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Estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata

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DOI:

10.3791/56807

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23 de abril de 2018

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1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

En este artículo

Resumen

Este estudio describe un procedimiento quirúrgico simplificado y técnica para realizar la estimulación del nervio cavernoso con el aislamiento del nervio-electrodo complejo usando pegamento de silicona y medición de la presión intracavernosa.

Resumen

La estimulación del nervio cavernoso (CN) y la medición de la presión intracavernosa (PIC) se han utilizado extensivamente para probar y evaluar terapias para la disfunción eréctil. Sin embargo, los métodos utilizados varían entre los laboratorios, y todavía existen riesgos. El objetivo de este estudio era describir una técnica quirúrgica que proporcionaría un modelo confiable y reproducible. Exponiendo el músculo isquiocavernoso en su punto de inserción en la tuberosidad isquiática, las crus pene podrían ser canulados con mínima disección y lesiones a las estructuras implicadas en la función eréctil. Estimulación repetida de la CN, sin necesidad de levantar y secado, se logró mediante un 125 μm bipolares electrodo de plata y pegamento de silicona biocompatibles para aislar el complejo de electrodo-nervio. Este método evita neuropraxia reduciendo estiramiento y secado el nervio y proporciona aislamiento total del nervio, negación de fugas eléctricas y prevención de la estimulación de vías alternativas.

Introducción

In vivo estudio de la función eréctil en animales de experimentación se inició en 1863 con el trabajo experimental pionero de Eckhard1. Electroestimulación de los nervios pélvicos fue utilizada para inducir el ICP creciente en perros. A lo largo delsiglo 20, protocolos experimentales similares fueron utilizados en los animales más grandes como perros, monos, gatos y conejos. Evaluación de la función eréctil en una rata primero fue desarrollado por Quinlan et en 19892. El método ya ha sido modificado y actualizado por varios otros grupos34. Hoy, la rata es el más ampliamente utilizado de modelo animal para estudiar la patología de la disfunción eréctil y evaluar nuevas opciones de tratamiento. Los pasos principales del procedimiento incluyen, registrar la presión arterial sistémica usando una línea en la arteria carótida, la canulación de las crus del pene a medida ICP y la estimulación de la CN para inducir un aumento del ICP. Aunque varios investigadores han refinado el modelo, su reproductibilidad sigue siendo un problema y resultados variables han sido reportados por diferentes laboratorios. Persisten varias dificultades.

Anteriores artículos5,6,7,8,9,10 describe el uso de la exposición completa del pene con degloving del pene para la canulación del cuerpo cavernoso. No se trata de un enfoque óptimo como manipulación y disección perjudicial causa lesión a las estructuras, que son esenciales para la función eréctil. La disección de la CN ha sido bien descrito10,11, pero el estímulo del nervio no es óptimo debido a múltiples factores que podrían afectar los resultados experimentales. La técnica de estimulación CN incluye elevación del nervio del tejido circundante tirando el electrodo bipolar de gancho, que se coloca alrededor del nervio, y secando el nervio antes de cada estímulo. Esto puede llevar a diversos grados de daño del nervio y la fuga de corriente eléctrica, resultando en una respuesta disminuida o falso aumento del ICP mediante la estimulación de vías alternativas por ejemplo, los músculos del suelo pélvico, vejiga y del aparato digestivo zona12. Todos estos factores límite de reproducibilidad.

Durante nuestro estudio, observamos que la profundidad y el tipo de anestesia tienen un efecto profundo en el ICP. Los anestésicos utilizados son sodio pentobarbital, ketamina/xilacina o ketamina/midazolam inyección o inhalación isoflurano/oxígeno.

Aquí describimos un método quirúrgico simplificado y proporcionar datos de apoyo a la estandarización del protocolo experimental.

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Protocolo

Los animales fueron alojados en el centro de cuidado Animal de Universidad de Dinamarca Meridional según las directrices. Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo con arreglo a la guía de institutos nacionales de salud para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Se trata de un procedimiento de cirugía aguda, no supervivencia.

1. preparación de tubos, electrodos e instrumentos para el procedimiento quirúrgico

  1. Utilizar los siguientes instrumentos de microcirugía: tijeras quirúrgicas, tijeras micro angulares, un fórceps de tejido, un par de Dumont #7 y #5 curvas micro pinzas, un soporte de micro de la aguja y retractores.
    Nota: Como se trata de un procedimiento agudo, los instrumentos no deben ser esterilizados. Después del uso, limpie y limpie las puntas con etanol al 70%.
  2. Sumerja el tubo en etanol al 70% y luego lavarlo con estéril 0,9% NaCl con 100 heparina U/mL antes de su uso. Dejar el tubo de llenado para evitar la introducción de burbujas de aire en el sistema.
  3. Cortar un trozo de longitud de 20-30 cm de tubería de polietileno (PE)-50 para hacer un catéter para la medición de la PIC. Asegúrese que el tubo lo más corto posible reducir la presión de la humectación.
  4. Doblar un estéril 24G aguja de lado a lado hasta que la aguja se rompe en el medio. Conecte la pieza con el bisel en el extremo distal de la tubería de PE para su inserción en las crus del pene. Introducir la otra mitad al hub para conexión a transductor de presión. Llenar el sistema con solución salina heparinizada (100 U/mL).
  5. Para hacer el electrodo bipolar de recubrimiento de Teflon, corte dos 125 μm plata hilos de igual longitud. Utilice un trozo de cinta para conectar los cables al borde de la mesa y enlácelos. Posteriormente, coloque el electrodo en una placa negra.
  6. Hacer una pequeña incisión en el teflón y #5 micro pinzas para una longitud de 4-5 mm de revestimiento de teflón de las puntas de los electrodos de la tira. Cortar las puntas con un bisturí para lograr incluso longitud y crear ganchos doblando los extremos en el borde romo de una hoja de bisturí.
  7. El electrodo de cinta con el final que se extiende ligeramente sobre el borde de la placa negra con los ganchos hacia arriba. Mezcle el pegamento de silicona en una placa de plástico para 10 s y abrigo de una cola de burbujas alrededor del electrodo 1-2 mm del gancho.
  8. Deje que se seque durante aproximadamente 5 minutos antes de su uso (figura 1). Tira el teflón de una sección más larga en el otro extremo, para permitir la conexión con el estimulador.
    Nota: Con volver a hacer los ganchos en el extremo distal, el electrodo puede ser reutilizado muchas veces.

2. preparación del Animal

  1. Después de anestesiar el animal, afeitarse la mitad inferior del abdomen, cuello y perineo. Frote el animal con alcohol al 70% seguido de povidona-yodo tres veces. Colocar la rata en una plataforma quirúrgica calentada en una posición supina. Aplicar el ungüento oftálmico de veterinario y pasar la anestesia a un cono de nariz con 2.5% isoflurano y 0,8 L/min de oxígeno como el portador.
    Nota: Ajustar el nivel de isoflurano y oxígeno para alcanzar un nivel aceptable de la anestesia.

3. preparación prequirúrgica

  1. Realizar todo el procedimiento quirúrgico bajo un microscopio: basta con un aumento de 3.15 X hasta 20 X. Usar guantes y mantener un ambiente limpio a través de la cirugía. Colocar la rata en un paño.

4. disección del músculo isquiocavernoso para la medición de PIC

  1. Usar un bisturí, tijeras rectas, y curvas de Dumont #7 micro pinzas para hacer 1 cm vertical piel incisión 5 mm lateral a la línea media a partir del nivel de la base del pene y que se extiende hacia abajo (figura 2A). Use un q-Tip y separar con cuidado el lateral de la fascia del escroto (figura 2B). Después de disecar la fascia, Coloque retractores y palpe con un algodón-inclinado-swap para encontrar la tuberosidad isquiática (figura 2).
  2. Diseca a través del tejido adiposo medial de este punto hasta que se visualiza el músculo isquiocavernoso (Figura 3A). Utilice un par de pinzas de micro curva Dumont #7 y separar longitudinalmente el músculo. La túnica albugínea aparece como una estructura blanco brillante (figura 3B). Utilizando micro pinza y una tijera micro, exponer la túnica albugínea adecuadamente para ver su recorrido (figura 3).
  3. Después de la calibración de la configuración del sistema, inserte el tubo a través de la piel en el perineo, asegurándose de que corre paralela a las crus del pene (figura 4). Deje la línea en su lugar y mantener la incisión húmeda con solución salina.

5. CN la disección para la estimulación

  1. Hacer 2 cm inferior, incisión abdominal de línea media a través de la piel utilizando, en primer lugar, un bisturí y luego un par de tijeras rectas y micro pinzas. Crear una incisión correspondiente a través de la fascia a lo largo de la línea alba y el tejido muscular subyacente para exponer a la vejiga y la próstata.
  2. Utilizar separadores para lograr buena exposición. Usar hisopos de punta de algodón para separar la próstata desde el tejido adiposo para obtener clara visualización del ganglio pélvico mayor (MPG) y CN, en el aspecto dorsolateral de la próstata (figura 5).
  3. Después de la visualización del MPG y el CN, cuidadosamente incidir la fascia que cubre el nervio 2-5 mm distal al MPG con tijeras micro angulares (Figura 6a). Con el uso de pinzas micro #5, extensión del tejido a cada lado del nervio y por debajo de ella para liberar una porción larga de 4 mm (figura 6b) y deslice una sutura 9-0 en el nervio (figura 6 c).
  4. Elevar el nervio un poco con la ayuda de la sutura (Figura 7a) para facilitar la colocación de los ganchos del electrodo bipolar alrededor del nervio (figura 7b). Que una mezcla de asistente el pegamento de silicona de dos componentes con la punta de una insulina de aguja seco s. 5 el nervio y aplique el pegamento en el área alrededor de los ganchos y el nervio (figura 7 c, d). Mantenga el nervio elevado tirando ligeramente el electrodo durante aproximadamente 1 minuto permitir que el pegamento se seque.
  5. Retire los retractores, a excepción de los retractores del lado derecho para evitar cualquier tracción o torsión del electrodo. Moje los órganos expuestos con solución salina y de la endecha una gasa empapada en solución salina sobre la incisión.

6. cavernoso cuerpo canulación para la medición de PIC

  1. Restaurar la visualización de la túnica albugínea con retractores. Asegúrese de no colocar los retractores al músculo isquiocavernoso como distorsionará el muslo.
  2. Conecte la aguja y lave el tubo con solución salina heparinizada antes de introducirlo en la túnica albugínea. Mantenga estirado, con Dumont #7 curvas micro pinzas en una mano el albuginea de tunica (no dominante), sostiene la túnica albugínea y el resto del músculo sobrepuesto distal al punto de inserción. Sujete la aguja con el fórceps recto micro en otro lado dominante y asegúrese de introducirla paralelo al curso del cuerpo cavernoso (figura 8).
  3. Empuje la aguja 5-8 mm en el cuerpo cavernoso. Lave el tubo y presiona en las crus para probar la línea (figura 9). Asegúrese de que no hay ninguna fuga. Fije el tubo a la mesa con cinta para evitar tracción accidental de la línea. Retire los retractores.

7. estimulación de la CN

  1. Con el programa de grabación (p. ej., punto 2) continuamente en ejecución, registrar la presión arterial intracavernosa y media.
  2. Definir los siguientes parámetros en un estimulador (por ejemplo, instrumentos de hierba SD9, véase Tabla de materiales) para la estimulación de la CN: corriente 1.5 mA, frecuencia de 16 Hz, tensión de 3 V y ancho de pulso 5 Sra. aplicar 50 s de la estimulación con un mínimo de 1 minuto de descanso entre estímulos.
    Nota: Los primeros estímulos generalmente producir respuesta disminuida (figura 10).

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Resultados

El uso de este protocolo con los parámetros de estimulación recomendado, bajo anestesia inhalatoria con isoflurano 2.0% oxígeno 0,8 L/min, debe producir resultados como se muestra en la figura 11 y figura12, donde hay varios hacia atrás estímulos entre 75-80 mm Hg. figura 13 muestra la misma respuesta estable sobre un estímulo de 20 min con la respuesta estable a 73-77 mm Hg. prueba de la línea p...

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Discusión

El objetivo principal de este estudio era describir una técnica quirúrgica simplificada de la canulación de la crus del pene para la grabación de la ICP y el aislamiento del CN para la electroestimulación. Hemos introducido modificaciones a la disección del cuerpo cavernoso para simplificar la cirugía y proporcionar grabaciones reproducibles del aumento del ICP con el estímulo de la CN. Con una incisión vertical de piel de 1 cm, lateral a la base del pene, con la tuberosidad isquiática palpable como guía, hemos logrado b...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores no tienen ninguna agradecimientos.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pinzas AdsonHerramienta de Ciencia Fina11006-12
Pinza Dumont #7Herramienta de Ciencia Fina11271-30
Pinza Dumont #5Herramienta de Ciencia Fina11273-20
Tijera ToughCut MayoHerramienta de Ciencia Fina14110-15
Tijera de resorte Vannasen miniatura Herramienta de ciencia fina15006-09
Hemostático ultrafinoHerramienta de ciencia fina13020-12
Crile HemostáticoHerramienta de ciencia fina13004-14
Kwik-Sil AdhesivoWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
plata recubierto de teflón 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0510
Retractores de alambre elásticoHecho a medida
Hoja de bisturíFine Science Tool10023-00
Tubo PE-50Warner Instruments64-0753
Aguja de 23 GKruuse121272
SD-9 Estimulador de pulso cuadradoSomatco1077/183
Transductor de presión arterial y cableWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf Aplicadores con punta de algodónLohmann-Raucher11966
Pro-ophta Sticks OcularesLohmann-Raucher16515
NaCl 0,9 % 100 mLFarmacia local Heparina
Farmacia
25 mL Jeringa HospitalUniversitario
Pomada ocular veterinaria - ViscotearsFarmacia local
alambres de plata Science Products GmbH, Heidelberg, Alemania
Pegamento de silicona Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, EE. UU.
Alambre delocalOdense

Referencias

  1. Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
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  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
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