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Artículo de método

Un modelo murino de lesión retiniana isquémica inducida por la oclusión bilateral transfronteriza de la arteria carótida común

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DOI:

10.3791/61865

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12 de noviembre de 2020

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1Laboratory of Photobiology, Keio University School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, Keio University School of Medicine, 3Animal eye care, Tokyo Animal Eye Clinic, 4Tsubota Laboratory, Inc.

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí, describimos un modelo de ratón de isquemia retiniana por oclusión bilateral transitoria de la arteria carótida común bilateral utilizando suturas simples y una abrazadera. Este modelo puede ser útil para entender los mecanismos patológicos de la isquemia retiniana causados por anomalías cardiovasculares.

Resumen

Diversas enfermedades vasculares como la retinopatía diabética, la oclusión de venas o arterias retinianas y el síndrome isquémico ocular pueden conducir a isquemia retiniana. Para investigar los mecanismos patológicos de la isquemia retiniana, es necesario desarrollar modelos experimentales relevantes. Anatómicamente, un vaso principal de suministro de sangre de retina es la arteria oftálmica (OpA) y OpA se origina en la arteria carótida interna de la arteria carótida común (CCA). Por lo tanto, la interrupción de la CCA podría causar efectivamente isquemia retiniana. Aquí, establecimos un modelo de ratón de isquemia retiniana mediante oclusión bilateral transfronteriza de la arteria carótida común (tBCCAO) para atar la CCA derecha con suturas de seda 6-0 y ocluir la CCA izquierda transitoriamente durante 2 segundos a través de una abrazadera, y demostramos que tBCCAO podría inducir isquemia retiniana aguda que conduce a disfunción retiniana. El método actual reduce la dependencia de los instrumentos quirúrgicos utilizando únicamente agujas quirúrgicas y una abrazadera, acorta el tiempo de oclusión para minimizar la muerte inesperada de animales, que a menudo se ve en modelos de ratón de oclusión arterial cerebral media, y mantiene la reproducibilidad de los hallazgos isquémicos retinianos comunes. El modelo se puede utilizar para investigar la fisiopatología de las retinopatías isquémicas en ratones y más se puede utilizar para la detección de fármacos in vivo.

Introducción

La retina es un tejido neurosensorial para la función visual. Dado que se necesita una cantidad sustancial de oxígeno para la función visual, la retina se conoce como uno de los tejidos más exigentes de oxígeno en el cuerpo1. La retina es susceptible a enfermedades vasculares, ya que el oxígeno se administra a través de los vasos sanguíneos. Varios tipos de enfermedades vasculares, como la retinopatía diabética y la oclusión de los vasos sanguíneos retinianos (venas o arterias), pueden inducir isquemia retiniana. Para investigar los mecanismos patológicos de la isquemia retiniana, se consideran necesarios modelos experimentales reproducibles y clínicamente relevantes de isquemia retiniana. La oclusión arterial cerebral media (MCAO) mediante la inserción de un filamento intraluminal es el método más utilizado para el desarrollo de modelos de roedores in vivo de isquemia cerebral experimental2,3. Debido a la proximidad de la arteria oftálmica (OpA) a MCA, los modelos MCAO también se utilizan simultáneamente para entender la fisiopatología de la isquemia retiniana4,5,6. Para inducir la isquemia cerebral junto con la isquemia retiniana, los filamentos largos se insertan típicamente a través de la incisión de la arteria carótida común (CCA) o la arteria carótida externa (ECA). Estos métodos son difíciles de realizar, requieren mucho tiempo para completar la cirugía (más de 60 minutos para un ratón), y conducen a altas variabilidades en los resultados después de la cirugía7. Sigue siendo importante desarrollar un mejor modelo para mejorar estas preocupaciones.

En este estudio, simplemente utilizamos una breve oclusión bilateral transitoria de CCA (tBCCAO) con agujas y una abrazadera para inducir isquemia retiniana en ratones y analizamos los resultados típicos de lesiones isquémicas en la retina. En este vídeo, daremos una demostración del procedimiento tBCCAO.

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Protocolo

Todos los métodos descritos aquí han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Escuela de Medicina de la Universidad keio.

1. Preparación de instrumentos quirúrgicos y animales

  1. Autoclave instrumentos quirúrgicos y mantenerlos en 70% alcohol etílico. Antes de cada nuevo procedimiento quirúrgico, limpie los instrumentos quirúrgicos cuidadosamente usando un 70% de alcohol etílico.
  2. Preparar ratones MACHO BALB/cAJc1 (6 semanas de edad, 26-28 kg) en un espacio específico libre de patógenos (SPF) para mantener condiciones estériles antes, durante y después de la cirugía.

2. Oclusión bilateral transitoria de la arteria carótida común (tBCCAO)

  1. Coloque un ratón bajo anestesia mediante inyección intraperitoneal con una combinación de midazolam (40 μg/100 μL), medetomidina (7,5 μg/100 μL) y tartrato de butorphanol (50 μg/100 μL), denominado "MMB", como se describió anteriormente8,9. Sostenga las pieles traseras del ratón para evitar que el ratón golpee sus ojos hasta que el ratón esté completamente anestesiado.
    1. Juzgue la profundidad de la anestesia pellizcando el dedo del pie del ratón hasta que no tenga respuesta, cuyo método se utiliza comúnmente para comprobar la anestesia completa10.
      NOTA: Generalmente, se requieren menos de 5 minutos para que los ratones se queerman dormidos. Las instituciones pueden ser diferentes para las recetas adecuadas para la anestesia general.
  2. Aplicar una gota de 0.1% solución purificada de gota para los ojos de hialuronato sódico a los ojos para evitar la sequedad en los ojos bajo anestesia.
  3. Coloque el ratón en su parte posterior y fije las patas del ratón usando cintas adhesivas.
  4. Desinfectar el área del cuello del ratón usando un 70% de alcohol etílico antes de la cirugía.
    NOTA: No se realizó un recorte adicional de la piel, ya que esto puede causar inflamación posterior de la piel11,12.
  5. Realizar incisión sagital del cuello con una cuchilla (Figura 1).
    NOTA: La incisión debe hacerse en la línea media entre el cuello, el esternón y la tráquea.
  6. Separe cuidadosamente ambas glándulas salivales usando cuidadosamente dos fórceps y moviélgas para visualizar los CCA subyacentes.
  7. Aísle cuidadosamente a la CCA derecha de los respectivos nervios vagal y venas que lo acompañan sin dañar sus estructuras, y coloque dos suturas de seda 6-0 bajo el CCA. Ata los dos lazos firmemente para bloquear el flujo sanguíneo(Figura 1).
    NOTA: Durante el procedimiento, las venas pequeñas podrían dañarse. Si se observa sangrado, se requiere la limpieza para visualizar claramente los CCA.
  8. Encuentra el CCA izquierdo cuidadosamente de los respectivos nervios vagal y venas que lo acompañan sin dañar sus estructuras, y ocluye el CCA izquierdo durante 2 segundos por una abrazadera(Figura 1).
    NOTA: Se necesita una aguja de sutura de seda de 6-0 para ser colocada debajo de la CCA izquierda para marcar un sitio para la sujeción.
  9. Después de la reapertura de la CCA izquierda, sutura heridas del cuello por una sutura de seda 6-0 y aplicar un toque de antibióticos (50 μL) en el cuello para inhibir la infección bacteriana.
    NOTA: Retire suavemente una abrazadera para evitar dañar la pared arterial al reabrir el CCA izquierdo.
  10. Inyecte 0,75 mg/kg de clorhidrato de atipamezol por vía intraperitoneally al ratón para ayudar al ratón a recuperarse rápidamente de la anestesia profunda. Devuelve el ratón a una jaula de ratón con almohadillas precalentados.
    NOTA: No deje que el ratón quede desatendido hasta que el ratón recupere la conciencia suficiente para mantener la recumbencia severa.
  11. Inyectar 0,4 mg/kg de tartrato de butorphanol en el ratón para el manejo del dolor cuando el ratón se despierta.
    NOTA: El protocolo se puede pausar aquí. Como primera pista para el éxito de tBCCAO, se puede observar la caída del párpado del ratón (Figura 2).
  12. Para la eutanasia, inyecte 3x de mezcla de MMB a los ratones y sacrifique para experimentos.

3. Observaciones generales (tasas de supervivencia y caída de párpados)

  1. Después de la cirugía, compruebe las tasas de supervivencia de todas las causas de muerte en el día 0 (después de la cirugía), 1, 3 y 7.
  2. Evaluar el caída del párpado por una escala de clasificación de 4 puntos: 1 = sin caídas, 2 = caída leve (~50%), 3 = caída grave (más del 50%), y 4 = caída severa con secreción ocular.

4. Perfusión de sangre retiniana

  1. Inyectar 200 μL de FITC-dextran (25 mg/ml) en el ventrículo izquierdo del ratón, que se utiliza comúnmente para la observación de perfusión de sangre en vasos retinianos de ratón13,14.
  2. 2 minutos después de la circulación, enuclear los ojos y fijar en 4% paraformaldehído durante 1 hora. Las retinas fueron cuidadosamente obtenidas y montadas planas, como se describió anteriormente15,y examinadas a través de un microscopio de fluorescencia.
  3. Tome fotografías de los soportes enteros de la retina a una ampliación de 4x y combínese en una sola usando un analizador de fusión, descrito previamente16.
  4. Mida las áreas perfundidas a través de una herramienta de análisis de buques en el software NIH Fiji/ImageJ.

5. Mancha occidental

  1. 3 y 6 horas después de tBCCAO, obtener los ojos de ratones y transferir inmediatamente a una placa De Petri que contiene PBS frío para aislar las retinas.
  2. Después del aislamiento de las retinas, realice la hinchazón occidental, como se describió anteriormente9.
  3. Incubar con anticuerpos para el factor-1α inducible a la hipoxia (HIF-1α; un marcador de hipoxia general) y para β-Actin (un control interno de carga) durante la noche seguido de la incubación de anticuerpos secundarios conjugados por HRP. Visualice las señales a través de la quimioluminiscencia.

6. PCR cuantitativo (qPCR)

  1. 6, 12 y 24 horas después de tBCCAO, procesar las retinas obtenidas para qPCR, como se describió anteriormente17.
  2. Realice qPCR a través del sistema PCR en tiempo real. Las imprimaciones utilizadas se enumeran en la Tabla 1. Calcule los cambios de pliegue entre los niveles de diferentes transcripciones mediante el método ΔΔCT.

7. Inmunohistoquímica (IHC)

  1. 3 días después de tBCCAO, obtener los ojos de ratones e incrustar en parafina.
  2. Corta los ojos incrustados en parafina por un microtome para obtener las secciones oculares.
  3. Desfinalice y manche las secciones oculares de 5 μm de espesor como se describió anteriormente13.
  4. Incubar con un anticuerpo para proteína ácida fibrilariana glial (GFAP; un marcador fiable para astrocitos y células de Müller en la retina) durante la noche seguido de la incubación de anticuerpos secundarios conjugados con Alexa Fluor 555.
  5. Utilice DAPI (4′,6-diamidino-2-phenylindole) para manchar el núcleo en la retina. Visualice las señales a través de un microscopio de fluorescencia.
  6. Evalúe la puntuación de morfología por una escala de clasificación de 4 puntos, como se describió anteriormente13,18: 0 = sin señal, 1 = pocos pies finales gliales positivos en la capa de células gangliona (GCL), 2 = pocos procesos etiquetados que llegan de GCL a la capa nuclear externa (ONL), y 3 = la mayoría de los procesos etiquetados que llegan de GCL a ONL.

8. Electroretinografía (ERG)

  1. 3 y 7 días después de tBCCAO, realizar ERG utilizando un domo Ganzfeld, sistema de adquisición y estimuladores LED, como se describió anteriormente9.
  2. Después de la adaptación oscura durante la noche, anestesia a ratones con una combinación de MMB bajo luz roja tenue.
  3. Utilice una solución mixta de 0,5% tropicamida y 0,5% fenilefrina para dilatar las pupilas.
  4. Coloque los electrodos activos en la lente de contacto y coloque el electrodo de referencia en la boca.
  5. Obtenga respuestas ERG de ambos ojos de cada animal.
  6. Registre las respuestas escocesas bajo una adaptación oscura con varios estímulos.
  7. Mida las amplitudes de una onda desde la línea base hasta el punto más bajo de una onda.
  8. Mida las amplitudes de onda b desde el punto más bajo de una onda hasta el pico de onda b.
  9. Mantenga a todos los ratones calientes durante el procedimiento usando almohadillas de calor.

9. Tomografía de coherencia óptica (OCT)

  1. 2 semanas después de tBCCAO, realice OCT utilizando el sistema SD-OCT, como se informó anteriormente8,9.
  2. Para la medición, someta a los ratones a la mydriasis mediante una solución mixta de 0,5% de tropicamida y 0,5% fenilefrina, y a anestesia general por una mezcla de MMB.
  3. Obtenga imágenes de escaneo B de sectores ecuatoriales de escaneos en la cara.
  4. Examine las retinas a 0,2, 0,4 y 0,6 mm de la cabeza del nervio óptico.
  5. Mida el grosor de la retina desde la capa de fibra nerviosa retiniana (NFL) hasta la membrana limitante externa (OLMO), y considere el promedio de los valores medidos como grosor retiniano de un ratón individual.
  6. Trace los resultados como diagramas de arañas.

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Resultados

Después de la circulación sistémica de FITC-dextran durante 2 minutos, se examinaron las vasculaturas retinianas de las retinas izquierda y derecha en ratones operados por sham y ratones operados por tBCCAO(Figura Suplementaria 1). Fitc-dextran era totalmente visible en las dos retinas en los ratones operados por sham y la retina izquierda en los ratones operados por tBCCAO, mientras que era parcialmente detectable en la retina derecha en los ratones operados por tBCCAO.

Despu...

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Discusión

En el estudio, hemos demostrado que la tBCCAO, utilizando suturas simples y una abrazadera, podría inducir isquemia retiniana y disfunción retiniana que lo acompaña. Además, hemos demostrado que nuestro protocolo actual para el desarrollo de un modelo de ratón de isquemia retiniana es más fácil y rápido en comparación con otros protocolos anteriores para el desarrollo de modelos de lesiones isquémicas retinianas2,3,7.

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por grants-in-aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 a Toshihide Kurihara y 20K18393 a Yukihiro Miwa) del Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología (MEXT).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Clorhidrato de atipnamezolZenoaqAntisedanPara antianestésico
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-ParaqPCR
Tartrato de butorfanolMeiji Seika PharmaVetorphalePara anestesia
Analizador BZ-IIKEYENCE-Parauna combinación de imágenes
BALB/cAJc1CLEA-Mouse cepa
β-actina (8H10D10) mAb de ratónCST3700Para Western blot
Pinza de pinzaWorld Precision InstrumentsWPI 500451Para cirugía
Pinzas Dumont #5Fine Science Tools11251-10Para cirugía
Solución DAPIDojindo340-07971Para IHC
Envisu SD-OCT sistemaLeicaR4310Para PTU
FITC-dextranoMerkFD2000SPara la perfusión sanguínea en la retina
Microscopio de fluorescenciaKEYENCEBZ-9000Para la detección de fluorescencia
Hidrato de gatifloxacinaSenju PharmaceuticalGachifuroPara la infección antibacteriana
GFAP Anticuerpo monoclonal (2.2B10)Thermo13-0300Para IHC
Almohadilla térmicaMarukanRH-200Para cirugía
HIF-1 y alfa; (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169Para Western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGEHealthcare-Paraquimioluminiscencia
MidazolamSandoz K.KSANDOZPara anestesia
Microtomo Tissue-Tek TEC 6Sakura-Paraseccionar
MedetomidinaOrion CorporationDomitorPara anestesia
Aguja soporteHandayaHS-2307Para cirugía
PuRECMAYOCorporation-ParaERG
TijeraFine Science Tools91460-11Para cirugía
Hialuronato de sodioSanten PharmaceuticalHyaleinPara lubricación ocular
Tropicamida/Clorhidrato de penilefrinaSanten PharmaceuticalMydrin-PPara midriasis
Sutura de seda 6-0NatsumeE12-60N2Para cirugía

Referencias

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086(2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75(2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822(2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387(2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275(2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878(2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20(2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119(1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503(2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620(2002).
  33. Dutton, J. Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364(2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961(2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80(2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380(2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210(2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 5, Unit 5.47 (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879(2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

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