Alle hydrogels bør være helt hovne på dette punktet for å hindre feil tolkning av vekten.
    3. Etter bestemte tidsintervaller, fjerne hydrogel fra løsningen (f.eks hver time), tørke den med et svært absorberende papir papir å fjerne overflødig vann og veie den.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer at de har ingen konkurrerende økonomiske interesser.

Acknowledgments

Forfatterne vil gjerne takke Baden-Württemberg Stiftung for deres økonomiske støtte i "Bioinspired materiale syntese" framework (BioMatS-14).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Phosphate Buffered Saline (PBS) Thermo Fisher Scientific 10010023
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (high glucose) Life Technologies / Thermo Fisher  11140-050
Fetal Bovine Serum (FBS) Life Technologies / Thermo Fisher  10270-106
Penicillin-Streptomycin Life Technologies / Thermo Fisher  15140122
MEM Nonessential Amino Acid Solution Sigma Aldrich M7145-100ML
Trypsin EDTA 0.05% Phenol Red Thermo Fisher Scientific 25300062
Ethanol 99.8%, vergällt Ölfabrik Schmidt 2133
NaCl  Carl Roth  9265.1
Albumin Fraction V Carl Roth  3854.2
THPC Sigma Aldrich 404861-100ML Toxic
0.1% Triton X-100 Sigma Aldrich X100-100ML Slightly toxic
Phalloidin-rhodamine  Life Technologies / Thermo Fisher  R415
3.7% Formaldehyde  Life Technologies / Thermo Fisher  F8775-25ML Toxic
Rhodamine B Sigma Aldrich 81-88-9
Filtropur S 0.2  Sarsted Ag und Co. 2 83.1826.001   
µ slide 8 well Ibidi GmbH 80826
KCSSGKSRGDS peptide UPEP Ulm Custom sysnthesis
Ethanol 99.8%, vergällt Carl Roth  K928.5
Falcon 5 ml Polysterene Round-Bottom Tube  Sarsted Ag und Co. 62.547.254    
Tubes 50 ml  Sarsted Ag und Co. 62.547.254    
Tubes 1.5 ml   Sarsted Ag und Co. 72,690,001
Tubes 2 ml   Sarsted Ag und Co. 72,691
CELL CULTURE MICROPLATE, 96 WELL, PS, F-BOTTOM Greiner 655073
FreezeDryer Epsilon 1-6D,  Christ, Osterode am Harz, Germany
Confocal Laser Scanning Microscope  Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
Zen Software Version 2012 Sp1, black edition, 407 version 8,1,0,484 Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
GSA Imaga Analyzer Software, GSA Image Analyzer, GSA, Version 419 3.8.7 GSA GmbH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Geckil, H., Xu, F., Zhang, X., Moon, S., Demirki, U. Engineering hydrogels as extracellular matrix mimics. Nanomedicine. 5 (3), 469-484 (2011).
  2. Liu, Y., Chan-Park, M. B. A biomimetic hydrogel based on methacrylated dextran-graft-lysine and gelatin for 3D smooth muscle cell culture. Biomaterials. 31 (6), 1158-1170 (2010).
  3. Raic, A., Rödling, L., Kalbacher, H., Lee-Thedieck, C. Biomimetic macroporous PEG hydrogels as 3D scaffolds for the multiplication of human hematopoietic stem and progenitor cells. Biomaterials. 35 (3), 929-940 (2014).
  4. Wong Po Foo, C. T. S., Lee, J. S., Mulyasasmita, W., Parisi-Amon, A., Heilshorn, S. C. Two-component protein-engineered physical hydrogels for cell encapsulation. Proc Nat Acad Sci USA. 106 (52), 22067-22072 (2009).
  5. Zhu, J., Marchant, R. E. Design properties of hydrogel tissue-engineering scaffolds. Expert Rev Med Devic. 8 (5), 607-626 (2011).
  6. Samaryk, V., et al. Versatile Approach to Develop Porous Hydrogels with a Regular Pore Distribution and Investigation of their Physicomechanical Properties. J Appl Polym Sci. 114 (4), 2204-2212 (2009).
  7. Li, X. J., Valadez, A. V., Zuo, P., Nie, Z. Microfluidic 3D cell culture: potential application for tissue-based bioassays. Bioanalysis. 4 (12), 1509-1525 (2012).
  8. Park, H., Guo, X., et al. Effect of Swelling Ratio of Injectable Hydrogel Composites on Chondrogenic Differentiation of Encapsulated Rabbit Marrow Mesenchymal Stem Cells In Vitro. Biomacromolecules. 10 (3), 541-546 (2010).
  9. Stokols, S., Tuszynski, M. H. The fabrication and characterization of linearly oriented nerve guidance scaffolds for spinal cord injury. Biomaterials. 25 (27), 5839-5846 (2004).
  10. Sung, K. E., et al. Understanding the Impact of 2D and 3D Fibroblast Cultures on In Vitro Breast Cancer Models. PLoS One. 8 (10), 1-13 (2013).
  11. Tsai, E. C., Dalton, P. D., Shoichet, M. S., Tator, C. H. Synthetic hydrogel guidance channels facilitate regeneration of adult rat brainstem motor axons after complete spinal cord transection. J Neurotrauma. 21 (6), 789-804 (2004).
  12. Shoichet, M. S., Li, R. H., White, M. L., Winn, S. R. Stability of hydrogels used in cell encapsulation: An in vitro comparison of alginate and agarose. Biotechnol Bioeng. 50 (4), 374-381 (1996).
  13. Chiu, Y. -C., Kocagöz, S., Larson, J. C., Brey, E. M. Evaluation of physical and mechanical properties of porous poly (ethylene glycol)-co-(L-lactic acid) hydrogels during degradation. PloS One. 8 (4), e60728 (2013).
  14. Jonker, A. M., Löwik, D. W. P. M., van Hest, J. C. M. Peptide- and Protein-Based Hydrogels. Chem Mater. 24 (5), 759-766 (2012).
  15. Bodenberger, N., et al. Beyond bread and beer: whole cell protein extracts from baker's yeast as a bulk source for 3D cell culture matrices. Appl Microbiol Biot. 101 (5), 1-11 (2016).
  16. Bodenberger, N., Paul, P., Kubiczek, D., Walther, P., Gottschalk, K. E., Rosenau, F. A novel cheap and easy to handle protein hydrogel for 3D cell culture applications a high stability matrix with tunable elasticity and cell adhesion properties. Chem Sel. 1 (7), 1353-1360 (2016).
  17. Agarwal, S., Wendorff, J. H., Greiner, A. Use of electrospinning technique for biomedical applications. Polymer. 49 (26), 5603-5621 (2008).
  18. Hong, J., deMello, A. J., Jayasinghe, S. N. Bio-electrospraying and droplet-based microfluidics: control of cell numbers within living residues. Biome Mater. 5 (2), 21001 (2010).
  19. Jayasinghe, S. N., Irvine, S., McEwan, J. R. Cell electrospinning highly concentrated cellular suspensions containing primary living organisms into cell-bearing threads and scaffolds. Nanomedicine. 2 (4), 555-567 (2007).
  20. Selimović, Š, Oh, J., Bae, H., Dokmeci, M., Khademhosseini, A. Microscale strategies for generating cell-encapsulating hydrogels. Polymers. 4 (3), 1554-1579 (2012).
  21. Annabi, N., Nichol, J. W., et al. Controlling the porosity and microarchitecture of hydrogels for tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16 (4), 371-383 (2010).
  22. Lee, J., Cuddihy, M. J., Kotov, N. A. Three-dimensional cell culture matrices: state of the art. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 61-86 (2008).
  23. Bodenberger, N., et al. Evaluation of methods for pore generation and their influence on physio-chemical properties of a protein based hydroge. Biotech Rep. 12, 6-12 (2016).
  24. Raja, S. T. K., Thiruselvi, T., Mandal, A. B., Gnanamani, A. pH and redox sensitive albumin hydrogel: A self-derived biomaterial. Sci Rep. 5, 15977 (2015).
  25. Hennink, W. E., van Nostrum, C. F. Novel crosslinking methods to design hydrogels. Adv Drug Deliver Rev. 64, 223-236 (2012).
  26. Chung, C., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. Tetrakis(hydroxymethyl) phosphonium chloride as a covalent cross-linking agent for cell encapsulation within protein-based hydrogels. Biomacromolecules. 13 (12), 3912-3916 (2008).
  27. Caló, E., Khutoryanskiy, V. V. Biomedical applications of hydrogels: A review of patents and commercial products. Eur Polym J. 65, 252-267 (2015).
  28. Huang, H., Herrera, A. I., Luo, Z., Prakash, O., Sun, X. S. Structural transformation and physical properties of a hydrogel-forming peptide studied by NMR, transmission electron microscopy, and dynamic rheometer. Biophys J. 103 (5), 979-988 (2012).
  29. Draghi, L., Resta, S., Pirozzolo, M. G., Tanzi, M. C. Microspheres leaching for scaffold porosity control. J Mater Sci. 16 (12), 1093-1097 (2005).
  30. Whang, K., et al. Engineering Bone Regeneration with Bioabsorbable Scaffolds with Novel Microarchitecture. Tissue Eng. 5 (1), 35-51 (1999).
  31. Ziv, K., et al. A tunable silk-alginate hydrogel scaffold for stem cell culture and transplantation. Biomaterials. 35 (12), 3736-3743 (2014).
  32. Butruk-Raszeja, B. A., et al. Athrombogenic hydrogel coatings for medical devices--Examination of biological properties. Colloid Surface B. 130, 192-198 (2015).
  33. Lü, S., Li, B., Ni, B., Sun, Z., Liu, M., Wang, Q. Thermoresponsive injectable hydrogel for three-dimensional cell culture: chondroitin sulfate bioconjugated with poly(N-isopropylacrylamide) synthesized by RAFT polymerization. Soft Matter. 7 (22), 10763 (2011).
  34. Ruoslahti, E., Pierschbacher, M. D. New perspectives in cell adhesion: RGD and integrins. Science. 238 (4826), 491-497 (1987).

Tags

Biokjemi problemet 126 Hydrogel materialegenskaper pore størrelser cellekultur biopolymers 3D arkitektur
Enkel manipulering av arkitekturer i Protein-basert Hydrogels for celle kultur programmer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bodenberger, N., Kubiczek, D.,… More

Bodenberger, N., Kubiczek, D., Rosenau, F. Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications. J. Vis. Exp. (126), e55813, doi:10.3791/55813 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter