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Artículo de método

Registros cerrados de bucle de presión-volumen biventricular torácico con catéteres de admisión en un modelo porcino

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DOI:

10.3791/62661

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18 de mayo de 2021

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1Department of Cardiology Research, Aarhus University Hospital, 2Department of Clinical Medicine, Aarhus University

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un enfoque de tórax cerrado para los registros de bucle de presión-volumen biventricular basados en la admisión en cerdos con disfunción ventricular derecha aguda.

Resumen

El registro de bucle presión-volumen (PV) permite la investigación de vanguardia de variables independientes de la carga del rendimiento ventricular. La evaluación univentricular a menudo se realiza en la investigación preclínica. Sin embargo, los ventrículos derecho e izquierdo ejercen interdependencia funcional debido a sus conexiones paralelas y seriales, fomentando la evaluación simultánea de ambos ventrículos. Además, varias intervenciones farmacológicas pueden afectar a los ventrículos y sus precargas y poscargas de manera diferente.

Describimos nuestro enfoque de tórax cerrado para los registros de bucle PV biventricular basado en la admisión en un modelo porcino de sobrecarga aguda del ventrículo derecho (RV). Utilizamos técnicas mínimamente invasivas con todos los accesos vasculares guiados por ultrasonido. Los catéteres fotovoltaicos se colocan, bajo guía fluoroscópica, para evitar la toracotomía en animales, ya que el abordaje torácico cerrado mantiene la fisiología cardiopulmonar relevante. La tecnología de admisión proporciona grabaciones de bucle fotovoltaico en tiempo real sin la necesidad de procesamiento post-hoc. Además, explicamos algunos pasos esenciales de solución de problemas durante los puntos de tiempo críticos del procedimiento presentado.

El protocolo presentado es un enfoque reproducible y fisiológicamente relevante para obtener un registro de bucle PV cardíaco biventricular en un modelo animal grande. Esto se puede aplicar a una gran variedad de investigaciones cardiovasculares en animales.

Introducción

Los bucles presión-volumen (PV) contienen una gran cantidad de información hemodinámica, incluidas las presiones y volúmenes sistólicas finales y diastólicas finales, la fracción de eyección, el volumen sistólico y el trabajo de carrera1. Además, la reducción transitoria de la precarga crea una familia de bucles de los que se pueden derivar variables independientes de la carga2,3. Esta evaluación independiente de la carga de la función ventricular hace que los registros de bucle PV sean de última generación en la evaluación hemodinámica. El registro de bucle fotovoltaico se puede realizar en humanos, pero se utiliza y recomienda principalmente en la investigación preclínica4,5,6.

Los bucles presión-volumen se pueden obtener tanto del ventrículo derecho (RV) como del ventrículo izquierdo (VI). La mayoría de las hipótesis de investigación se centran en un solo ventrículo, lo que resulta en que solo se registren asas PV univentriculares7,8,9,10. Sin embargo, los ventrículos derecho e izquierdo ejercen interdependencia sistólica y diastólica debido a sus conexiones seriales y paralelas dentro del pericardio apretado11. Los cambios en la salida o el tamaño de un ventrículo afectarán el tamaño, las condiciones de carga o la perfusión del otro ventrículo. Por lo tanto, los registros de bucle pv biventricular proporcionan una evaluación más completa del rendimiento cardíaco total. Las intervenciones farmacológicas también pueden afectar los dos ventrículos y sus condiciones de carga de manera diferente, enfatizando aún más la importancia de la evaluación biventricular.

Los catéteres fotovoltaicos pueden avanzar en cualquiera de los dos tramos mediante varios enfoques, incluido el abordaje de tórax abierto con acceso desde el ápice del corazón o a través del tracto de salida de RV7,10,12,13,14. Sin embargo, la apertura del tórax afectará las condiciones fisiológicas y puede introducir sesgos.

Basándonos en nuestra experiencia de estudios previos15,16,17,18, nuestro objetivo es presentar nuestro enfoque de tórax cerrado para los registros de bucle PV biventricular en un modelo animal grande de insuficiencia aguda de RV que tiene una influencia mínima en la fisiología cardiopulmonar (Figura 1).

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Protocolo

Este protocolo fue desarrollado y utilizado para estudios realizados de conformidad con las directrices danesas e institucionales sobre bienestar y ética animal. La Inspección Danesa de Investigación Animal aprobó el estudio (licencia n.º 2016-15-0201-00840). Se utilizó un cerdo de sacrificio hembra danés (cruzamiento de Landrace, Yorkshire y Duroc) de aproximadamente 60 kg.

1. Anestesia y ventilación

  1. Preestesite al cerdo despierto con la mezcla de Zoletil 1 ml / kg (ver Tabla de materiales) como una inyección intramuscular para reducir el estrés, el dolor y la ansiedad del animal durante el transporte.
  2. Transportar al animal desde las instalaciones de la granja hasta las instalaciones de investigación.
  3. Establecer acceso intravenoso en una vena del oído.
    1. Para hacerlo, torniquete ligeramente la oreja para causar estasis venosa de la sangre. Desinfecte la piel sobre una vena visible y recta con etanol.
    2. Punción de la vena con un catéter venoso de 20 G y suelte el torniquete. Asegúrese de fijar el acceso con cinta adhesiva para evitar desplazamientos.
    3. Enjuague con solución salina isotónica para asegurar el posicionamiento adecuado del catéter venoso. Observe una ligera decoloración de la vena a medida que pasa la solución salina.
      NOTA: Si aparece una protuberancia subcutánea, el catéter venoso está en posición subcutánea y debe retirarse. Considere la posibilidad de establecer el segundo acceso intravenoso como respaldo.
  4. Mueva al animal a una mesa de operaciones. Colóquelo en posición supina.
  5. Intubar al cerdo por laringoscopia directa con un tubo de tamaño 7. Fije el tubo al hocico/cabeza del animal para evitar cualquier extubación accidental. Asegurar el correcto posicionamiento del tubo buscando movimientos torácicos iguales en ventilación, estetoscopia y/o suficiente dióxido de carbono espiratorio.
  6. Conecte el tubo a un ventilador mecánico previamente probado e inicie la ventilación. Utilice la ventilación controlada por presión y dependiente del volumen con un volumen corriente de 8 ml/kg y ventilación de bajo flujo. La fracción de oxígeno inspirado (FiO2) puede ser de 0,21 para normoxia o superior. Ajuste la frecuencia respiratoria para apuntar al dióxido de carbono de marea final de 5 kPa.
  7. Iniciar la anestesia intravenosa total con propofol 3 mg/kg/h y fentanilo 6,25 g/kg/h. Asegurar una anestesia suficiente por la falta de reflejos corneales y respuesta a un estímulo doloroso. Aumente la infusión, si es necesario.
    NOTA: No deje al animal desatendido en ningún momento hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la reclinación esternal (protocolo de supervivencia) o haya sido sacrificado.
  8. Monitoree al animal con un electrocardiograma de 3 derivaciones y oximetría de pulso.
  9. Mide la temperatura corporal. Si es necesario, caliente el animal a una temperatura porcina normal de 38-39 ° C.
    NOTA: La hipotermia puede aumentar el riesgo de arritmogénesis desencadenada por la instrumentación19.
  10. Inserte el catéter vesical (tamaño 14) por acceso transvaginal y conéctelo a una bolsa de muestreo de orina.
  11. Dependiendo del protocolo de investigación y de la hipótesis científica a investigar, considere la administración de heparina por vía intravenosa (5000 IE repetidas cada 4-6 h, si es necesario) y/o amiodarona (infusión de 300 mg durante 20 min).
    NOTA: La heparinización se puede realizar después de que se establezcan los accesos intravasculares. Estos fármacos pueden facilitar la instrumentación, pero pueden sesgar los resultados. Alternativamente, la infusión lenta de solución salina en vainas intravenosas puede prevenir la trombosis intraluminal.
  12. Use ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad.

2. Accesos intravasculares

NOTA: Los accesos intravasculares deben establecerse en la vena yugular externa derecha, la vena yugular externa izquierda, la arteria carótida izquierda, la arteria femoral izquierda y la vena femoral derecha. En el cerdo, la vena yugular externa es mucho más grande que la vena yugular interna y, por lo tanto, más fácil de acceder. Todos los materiales necesarios para esta sección se muestran en la Figura 2A.

  1. Afeitar al animal en los sitios de punción para accesos intravasculares.
  2. Desinfecte la piel con clorhexidina (o povidona yodada) y limpie con alcohol isopropílico. Repetir durante 2 ciclos más.
  3. Coloque una cortina estéril en el área desinfectada con un orificio ubicado en el centro de la cubierta.
  4. Use un dispositivo de ultrasonido con una sonda lineal. Cubra la sonda con una cubierta estéril y use gel estéril para el examen vascular.
  5. Utilice un catéter venoso estéril de 17 G para perforar la piel y guiar la aguja al posicionamiento intravascular por ultrasonido (Figura 2B, C).
  6. Reemplace la aguja con un alambre guía utilizando la técnica de Seldinger. Retire el catéter venoso dejando solo el alambre guía en la luz intravascular. A continuación, haga una pequeña incisión en la piel (~ 5 mm) adherida al alambre guía para facilitar la inserción de la vaina.
  7. Coloque una funda de 8 francos (F) sobre el alambre guía y en el recipiente de elección (la técnica de Seldinger). Elija una vaina 8F en la vena yugular externa derecha (para la cateterización cardíaca derecha) y en la arteria carótida izquierda (para el catéter de asa PV LV). Se necesita suficiente luz para evitar dañar los catéteres.
  8. Coloque una vaina 7F en la vena yugular externa izquierda. Más tarde se cambiará por una vaina más grande (ver pasos 4.4-4.6).
  9. Coloque una vaina 7F en la arteria femoral izquierda. El acceso es para la medición invasiva de la presión arterial y el muestreo de gases en sangre.
  10. Coloque una vaina 12F (o 14F si está disponible) en la vena femoral derecha para la inserción del balón de la vena cava inferior (IVC). Considere usar un dilatador en un enfoque de dos pasos para las vainas más grandes.
  11. Confirme y controle el posicionamiento de todas las vainas mediante la extracción de sangre (venosa o arterial, respectivamente) y el lavado fácil con solución salina isotónica. Las vainas se colocan correctamente dentro de un vaso sanguíneo si se puede extraer sangre sin resistencia.
  12. Fije todas las vainas con una sutura de piel (tamaño 3.0) para evitar cualquier extracción accidental de una vaina. Las suturas de la piel se retirarán después de la finalización del protocolo junto con la eliminación de las vainas.
  13. Conecte el acceso arterial femoral al transductor de presión y calibre a la presión atmosférica. Asegúrese de que esta configuración genere la forma correcta de la curva de presión arterial.
  14. Extraiga una muestra de sangre arterial de una vaina arterial y analícela en un dispositivo de muestreo de sangre arterial para evaluar el pH, la presión arterial parcial de dióxido de carbono (PaCO2) y el oxígeno (PaO2, dependiendo de la FiO2 elegida), así como los niveles de hemoglobina, electrolitos, glucosa en sangre y lactato.
    1. Corregir los electrolitos y la glucosa en sangre, si es necesario, a los valores estándar mediante infusión del producto necesario. Especialmente, considere la corrección de los niveles de potasio ya que las alteraciones de potasio pueden aumentar el riesgo de arritmogénesis desencadenada por la instrumentación.
  15. Si el cerdo estaba en ayunas antes del experimento, considere la infusión en bolo de solución salina isotónica (10 ml / kg infundidos durante 30-60 min) o cristaloides similares para contrarrestar la hipovolemia.
  16. Considere una infusión continua de solución salina isotónica de 4 ml / kg / h para contrarrestar la transpiración durante todo el protocolo.
    NOTA: El experimento se puede pausar en este paso.

3. Cateterización del corazón derecho

  1. Enjuague un catéter Swan Ganz con solución salina y asegúrese de que el balón se infla correctamente.
  2. Conecte los puertos del catéter Swan Ganz a los transductores de presión. Restablezca la presión a la presión atmosférica manteniendo los dos puertos de presión (para la presión arterial pulmonar y venosa central, respectivamente) a nivel axilar medio del cerdo.
  3. Inserte el catéter Swan Ganz a través de la vaina 8F en la vena yugular derecha (paso 2.7).
    PRECAUCIÓN: Se deben usar delantales de plomo o protección similar siempre que se use fluoroscopia.
  4. Observe en la fluoroscopia cuando la parte distal del catéter Swan Ganz está fuera de la vaina. Inflar el balón con la jeringa asociada.
    NOTA: El inflado del globo Swan Ganz dentro de la vaina dañará el globo. La vista anterior-posterior de la fluoroscopia es suficiente para todos los procedimientos descritos.
  5. Avance el catéter Swan Ganz lentamente siguiendo sus movimientos en la fluoroscopia. Los avances más lentos permitirán que el flujo sanguíneo guíe el catéter.
  6. Observe los cambios en la señal de presión del puerto distal a medida que ingresa al RV y poco después de la arteria pulmonar (Figura 3). Asegúrese de que el catéter avance sin ninguna resistencia.
    1. Asegúrese de que la presión cambie de 5-8 mmHg en la circulación venosa central a 20-30 mmHg en la sístole y 0-5 mmHg en la diástole en el RV. Después de pasar las válvulas pulmonares, la presión diastólica será de 10-15 mmHg (consulte la Figura 3 para los cambios en las formas de la señal de presión).
      NOTA: Las presiones sistólicas en el RV y en la arteria pulmonar por encima de 40 (o una presión arterial pulmonar media por encima de 25) pueden ser un signo de hipertensión pulmonar debido a una infección neumónica en el animal. Recuerde que la ventilación mecánica con presión positiva también puede aumentar la presión arterial pulmonar.
  7. Desinfle el balón y asegúrese de que el puerto de presión distal todavía está en la arteria pulmonar principal. Utilice tanto la fluoroscopia como la señal de presión para esta verificación.

4. Inserción del catéter de presión-volumen del ventrículo derecho (Figura 4)

  1. Lea y siga las instrucciones del fabricante. Deje que el catéter fotovoltaico se empape en solución salina durante al menos 30 minutos.
  2. Abra el software de adquisición de datos (consulte la Tabla de materiales) con una configuración de 8 canales (presión, volumen, fase y magnitud de ambos ventrículos). Haga clic en Inicio para asegurarse de que se registra la señal de presión. Busque el ruido excesivo en la señal de presión. Los valores serán cercanos a 0 mmHg ya que el registrador de presión todavía está fuera del animal.
  3. Calibre la presión al nivel cero manteniendo el puerto de presión justo debajo de la superficie de solución salina para evitar efectos de presión no deseados de la columna de agua de arriba.
  4. Inserte un alambre guía largo a través de la vaina 7F en la vena yugular izquierda (paso 2.8). Guiado por fluoroscopia, avance el alambre guía a través de las venas centrales superiores, la aurícula derecha (AR) y hacia la vena cava inferior. Asegúrese de que el avance sea sin ninguna resistencia. Los eventos sistólicos prematuros son comunes a medida que el cable guía pasa la AR.
  5. Extraiga la vaina 7F dejando el alambre guía en la circulación venosa. Comprima el punto de entrada para evitar sangrado. Usando la técnica seldinger, cambie la funda 7F por la vaina 16F. Extienda la incisión de la piel para la vaina más grande si es necesario.
  6. Guiado por fluoroscopia, avance la vaina 16F sobre el alambre guía hasta que la punta de la vaina (no el dilatador) haya alcanzado el nivel de la vena cava superior (Figura 4B).
  7. Al tirar con cuidado, extraiga el dilatador y el alambre guía, pero tenga cuidado de no quitar la vaina. Enjuague la vaina con solución salina isotónica para evitar la coagulación de la sangre intraluminal.
  8. Inserte el catéter fotovoltaico en la vaina 16F.
  9. Use fluoroscopia para seguir el catéter fotovoltaico a medida que pasa a través de la vaina hasta que el puerto de presión haya salido de la vaina.
  10. Avance cuidadosamente la vaina y el catéter PV colectivamente hasta que la vaina esté justo fuera del borde pericárdico.
  11. Avance el catéter PV hacia la AR (Figura 4C).
  12. Use la longitud de la vaina para ayudar a avanzar el catéter PV desde la AR hacia el RV más colocado anteriormente; apuntar el extremo externo de la vaina 16F hacia abajo (posterior al animal supino) y medialmente, que apuntará el extremo interno de la vaina anteriormente.
  13. Avance el catéter fotovoltaico hacia el RV. Esto se puede verificar por el cambio en la señal de presión del catéter PV a una forma ventricular clásica y por la resistencia táctil a medida que el catéter PV se encuentra con el ápice ventricular derecho.
  14. Una vez que el catéter PV esté en el RV, retraiga la vaina 16F fuera de la cavidad torácica para evitar cualquier influencia hemodinámica o eléctrica del dispositivo ubicado cerca del corazón (Figura 4D).
  15. Optimice el posicionamiento del catéter fotovoltaico, basado en fluoroscopia, lo más cerca posible del ápice del RV, pero no deje que toque el endocardio.
    NOTA: Utilice la fluoroscopia para observar el exceso de contacto mecánico entre el catéter fotovoltaico y el endocardio, si lo hubiera. Esto se ve como un catéter PV doblado (incluida su coleta) y eventos sistólicos prematuros persistentes a través de la monitorización electrocardiográfica.
    1. Fije el catéter fotovoltaico al extremo externo de la vaina con cinta adhesiva para garantizar la estabilidad de la posición del catéter.
      NOTA: Ocasionalmente, un catéter flotante puede causar latidos adicionales. Si es así, intente fijarlo sin comprimir demasiado el endocardio.
  16. Siga el protocolo del fabricante para elegir el número relevante de segmentos de registro y optimizar el posicionamiento del catéter fotovoltaico en el RV, en función de las señales de fase y magnitud registradas.
    NOTA: Para los cerdos que pesan 60 kg, se utilizaron dos o tres segmentos para el RV y, con mayor frecuencia, tres segmentos para el LV para este experimento. Se requerirán menos segmentos en animales más pequeños y viceversa. El posicionamiento del catéter se basó en la magnitud de las señales inicialmente; la forma del bucle presión-magnitud debe parecerse al bucle presión-volumen deseado. La amplitud de magnitud debe ser lo más alta posible (5-10 mS). El ángulo de fase debe estar dentro de 1-3 o con la mayor amplitud posible (aproximadamente 1.5 o).

5. Inserción del catéter de presión-volumen del ventrículo izquierdo (Figura 5)

  1. Lea y siga las instrucciones del fabricante. Deje que el catéter fotovoltaico se empape en solución salina durante al menos 30 minutos.
  2. Calibre la presión a nivel cero (paso 4.3).
  3. Inserte el catéter PV en la vaina 8F en la arteria carótida izquierda.
  4. Siga el catéter fotovoltaico por fluoroscopia a medida que pasa a través de la vaina hacia las válvulas aórticas (Figura 5B). Se siente una resistencia cuando el catéter fotovoltaico es detenido por las válvulas aórticas. En la fluoroscopia, se observa la flexión del catéter.
    NOTA: Ocasionalmente, el catéter fotovoltaico se convierte en la aorta descendente. Esto se reconoce mediante fluoroscopia y una muesca aórtica menos prominente en la curva de presión del catéter fotovoltaico.
  5. Retraiga los catéteres fotovoltaicos aproximadamente 1 cm por encima de las válvulas aórticas.
  6. Sincronice el siguiente avance rápido del catéter PV a una fase sistólica del ciclo cardíaco. Esto sucederá a través de las válvulas aórticas abiertas. El éxito se puede verificar mediante el cambio en la señal de presión del catéter fotovoltaico a una forma ventricular clásica.
  7. Si los intentos de avanzar a través de las válvulas fallan, gire el catéter fotovoltaico para una mejor posición en el centro de la aorta ascendente. Vuelva a intentarlo, si es necesario.
  8. Una vez dentro del VI, optimizar el posicionamiento del catéter PV del ventrículo izquierdo basado en fluoroscopia, lo más cerca posible del ápice del VI, pero no dejar que toque el endocardio (Figura 5C). Consulte el paso 4.15.
    NOTA: Ocasionalmente, un catéter flotante puede causar contracciones cardíacas prematuras. Si es así, intente fijarlo sin comprimir demasiado el endocardio.
  9. Siga el protocolo del fabricante para elegir el número relevante de segmentos de registro y optimizar el posicionamiento del catéter fotovoltaico en el VI, en función de las señales de fase y magnitud registradas (consulte el paso 4.16).

6. Inserción del balón de la vena cava inferior

  1. Llene la jeringa para inflar con solución salina o agente de contraste según se prefiera y asegúrese de que el balón se pueda inflar correctamente.
  2. Inserte el alambre guía en la vaina 12F en la vena femoral derecha.
  3. Avance el cable guía hasta el IVC a nivel del diafragma.
  4. Inserte el globo sobre el alambre guía y muévalo hasta el nivel del diafragma en la espiración final (Figura 5D).
  5. Retraiga el alambre guía y enjuague la luz con solución salina para evitar la coagulación de la sangre.

7. Calibración del catéter de presión-volumen

  1. Lea y siga las instrucciones del fabricante.
  2. Asegurar un ritmo sinusal estable en el monitor electrocardiográfico y variables cardiopulmonares estables durante 5-10 min.
  3. Utilice el catéter Swan Ganz para medir el gasto cardíaco (CO) por termodilución. Utilice un promedio de tres inyecciones de 10 ml de glucosa isotónica de 5 °C con menos del 10% de variación. Observe la frecuencia cardíaca (FC) del animal durante la medición de CO. Calcule el volumen sistólico (SV) como SV = CO/HR (unidad mL). El CO normal es de 4-6 L/min para un cerdo de 60 kg con un volumen sistólico de 80-110 mL.
  4. Introduzca el SV en las cajas fotovoltaicas tanto para el LV como para el RV.
  5. Compruebe que se reciben señales óptimas de fase y magnitud de ambos ventrículos. En particular, las dos cajas fotovoltaicas deben grabar a diferentes frecuencias para evitar la diafonía electrónica.
  6. En la apnea transitoria, calibre ("escanee") las señales fotovoltaicas.
  7. Si la calibración es satisfactoria, asegúrese de la forma adecuada de ambos bucles fotovoltaicos ventriculares, así como de presiones y volúmenes realistas. De lo contrario, vuelva a hacer la calibración.

8. Evaluación de referencia

NOTA: El experimento se puede pausar en este nivel para la estabilización de la hemodinámica antes de que comience el protocolo de investigación.

  1. Cuando se vayan a grabar bucles fotovoltaicos, siga las instrucciones del fabricante. Pulse Inicio en el software de adquisición de datos. Asegúrese de que los bucles fotovoltaicos sigan teniendo una forma aceptable.
  2. Registre bucles fotovoltaicos de más de 30-60 s de ventilación continua. Realice el análisis encontrando el promedio de, por ejemplo, tres ciclos respiratorios. Alternativamente, realice una retención transitoria de la respiración para la espiración final en el ventilador y analice estos bucles de apnea. Considere tener una presión espiratoria final (PEEP) baja o nula positiva y una válvula de limitación de presión ajustable mínima (APL).
    NOTA: La función ventricular, especialmente la RV, se ve afectada por cambios cíclicos de las presiones intratorácicas durante la ventilación (o respiración espontánea). Es importante destacar que informe en el documento si se registraron bucles fotovoltaicos durante la ventilación o en la apnea.
  3. Para las variables PV independientes de la carga, mantenga la respiración y espere unos latidos cardíacos antes de inflar lentamente el balón IVC con el líquido elegido (paso 6.1). El balón disminuye progresivamente la precarga cardíaca.
  4. Observe cómo los bucles fotovoltaicos de RV se vuelven progresivamente más pequeños y se desplazan hacia la izquierda.
    NOTA: La disminución gradual en la precarga de RV reducirá progresivamente el volumen diastólico del extremo de RV. Los volúmenes más bajos causarán presiones y salidas más bajas (mecanismo de Starling). Para más detalles, véanse las referencias1,2,3.
  5. Es importante destacar que mantenga el balón inflado manteniendo la presión sobre la jeringa asociada el tiempo suficiente para la reducción de la precarga del VI (conectada en serie con el RV). Observe también una disminución progresiva de la presión y el volumen del VI. Consulte la sección Resultados representativos para ver ejemplos.
  6. Desinfle rápidamente el globo y encienda la ventilación.
  7. Vuelva a hacer 8.3-8.7 si la respuesta no fue satisfactoria, es decir, sin complejos cardíacos prematuros, bradicardia sinusal o función cardíaca afectada de manera similar.
  8. Deje que el cerdo se estabilice durante 2-5 minutos antes de la próxima oclusión de IVC.
    NOTA: La hemodinámica se ve afectada transitoriamente por la retención de la respiración y la reducción de la precarga, especialmente en modelos de deterioro cardiovascular.
  9. Considerar la realización de tres oclusiones satisfactorias (ver 8.7) para aumentar la robustez de los análisis estadísticos.

9. Post Protocolo

  1. En los estudios de supervivencia, retire y limpie todo el equipo intravascular (catéteres PV, balón IVC y catéter Swan Ganz).
    1. Corte las suturas de piel que mantuvieron las vainas en su lugar. Retire cada vaina tirando manualmente. Comprima en cada sitio de acceso venoso durante unos minutos para lograr la hemostasia.
    2. Para las arterias, retire la vaina y comprima más tiempo (5-10 min) para lograr la hemostasia. Alternativamente, considere el uso de un dispositivo de cierre vascular.
    3. Cierre las incisiones cutáneas de las vainas con una sutura adaptativa de la piel (3.0, sutura absorbible) para evitar sangrado e infección. Aplique 5 ml de bupivacaína (5 mg/ml) por vía subcutánea alrededor de cada incisión en la piel para aliviar el dolor.
  2. Una vez que se hayan retirado todos los dispositivos y se haya logrado la hemostasia, detenga la infusión de anestesia. Observe cuidadosamente al animal en esta fase.
  3. Mantenga al animal intubado (inicialmente con el manguito inflado) hasta que los reflejos de la garganta estén presentes y el animal esté lo suficientemente despierto para la extubación. Siga midiendo los niveles de oxígeno a través de la oximetría de pulso antes y después de la extubación para garantizar una ventilación adecuada. Aplique oxígeno si es necesario.
  4. No devuelva el animal a la compañía de otros animales hasta que esté completamente recuperado.
  5. Para la cirugía de supervivencia, mantenga las condiciones estériles adecuadas. Consulte los pasos 2.2-2.5. Observe las incisiones y suturas de la piel diariamente para detectar signos de infección, incluida la medición de la temperatura del animal.
  6. Una vez finalizado el experimento, realizar la eutanasia con una dosis letal de pentobarbital (15 mL, 400 mg/mL).

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Resultados

Las presentes instrucciones describen un enfoque para lograr grabaciones fotovoltaicas basadas en la admisión tanto del RV como del LV en un animal grande.

Para comparar nuestros registros fotovoltaicos simultáneos en rv y LV, realizamos una regresión lineal de las mediciones de CO biventricular de nuestro estudio más grande18 con el mayor número de mediciones simultáneas de RV CO y LV CO (n = 379 registros de 12 animales). Se encontró que la pendiente fue de 1,03 (IC d...

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Discusión

Este artículo describe un enfoque de tórax cerrado mínimamente invasivo reproducible para los registros de bucle de presión-volumen biventricular.

El avance del catéter PV de la AR al RV es el paso más crítico en este protocolo. La compleja composición del RV y la rigidez del catéter complican la inserción en el RV fácilmente distendido y geométricamente desafiante. Esta dificultad puede explicar por qué a menudo se prefiere la instrumentación de tórax abierto. Durante los estudios piloto, se ...

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Divulgaciones

Ninguno de los autores tiene conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Laerdal para la Medicina Aguda (3374), la Fundación Memorial de Holger y Ruth Hesse, la Fundación Søster y Verner Lippert, la Fundación Novo Nordisk (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) y la Fundación Alfred Benzon.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
12L-RSGE Healthcare Japan5141337 Sonda de ultrasonido
12L-RSGE Healthcare Japan5141337 Sonda de ultrasonido
Adhesivo Aperature (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (orificio: 6 x 8 cm)
Cortina adhesiva Aperature (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (orificio: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardarraíles plusCareFusion9002TIG01-G Bomba deinfusión
Alaris GP Guardrails plusCareFusion9002TIG01-GBomba de infusión
Alaris Set de infusiónBD Plastipak60593
Alaris Set de infusiónBD Plastipak60593
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% clorhexidina, desinfección
de la pielAlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% clorhexidina, desinfección de la piel
Guía de alambre de soporte Amplatz Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiámetro: 0.025 pulgadas, longitud: 260 cm
Guía de alambre de soporte Amplatz Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiámetro: 0.025 pulgadas, longitud: 260 cm
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD EmeraldBD307736Jeringa de 10 mL
BD EmeraldBD307736Jeringa de 10 mL
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, Jeringa de 50 mL
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, Jeringa de 50 mL
BD PlatipakBD 300613Jeringa de 20 mL
BD PlatipakBD300613Jeringa de 20 mL
BD Venflon ProBecton Dickinson Terapia de Infusión39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Terapia de Infusión39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Terapia de Infusión39320817G
BD Venflon ProBecton Dickinson Terapia de Infusión39320817G
Butomidor VetRichter Pharma AG531943 10 mg/mL
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
Introductor Check-Flo PerformerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RBFunda 16 F, 30 cm
de largo Introductor Check-Flo PerformerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RBFunda 16 F, 30 cm
de largo Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersArco en C
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersArco en C
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandiaMonitor de medición de presión
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Durapore3M-Cintaadhesiva
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E-PRESTIN-00GE Healthcare Finlandia6152932 Tubos de respiración
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Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
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Introductor de Hemostasia Fast-Cath 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
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Favorita IITipo Aesculap: GT104
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FentaniloB. Braun7103650 mikrogram/mL
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Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
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LabChartADInstrumentssoftware de adquisición de datos
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Lawton 85-0010 ZK1LaringoscopioLawton
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LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
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Lubrithal eye gelDechra, Gran Bretaña
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MBH quforaMBH-International A/S13853401Bolsa de orina
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NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Solución salina isotónica
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PICO50 Radiómetro muestreador de sangre aterial956-5522 mL
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Tubo traqueal PortexSmiths Medical100/150/075"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
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PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Número de serie: 3516-1841
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Juego de extensión de presiónCODAN7,14,020Tubo para anestésicos, 150 cm de largo, diámetro interior 0,9 mm
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PropólípidoFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/mL
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PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Balón de vena cava inferior
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Radiofocus Introducer IIVainas Radiofocus/TerumoRS+B80N10MQ6+7+8F
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Rompun VetBeyer86450917Xilacina, 20 mg/mL
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R& uuml; sch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Catéter vesical, tamaño 14
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S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Ventiladormecánico
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Safersonic Conti Plus & Innovaciónmédica Safergel SECMASAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Cubierta de transductor estéril Safersonic con área adhesiva y Safergel)
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Catéter ScisenseTransonic ScisenseFDH-5018B-E245BNúmero de serie: 50-533. Catéter de presión-volumen
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Scisense Sistema de medición de presión-volumenTransonic ScisenseADV500Modelo: FY097B. Caja de presión-volumen
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Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
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control de presión TruWaveEdwards Lifesciences T434303A210 cm
Juego de control de presión TruWaveEdwards LifesciencesT434303A210 cm
Vivid iqGE Sistemas Médicos ChinaVivid iq
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Zoletil 50 Vet (tiletamina 125 mg y zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix para cerdos: 1 vial de Zoletil 50 Vet (materia seca); añadir 6,25 mL de xilozana (20 mg/mL), 1,25 mL de ketamina (100 mg/mL) y 2,5 mL de Butorfanol (10 mg/mL). Dosis para preanestesia: 10 mL/10 kg como inyección intramuscular
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg y zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix para cerdos: 1 vial de Zoletil 50 Vet (materia seca); añadir 6,25 mL de xilozana (20 mg/mL), 1,25 mL de ketamina (100 mg/mL) y 2,5 mL de Butorfanol (10 mg/mL). Dosis para preanestesia: 10 mL/10 kg como inyección intramuscular
Juego de

Referencias

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