Describimos un modelo de pericarditis estéril en minicerdos para estudiar la miopatía auricular y la fibrilación auricular (FA). Presentamos técnicas quirúrgicas y anestésicas, estrategias de acceso vascular y un protocolo para estudiar la inducibilidad de la FA.
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Artículo de método
Pericarditis estéril en minicerdos de Aachener como modelo para la miopatía auricular y la fibrilación auricular
En este artículo
Resumen
Resumen
La fibrilación auricular (FA) es la arritmia más común causada por la remodelación estructural de las aurículas, también llamada miopatía auricular. Las terapias actuales solo se dirigen a las anomalías eléctricas y no a la miopatía auricular subyacente. Para el desarrollo de nuevas terapias, es necesario un modelo animal grande reproducible de miopatía auricular. Este artículo presenta un modelo de miopatía auricular inducida por pericarditis estéril en minipígs de Aachener. La pericarditis estéril se indujo rociando talco estéril y dejando una capa de gasa estéril sobre la superficie epicárdica auricular. Esto condujo a la inflamación y la fibrosis, dos componentes cruciales de la fisiopatología de la miopatía auricular, lo que hace que las aurículas sean susceptibles a la inducción de la FA. Dos electrodos de marcapasos se colocaron epicárdicamente en cada aurícula y se conectaron a dos marcapasos de diferentes fabricantes. Esta estrategia permitió la estimulación programada auricular no invasiva repetida para determinar la inducibilidad de la FA en puntos de tiempo específicos después de la cirugía. Se utilizaron diferentes protocolos para probar la inducibilidad de la FA. Las ventajas de este modelo son su relevancia clínica, con la inducibilidad de la FA y la rápida inducción de la inflamación y la fibrosis -ambas presentes en la miopatía auricular- y su reproducibilidad. El modelo será útil en el desarrollo de nuevas terapias dirigidas a la miopatía auricular y la FA.
Introducción
La fibrilación auricular (FA) es la arritmia cardíaca más prevalente, lo que lleva a una morbilidad, mortalidad y gastos de atención médica significativos1. En muchos casos, la FA es simplemente el síntoma eléctrico de la miopatía auricular subyacente, que se define por la remodelación estructural, eléctrica, autónoma y contráctil de las aurículas. Esta miopatía auricular puede provocar FA y accidente cerebrovascular 2,3. La mayoría de las terapias solo se dirigen a la remodelación eléctrica, pero no se dirigen a los cambios estructurales subyacentes en las aurículas (inflamación y fibrosis)4,5,6,7. Esta es probablemente una de las razones por las que las terapias actuales son solo marginalmente efectivas, especialmente en la miopatía auricular más avanzada8.
Un modelo animal reproducible es crucial para atacar la inflamación y la fibrosis presentes en la miopatía auricular. Se han desarrollado modelos de taquipaciamiento auricular en varias especies animales grandes 9,10,11,12. En estos modelos, el tejido auricular se estimula continuamente durante largos períodos para inducir cambios eléctricos y, finalmente, estructurales. Las principales desventajas de los modelos de taquipaciamiento son la larga duración antes de que aparezcan los signos estructurales de la miopatía auricular y su relevancia solo para los síndromes clínicos en los que se desarrollan anomalías eléctricas antes de la miopatía auricular. Un riesgo teórico es el fracaso del ritmo-plomo debido a la fibrosis durante el seguimiento prolongado9.
En modelos de pericarditis estéril, se rocía talco estéril sobre la superficie epicárdica de las aurículas para inducir una reacción inflamatoria y fibrótica aguda, dando lugar a miopatía auricular13,14. Los cerdos tienen una anatomía y fisiología cardíaca similar a la de los humanos y, por lo tanto, los modelos porcinos tienen una alta relevancia traslacional. Las ventajas de usar minicerdos son que son más fáciles de manejar debido a su tamaño más pequeño que las cepas de cerdo convencionales y se pueden mantener durante un largo período sin ningún aumento significativo en el peso corporal10. Todas estas razones hacen que la pericarditis estéril en minipigs sea un excelente modelo para la investigación de la miopatía auricular y la fibrilación. Este protocolo y vídeo tienen como objetivo facilitar la configuración de este modelo en diferentes centros de investigación y estandarizar protocolos para estudiar la inducibilidad de la FA.
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Protocolo
Este protocolo ha sido aprobado por el Comité Ético de la Universidad de Amberes para la Experimentación con Animales (número de caso 2019-29) y sigue las directrices de cuidado animal de la Universidad de Amberes. Diecisiete minipigs Aachener de 6 meses de edad (macho, castrado) que pesan ~ 20 kg fueron seleccionados para este estudio.
1. Medicación y anestesia
- Premedicación
- Asegúrese de que los cerdos estén en ayunas durante 12 h, pero con acceso ilimitado al agua.
- Para la sedación, administrar lo siguiente en una inyección intramuscular: atropina 0,05 mg/kg, ketamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
- Determine el peso exacto del cerdo después de que haya perdido el conocimiento (aproximadamente 10 minutos después de la dosis). Transportar al cerdo al quirófano.
- Coloque el cerdo en una almohadilla térmica.
- Aplique monitoreo de ECG, oxímetro de pulso y realice una termometría inicial.
- Inserte un catéter sobre la aguja (22 G) en la vena marginal del oído o en la vena safena externa.
- Anestesia
- Para la inducción de la anestesia, administrar un bolo de propofol (1-4 mg/kg IV) antes de iniciar la intubación. Si se observa anestesia superficial, administre un bolo adicional de midazolam 0,2 mg/kg IV y proceda a la intubación después de ~5 min.
- Intubación
- Coloque al cerdo en posición prona.
- Pídale a un asistente que mantenga la boca abierta del animal usando dos eslingas de gasa y / o un esparcidor bucal. Rocíe 1 ml (10 mg) de lidocaína en la laringe con una jeringa sin aguja de 2 ml, espere 30-60 s para desensibilizar la laringe y luego continúe.
- Coloque un tubo endotraqueal (ETT) con un diámetro interno de 6,5 mm utilizando un laringoscopio. Use un laringoscopio para visualizar, desplace la epiglotis del paladar blando y coloque un estilete en el ETT para una mejor manipulación.
NOTA: La boca del cerdo no se puede abrir ampliamente, y la distancia desde la punta de la nariz hasta la laringe es larga. Por lo tanto, la visualización de la glotis rima es limitada. Por lo tanto, el ETT y el stylet ayudan a la visualización.
- Al conectar el ventilador, administre medicamentos suplementarios si es necesario: midazolam 0,5 mg/kg IV y/o alfentanilo 30 μg/kg IV.
- Utilice los siguientes ajustes del ventilador: ventilación de control de volumen (VCV) con un volumen corriente preestablecido de 10 ml/kg, que conduce a una presión inspiratoria máxima (PIP) de 11-15 cmH20, una PEEP de presión positiva al final de la espiración de 2-5 cmH20; frecuencia respiratoria: 12-16 Brpm para mantener el CO2 final de marea (ETCO2) entre 35-45 mmHg; FiO2: 50% (se reducirá cuando la saturación es del 100%); sevoflurano 2,5%.
- Para la analgesia, use alfentanilo 0.5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Administrar un bolo de 10 mL/kg de plasmalito 3-5 mL· (kg·h) -1 durante 10-20 min para corregir la hipotensión por hipovolemia.
- Administrar 1 g de cefazolina IV. Por cada 2 h de cirugía, administre 500 mg adicionales de cefazolina IV.
NOTA: Para obtener una visión general de la medicación de emergencia que se debe tener a mano en el quirófano, consulte la Tabla 1. El cateterismo vesical urinario es difícil en cerdos machos y, en general, no es necesario para este procedimiento. - Afeitar la región torácica y del cuello del animal.
- Aplique ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad y la irritación ocular durante la anestesia.
- Monitoree continuamente los parámetros vitales. Verifique la profundidad de la anestesia al menos cada 10 minutos evaluando si el tono de la mandíbula está relajado, el reflejo palpebral está ausente, los ojos están rotados y no hay signos conductuales de excitación. Verifique el color de la mucosa y el tiempo de recarga capilar para evaluar la perfusión tisular. Registre todos los datos, junto con todos los medicamentos administrados, en una tabla anestésica individual.
- Colocación de la línea arterial
- Prepare el sistema conductor de presión. Agregue 5000 UI de heparina a una bolsa INTRAVENOSA de 500 ml de NaCl al 0,9%.
- Devuelva al animal a la posición supina. Extienda la pierna y localice la arteria femoral mediante ultrasonido con la sonda vascular en forma de carótida. Desinfectar la zona inguinal con clorhexidina. Use umonium para la esterilización de la sonda de ultrasonido (o use una cubierta de transductor estéril) y use guantes estériles para asegurar la técnica antiséptica.
- Punción de la arteria femoral mediante la guía ecográfica. Inserte una funda de 3 Fr utilizando la técnica de Seldinger.
NOTA: Debido al pequeño diámetro de la arteria femoral, puede ser útil dejar que un asistente inserte el alambre guía a través de la aguja. Solo la acción de levantar la sonda de ultrasonido puede dislocar la punta de la aguja. - Fije la vaina con una sutura. Conecte la vaina al transductor y enjuague. Controle la presión arterial en tiempo real.
2. Cirugía
- Preparación
- Asegúrese de que el animal esté en decúbito supino en una posición estable. Para mayor estabilidad, coloque las bolsas intravenosas precalentadas en una posición paraespinal para apoyar al animal.
- Coloque la placa de puesta a tierra de la electrocauterización debajo del animal. Use una pequeña cantidad de gel de ultrasonido para asegurar el contacto adecuado con la piel.
- Preparación de la piel: afeitar al animal en las siguientes regiones: cuello, miembros superiores, tórax anterior, parte superior del abdomen, sitios de electrodos inguinales y ecg. Realiza tres exfoliantes alternantes con alcohol al 70% y yodo al 2% para desinfectar adecuadamente la piel.
- Coloque cortinas estériles. Envuelva las garras del animal en sábanas o guantes estériles también. Use una gasa estéril para retraerlos.
- Para garantizar condiciones estériles, cubra el área quirúrgica con cubiertas quirúrgicas estériles, use instrumentos estériles y trabaje en condiciones estériles hasta el cierre de la piel.
NOTA: Durante todo el procedimiento, los cirujanos deben usar una gorra para el cabello, una máscara bucal, una bata quirúrgica y guantes estériles.
- Colocación quirúrgica de un catéter venoso central permanente (CVC)
- Haga una incisión de 5 cm en el surco en el borde medial del músculo esternocleidomastoideo. Diseccionar sin rodeos hasta que se alcance la vena yugular interna.
- Retire el tejido fibroso alrededor de la vena y coloque una sutura cuadrada (= 3 a 4 puntos de sutura que formen un círculo) con Prolene 6-0 alrededor del sitio de cateterismo deseado para obtener el control de los vasos.
- Cannular la vena yugular interna con un CVC de 3 triples lúmenes franceses utilizando la técnica de Seldinger. Apriete la sutura Prolene 6-0 alrededor del catéter.
- Fije el mango del catéter al músculo esternocleidomastoideo.
- Tunelice las tres luminas del catéter por separado: use un par grande de tijeras de disección romas para crear el túnel y una pinza atraumática tire de la lumina del catéter a través del túnel. Fije los extremos del catéter firmemente a la piel y coloque en el puerto de inyección sin aguja. Los sitios de salida de la lumina del catéter están situados detrás de la oreja y lo más lejos posible del sitio de incisión para garantizar una longitud de trayectoria máxima del catéter debajo de la piel.
- Cierre el sitio de la incisión en dos capas.
- Esternotomía
- Haga una incisión mediana desde el manubrio del esternón hasta 3 cm por debajo del proceso xifoide hasta que el esternón se haga evidente.
- Diseccionar sin rodeos caudalmente del proceso xifoideo. Coloque un dedo en el lado visceral del esternón y retire el tejido conectivo en la medida de lo posible siguiendo la superficie esternal visceral.
NOTA: El tejido conectivo se extrae para prevenir la lesión miocárdica mientras se realiza la esternotomía. - Use la sierra de esternón para cortar el esternón. Controle todos los sitios de sangrado. Use el esparcidor de esternón para agrandar el acceso a la cavidad torácica. Evite dañar la pleura.
- Abra el pericardio con cuidado y use suturas de suspensión para mantenerlo fuera del campo quirúrgico.
- Colocación del plomo del marcapasos (ver Figura 1)
- Coloque un cable de marcapasos en la aurícula izquierda.
- Pruebe el mecanismo de extensión y retracción del tornillo de fijación del plomo. Luego, coloque la punta en un fórceps (curvo) y curve el estilete en 60 ° si es necesario.
- Coloque una compresa en el ventrículo izquierdo y tire suavemente a un lado para tener una vista de la aurícula izquierda.
NOTA: La presión sobre el ventrículo causará rápidamente hipotensión. Asegúrese de que el anestesiólogo anticipe esto con dosis bajas de norepinefrina a través del CVC. Libere el ventrículo cuando la presión arterial media caiga por debajo de 40 mmHg durante >20 s. Solo proceda cuando la presión arterial del animal se haya normalizado. - Tras la visualización de la aurícula izquierda, coloque firmemente la punta principal en la pared libre auricular izquierda, lo más cerca posible de las venas pulmonares y lo más lejos posible del ventrículo. Atorníllelo extendiendo la hélice hacia el tejido auricular, preferiblemente con una ligera inclinación. Haga esto lo más rápido posible y libere la presión sobre el ventrículo izquierdo de inmediato.
- Mida el umbral de detección y estimulación y la impedancia del cable utilizando un estimulador eléctrico programable o un programador de marcapasos. Asegúrese de que no haya sobrecaptura ventricular (QRS amplio en el ECG) al caminar a altos voltajes (10 V). Si no está satisfecho, retraiga la hélice del plomo y comience de nuevo desde el paso 2.4.1.1.
NOTA: El umbral de ritmo normal debe ser de <1 V con un ancho de pulso de 0,5 ms (normalmente ~ 0,5 V @ 0,5 ms).
- Coloque un cable de marcapasos en la aurícula derecha, completamente análogo a la colocación del cable auricular izquierdo.
- Asegúrese de que ambas derivaciones salgan del tórax en la línea media; la derivación auricular izquierda debe ser tunelizada a través de la grasa subcutánea abdominal desde el proceso xifoide hasta el flanco izquierdo, la derivación auricular derecha hasta el flanco derecho.
- Haga un bolsillo de marcapasos en la grasa subcutánea en el flanco izquierdo y derecho del cerdo. Conecte los marcapasos a los cables y colóquelos dentro de los bolsillos. Conecte un marcapasos capaz de realizar un ritmo de ráfaga (50 Hz) con el cable auricular izquierdo (para permitir el ritmo) y un marcapasos de un fabricante diferente (para evitar la diafonía mientras lee ambos marcapasos simultáneamente) al cable auricular derecho (para permitir la detección). Cierre en 2 capas con suturas individuales clásicas, la capa interna con Vicryl 1-0 y la capa externa con Mersilene 0.
- Coloque un cable de marcapasos en la aurícula izquierda.
- Inducción de pericarditis estéril
- Exponga las aurículas nuevamente tirando suavemente a un lado de los ventrículos. Cubra los ventrículos con una gasa (y retire la gasa después).
- Rocíe talco estéril sobre la superficie epicárdica de ambas aurículas utilizando el dispensador que se incluye en el paquete. Como la bradicardia y la hipotensión seguirán a esta manipulación, dé al corazón el tiempo suficiente para recuperarse espontáneamente después de aproximadamente un minuto; si es necesario, iniciar o aumentar (la velocidad de infusión de) un goteo de norepinefrina.
- Deje una capa de gasa estéril (5 cm x 5 cm) sobre la superficie epicárdica de ambas aurículas: una pieza a la izquierda y otra a la derecha.
- Verifique la posición de los cables del marcapasos por última vez antes de comenzar el cierre.
- Cerrar el pecho
- Deje un drenaje en el mediastino y haga un túnel hasta la superficie de la piel. Conecte el desagüe a un frasco de vacío estéril; abra la conexión cuando la primera capa de la piel esté cerrada (para evitar fugas de aire). Retire el desagüe cuando lleve al animal de vuelta a su establo.
- Cierre el pericardio con Prolene 6-0.
- Cierre el esternón utilizando una técnica clásica de cerclaje con alambre de acero inoxidable.
- Cierre el subcutis en dos capas con rosca reabsorbible.
- Realizar un bloqueo esternal infiltrando 5 ml de bupivacaína al 0,5% en la piel; asegurar el contacto óseo con el esternón para infiltrarse en el periostio.
NOTA: Alternativamente, podría ser aún mejor usar analgesia preventiva realizando el bloqueo esternal ANTES de la incisión del esternón. - Cierre la piel con una sutura intradérmica continua utilizando hilo reabsorbible.
3. Cuidados postoperatorios
- Progresivamente, apague todos los sedantes mientras cierra la piel del animal.
- Mantenga al animal en la sala de cirugía con un monitoreo cercano de la temperatura corporal, la ventilación y la permeabilidad de las vías respiratorias, la oxigenación y los parámetros hemodinámicos.
- Debido a una caída sustancial en la temperatura corporal que ocurre con frecuencia durante el procedimiento, mantenga al animal caliente usando mantas, almohadilla térmica y compresas calientes. Proporcione oxígeno durante la recuperación, especialmente cuando se observan escalofríos.
- Aplicar un parche de fentanilo de 50 μg/h para la analgesia postoperatoria. Debido a que hay un retraso de 6-8 h antes de que el parche de fentanilo sea efectivo, administre 0.05-0.1 mg / kg de morfina por vía subcutánea para cerrar este período.
- Cuando el animal está estable, está mostrando un aumento de la temperatura corporal; puede levantar la cabeza; está tragando; muestra reflejos oculares normales; y respira espontánea, libre y profundamente sin una ETT en su lugar, sin signos de obstrucción de las vías respiratorias superiores; se puede transportar de vuelta a la pluma. Proporcione medios de calentamiento durante la fase de recuperación (por ejemplo, lámpara infrarroja, estera de calefacción, mantas).
NOTA: Evite volver a poner al animal en el corral demasiado pronto ya que es posible un paro respiratorio, incluso horas después del cese de los narcóticos. - Realice un chequeo al animal: cada 15 minutos durante la primera hora postoperatoria, luego cada hora durante las primeras 4-6 h o con más frecuencia si el animal no se siente cómodo. Cuando el animal muestre signos de dolor, administrar morfina suplementaria por vía subcutánea 0.025–0.05 mg/kg cada 2 h hasta que esté cómodo. Administrar 1 g de cefazolina 8 y 16 h después de la cirugía.
NOTA: La evaluación del dolor consiste en elementos subjetivos como la actitud, el comportamiento (estar de pie, comer, beber) y la mueca. Los signos objetivos de dolor son la frecuencia cardíaca elevada, la frecuencia respiratoria elevada y la respiración superficial. El animal volverá a su estado y comportamiento normales en un plazo de 24 h. Retire el parche de fentanilo el día 3 después de la operación.
4. Taquipacado auricular para la inducción de la FA
- Inyecte ketamina 10 mg/kg y midazolam 0,5 mg/kg por vía intramuscular (sin atropina) y espere hasta que se alcance un nivel suficiente de sedación.
- Pesa el cerdo nuevamente para el seguimiento. Coloque al animal en un cabestrillo de sujeción y llévelo al quirófano.
- Conecte el monitoreo de ECG y saturación de oxígeno y coloque las cabezas del programador sobre sus marcapasos correspondientes. Interrogar a los marcapasos.
- Verifique la configuración del marcapasos para detectar la aparición de FA espontánea. Busque una advertencia de plomo ventricular cuando use un marcapasos de doble cámara.
- Determinar la impedancia y los umbrales de detección y ritmo. Al realizar estudios de electrofisiología (EP), siempre al ritmo del doble del voltaje umbral y observe un aumento en el umbral de voltaje durante el experimento.
- Determinar el período refractario efectivo auricular (AERP) aproximado por la duración más corta del ciclo en el que se mantiene la captura 1:1 durante la estimulación por ráfaga.
NOTA: Este método es diferente de la determinación clínica de AERP pero más relevante para este protocolo. - Determine el tiempo de conducción entre las derivaciones auriculares izquierda y derecha midiendo el tiempo entre el inicio del pico de estimulación y la despolarización auricular en la derivación auricular derecha.
- Para el primer protocolo, aplique un ritmo de ráfaga durante 20 s con una longitud de ciclo de AERP + 30 ms. Después del cese de la estimulación, verifique la presencia de FA y mida cuánto tiempo dura el episodio. Haga una pausa de al menos 5 s entre cada sesión de ritmo y espere hasta que la frecuencia cardíaca del ritmo sinusal se haya recuperado a la línea de base. Repita esta ≥10 veces; nótese la visualización de la inducibilidad de la FA como porcentaje: la proporción de intentos "exitosos" a la cantidad total de intentos de inducir la FA.
NOTA: Solo los episodios > 5 s se consideran relevantes. - Para el segundo protocolo, aplique un ritmo de ráfaga durante 20 s, comenzando con una longitud de ciclo de AERP + 20 ms. Durante la siguiente ráfaga, disminuya la duración del ciclo hasta la duración mínima del ciclo con captura 1:1. Repita esto al menos 10 veces. Tenga en cuenta la duración del FA y la inducibilidad del FA.
- Para el tercer protocolo, aplique un ritmo de ráfaga para 5 s a 50 Hz. Repita esto al menos 10 veces. Tenga en cuenta la duración del FA y la inducibilidad del FA.
- Deje que el animal despierte o continúe con otros procedimientos (por ejemplo, ecocardiografía, tratamiento, extracción de sangre)
5. Eutanasia
- Después del experimento, que duró un mes, los animales son sacrificados con una sobredosis de pentobarbital IV (50 mg / kg, IV). Los criterios de valoración humanitarios para la eutanasia fueron signos persistentes de dolor o malestar intensos, a pesar del tratamiento adecuado. Esto se evalúa clínicamente a diario: los signos alarmantes incluyen hipertensión, taquicardia, aumento de la frecuencia respiratoria, cambios de comportamiento (inquietud, inmovilización, vocalización) y apretamiento de la mandíbula.
6. Cirugía simulada
- Realice el mismo protocolo sin rociar talco sobre el epicardio auricular o dejar una capa de gasa estéril.
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Resultados
Morbilidad y mortalidad:
Cuando comenzamos a desarrollar este modelo de pericarditis estéril en minipigs de Aachener, notamos una mortalidad perioperatoria de 4 de cada 17 cerdos (23,5%): 3 de cada 4 muertes ocurrieron en las primeras 6 cirugías debido a un "efecto de curva de aprendizaje". Las etiologías fueron las siguientes: 2 cerdos murieron a causa de un paro respiratorio postoperatorio; este problema se resolvió reduciendo la dosis de alfentanilo. Un cerdo murió a causa de la fibrilación ventric...
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Discusión
Un modelo animal grande confiable es un activo importante para el estudio de la miopatía auricular y la FA y el desarrollo de nuevas terapias para la FA. La implantación de derivaciones de marcapasos en el epicardio auricular permitió un seguimiento longitudinal y pruebas electrofisiológicas repetitivas, lo cual es difícil en animales pequeños. Los minipigs son fáciles de manejar, y sus corazones son estructural y fisiológicamente similares al corazón humano10.
El model...
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Divulgaciones
Ninguno de los autores tiene ningún conflicto de intereses que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por una beca de investigación Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) y una beca Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) de la Universidad de Amberes; por una beca de Investigador Clínico Senior (a VFS) y subvenciones de investigación del Fondo para la Investigación Científica de Flandes (números de solicitud 1842219N, G021019N, G0D0520N y G021420N); por una beca de investigación de ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); por una subvención Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Agradecemos a las firmas Abbott y Boston Scientific por patrocinar una gran parte de los líderes de marcapasos y a las firmas, Medtronic y Biotronik, por el préstamo de un programador de marcapasos. Agradecemos al personal de animales de la instalación de animales de la Universidad de Amberes por su excelente cuidado de los animales.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Minicerdo Aachener, 6 meses, macho, castrado, peso 15-25 kg | Carfil | ||
| Anestesia y preparación | |||
| Electrodos | |||
| Tubo endotraqueal 6,5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| Desfibrilador automático externo | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Almohadilla térmica | OK.OUB | 60321 | |
| Catéter intravenoso 22 GA, 1 pulgada | BD | 381323 | |
| Hoja de laringoscopio tamaño 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirador | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Afeitadora | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Bomba de accionamiento de jeringa | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Colocación de vías venosas arteriales y centrales | |||
| 3-lumen set de cateterismo venoso central, 7 franceses, 16 cm, guía de 0,032 pulgadas | Arrow medical | EU-22703-ES | |
| Arteral catéter 3 francés, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Dispositivo de acceso Luer | B. Braun | 415122-01 | |
| Líquidos: Bolsas intravenosas de plasmalito, glucosa 5%, NaCl 0,9% (500 mL o 1000 mL) | |||
| solución salina | |||
| Agujas: 18 Ga / 40 mm y 22 Ga / 40 mm | |||
| Juego de control de presión, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Tubo de presión 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| sutura con aguja | |||
| Jeringas Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Gel de ultrasonido | Zelandia coating | 446-1 | |
| Ultrasonido con sonda vascular | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Set quirúrgico | |||
| Tijeras quirúrgicas de punta roma | Martin | 11-934-25 | |
| 60 grados curvadas Pinza Debakey | Aesculap | FB403 | |
| Pinza anatómica | AS | 13-102-16 | |
| Pinza Debakey | Geister | 10-0634 | |
| Módulo de electrocauterización | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Soportes para alambre de acero inoxidable | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Atornillador de agujas, fino | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Destornillador de agujas, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Esparcidor de costillas | Martin | 24-178-01 | |
| Bisturí | Swann-Morton | 0511 | nº 24 |
| Tijeras para alambre de acero inoxidable | Jakobi | 411830 | |
| Esparcidores | AS | 16-058-00 | |
| Sierra de esternón | Eure-Power 5000020 | ||
| Hoja de sierra de esternón | MicroAire | ZR-032M | |
| Consumibles quirúrgicos | |||
| Desinfectante: yodo, clorhexidina | |||
| Lápiz de electrocauterización con pulsador, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipo | ESPB4001LQ | |
| Tubo gástrico | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mascarillas bucales, redecillas para | |||
| Matraz de vacío Oriflex-4 para drenaje quirúrgico | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Acero inoxidable monofilamento sutura no absorbible | Ethicon | W995 | |
| Estéril cortinas | 3M | 9010 | |
| Gasa estéril 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| estériles | |||
| Bata | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Estimulación cardíaca | |||
| Electrodo de estimulación bipolar Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Cable de estimulación bipolar Zarcillo STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Gö ttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Gö Cubierta de suspensión ttingen Minipig Lomir | SS CEG1 | ||
| Estimulador cardíaco Micropace | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Marcapasos para marcapasos | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Marcapasos para detección | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Programador de marcapasos para estimulación | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Programador de marcapasos para la detección de | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medicación | |||
| Adrenalina 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropina 0,5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µ g/mL, 1 ml clonidina | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazolina 2 g polvo | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarona | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µ g/h parches de fentanilo | Janssen-Cilag | ||
| Glucosa 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0,25 mg/mL, 2 mL digoxina | Aspen | ||
| Marcaine 0,5% + adrenalina 1:200.000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL Sterop | |||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglicerina | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenalina 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamina 1400 UI/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0,5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurano, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurio | Aspen |
Referencias
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
- Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).
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