Summary
Pour développer de nouvelles interventions thérapeutiques pour la prévention et la prise en charge des maux de dos, des modèles animaux sont nécessaires pour examiner les mécanismes et l’efficacité de ces thérapies dans une perspective translationnelle. Le présent protocole décrit le test BMS, une méthode normalisée pour évaluer la sensibilité mécanique dorsale chez le rat.
Abstract
La lombalgie est la principale cause d’invalidité dans le monde, avec des conséquences personnelles, économiques et sociales dramatiques. Pour développer de nouvelles thérapies, des modèles animaux sont nécessaires pour examiner les mécanismes et l’efficacité des nouvelles thérapies d’un point de vue translationnel. Plusieurs modèles de maux de dos chez les rongeurs sont utilisés dans les enquêtes actuelles. Étonnamment, cependant, aucun test comportemental standardisé n’a été validé pour évaluer la sensibilité mécanique dans les modèles de maux de dos. Ceci est essentiel pour confirmer que les animaux souffrant de maux de dos présumés présentent une hypersensibilité locale aux stimuli nociceptifs et pour surveiller la sensibilité lors d’interventions conçues pour soulager les maux de dos. L’objectif de cette étude est de mettre au point un test simple et accessible pour évaluer la sensibilité mécanique du dos des rats. Une cage d’essai a été fabriquée spécifiquement pour cette méthode; longueur x largeur x hauteur: 50 x 20 x 7 cm, avec un treillis en acier inoxydable sur le dessus. Cette cage d’essai permet l’application de stimuli mécaniques sur le dos. Pour effectuer le test, le dos de l’animal est rasé dans la région d’intérêt et la zone d’essai est marquée pour répéter le test à des jours différents, au besoin. Le seuil mécanique est déterminé avec des filaments de Von Frey appliqués sur les muscles paraspinaux, en utilisant la méthode haut-bas décrite précédemment. Les réponses positives comprennent (1) des contractions musculaires, (2) une cambrure (extension du dos), (3) une rotation du cou (4) un grattage ou un léchage du dos et (5) une fuite. Ce test comportemental (test de sensibilité mécanique du dos (BMS)) est utile pour la recherche mécanistique avec des modèles de maux de dos chez les rongeurs pour le développement d’interventions thérapeutiques pour la prévention et la gestion des maux de dos.
Introduction
La lombalgie est la principale cause d’invalidité dans le monde, qui a des conséquences personnelles, économiques et sociales dramatiques 1,2,3,4. Chaque année, environ 37 % de la population est touchée par la lombalgie5. La lombalgie disparaît généralement en quelques semaines, mais récidive chez 24 % à 33 % des individus, devenant chronique dans 5 % à 10 % descas2. Pour comprendre les mécanismes et les impacts de la lombalgie ainsi que les effets de différentes interventions thérapeutiques, plusieurs modèles animaux de lombalgie ont été utilisés, imitant les conditions cliniques ou certains composants de la lombalgie6. Ces modèles de souris et de rats peuvent être classés dans une ou plusieurs des catégories suivantes : (1) lombalgie discogénique7,8,, (2) lombalgie radiculaire 8,9,10,11, (3) arthrose articulaire facettaire 12 et (4) lombalgie musculaire 13,14 . Comme la douleur ne peut pas être mesurée directement chez les espèces non humaines, de nombreux tests ont été développés pour quantifier les comportements douloureux dans ces modèles8. Ces tests évaluent les comportements évoqués par un stimulus nocif (force mécanique 15,16,17, stimulation thermique 18,19,20,21,22,23,24,25) ou produits spontanément26,27,28,29.
Les méthodes utilisant des stimuli mécaniques comprennent le test de Von Frey 15,16 et le test de Randall-Selitto17. Les méthodes utilisant des stimuli thermiques comprennent l’essai de battement de queue18, l’essai de plaque chauffante19, l’essai Hargreaves20 et l’essai de sonde thermique21. Les méthodes utilisant des stimuli froids comprennent le test sur plaque froide22, le test d’évaporation de l’acétone 23 et le test plantaire à froid24. Les méthodes de comportements spontanés comprennent les échelles de grimace26, l’enfouissement 27, l’analyse de la mise en charge et de la marche 28, ainsi qu’une analyse comportementale automatisée29. Malgré ces nombreux tests disponibles, aucun d’entre eux n’est conçu spécifiquement pour les modèles de maux de dos.
L’objectif de cette étude est de mettre au point un test simple et accessible pour évaluer la sensibilité mécanique du dos des rats. La technique est largement basée sur le test de Von Frey appliqué à la surface plantaire de la patte postérieure15,16. Le principe de base du test de Von Frey est d’utiliser une série de monofilaments dans la région d’intérêt, délivrant des forces prédéterminées constantes. Une réponse est considérée comme positive si le rat montre un comportement nocifensif. Le seuil mécanique peut alors être calculé en fonction des filaments qui ont suscité des réponses. Dans la présente étude, une méthode simple et accessible adaptée du test de Von Frey est fournie pour déterminer la sensibilité mécanique dans le dos des rats.
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Protocol
Le protocole expérimental a été approuvé par le comité de protection des animaux de l’Université du Québec à Trois-Rivières et conforme aux lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et aux lignes directrices du Comité de recherche et d’éthique de l’Association internationale pour l’étude de la douleur (IASP). La présente étude a utilisé six rats Wistar mâles (poids corporel: 320-450 g; âge: 18-22 semaines). Les animaux ont été obtenus d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Les données de ces rats proviennent du plus grand échantillon d’une étude précédente30.
1. Préparation expérimentale
- Hébergez les animaux dans une pièce à température contrôlée dans des installations standard pour animaux avec accès à la nourriture et à l’eau ad libitum et un cycle lumière-obscurité de 14 h à 10 h. Assurez-vous que tous les animaux sont en bonne santé le jour des expériences.
- Générez le modèle animal de maux de dos chroniques en suivant les étapes ci-dessous.
- Pour induire des maux de dos chroniques, effectuer une injection intramusculaire d’adjuvant Freund complet (CFA) dans les muscles du dos suite aux rapports précédents 14,30,31.
- Anesthésier l’animal à l’aide d’isoflurane (4 % pour l’induction et 2 % à 2,5 % pour l’entretien).
- À l’aide d’une aiguille de 27 G, injecter 150 μL d’une émulsion eau dans huile prête à l’emploi de CFA (voir le tableau des matériaux) dans les muscles paraspinaux unilatéralement ou bilatéralement, selon les besoins du protocole.
- Gardez l’aiguille d’injection en place pendant au moins 3 minutes après la fin de l’injection. Pour les animaux du groupe témoin, utiliser les mêmes procédures30, mais injecter une solution saline physiologique stérile (150 μL, 0,9%) au lieu de CFA.
- Fabriquez la cage d’essai.
- Fabriquez une cage d’essai pour deux animaux qui comprend une chambre pour chaque animal.
NOTE: Pour la présente étude, chaque chambre a les dimensions suivantes: longueur x largeur x hauteur: 50 x 20 x 7 cm (voir le tableau des matériaux). - Montez les deux chambres contiguës sur quatre pieds en plexiglas de 33 cm de long. Utilisez du plexiglas transparent pour les parois des chambres, mais utilisez du plexiglas noir pour séparer les chambres afin d’empêcher les animaux de se voir.
- Utiliser un treillis d’acier inoxydable constitué d’un fil de 1 mm avec une distance entre fils de 8 mm pour fabriquer le plancher et le plafond de la cage d’essai (figure 1).
- Fabriquez une cage d’essai pour deux animaux qui comprend une chambre pour chaque animal.
2. Test de sensibilité mécanique dorsale (BMS)
- Familiariser l’animal avec la cage d’essai 30 min/jour pendant 5 à 7 jours consécutifs avant le premier test. Répétez le test si nécessaire.
- Anesthésier les animaux à l’aide d’isoflurane31 à 2 % (voir le tableau des matières).
- En position couchée sur le ventre sous anesthésie à l’isoflurane, raser les poils de la région d’intérêt (des niveaux vertébraux T6 à L6) à l’aide d’une tondeuse à poils d’animaux (voir le tableau des matériaux). Pour des mesures répétées, rasez les poils du dos tous les 3 jours par jour sans évaluation comportementale pour vous assurer que les stimuli sont toujours appliqués directement sur la peau. Dessinez une marque noire sur la peau avec un marqueur permanent pour vous assurer que les filaments sont toujours appliqués sur la même zone lorsque vous répétez le test à des jours différents.
- Le jour de l’essai, mettez les animaux dans la cage d’essai pendant 15 à 30 minutes avant l’essai jusqu’à ce que l’animal soit calme.
- Pendant l’essai, appliquer les filaments de Von Frey (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 et 26 g) perpendiculairement à l’arrière, en commençant toujours par le filament de 2 g et en utilisant la méthode haut-bas15 (voir le tableau des matériaux). Approchez-vous lentement du dos de l’animal avec le filament derrière l’animal.
- N’appliquez le filament que lorsque l’animal est éveillé, debout sur ses quatre pattes et ne bougeant pas. Appliquer le filament pendant 2 s bilatéralement sur la zone d’intérêt, à 10 mm de l’apophyse épineuse, toutes les 15-30 s.
REMARQUE : Une réponse est considérée comme positive si l’animal présente un ou plusieurs des comportements suivants pendant ou immédiatement après l’application du filament : (1) contractions musculaires, (2) cambrure (extension du dos), (3) rotation du cou pour regarder le dos, (4) grattage ou léchage du dos, et (5) fuite.
- N’appliquez le filament que lorsque l’animal est éveillé, debout sur ses quatre pattes et ne bougeant pas. Appliquer le filament pendant 2 s bilatéralement sur la zone d’intérêt, à 10 mm de l’apophyse épineuse, toutes les 15-30 s.
- Comme décrit précédemment15, si aucune réponse n’est observée avec l’application d’un filament, appliquer le filament suivant avec une force plus élevée dans la série. Si une réponse est observée, utiliser le filament suivant avec une force plus faible dans la série. Continuez cette procédure jusqu’à ce que quatre lectures soient obtenues après le premier changement de comportement (réponse après une série de « pas de réponse » ou pas de réponse après une série de « réponse »).
- Une fois la collecte des données terminée, calculez la valeur représentant 50 % du seuil mécanique, tel que décrit par Chaplan et al.15, en utilisant cette formule :
Seuil de 50 % (g) = 10(Xf+kδ)/10 000
Remarque : Dans cette formule, « Xf » est la marque de poignée du dernier filament de von Frey utilisé. « k » est la valeur tabulaire basée sur le modèle de réponse de l’animal15, et « δ » est la moyenne des incréments de Handle Mark entre les filaments de Von Frey. Selon la conception expérimentale et les besoins expérimentaux, un seul côté de la colonne vertébrale peut être évalué pour déclarer un seuil, ou deux côtés peuvent être évalués, et les seuils sont déclarés séparément ou en moyenne. Reportez-vous au tableau supplémentaire 1 pour le modèle de calcul32.
3. Récupération des animaux
- Une fois l’injection intramusculaire terminée, arrêtez l’anesthésie et placez l’animal seul dans une cage de logement standard pour la récupération.
- Pendant la période de récupération, examinez le comportement de l’animal et ne le laissez pas sans surveillance.
- Confirmez que l’animal se remet de l’anesthésie et se déplace normalement dans les 5 minutes. Ensuite, remettez l’animal dans sa cage de logement habituelle avec les autres animaux.
NOTE: À la fin de l’expérience, l’animal est perfusé à travers le cœur avec une solution de formol à 10%, sous anesthésie profonde à l’isoflurane (5%). Les muscles du dos dans la zone injectée sont ensuite extraits pour l’histologie et la confirmation des changements inflammatoires.
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Representative Results
La méthode a été utilisée dans une étude antérieure, dans laquelle des données complètes et des statistiques ont été présentées pour comparer la sensibilité mécanique du dos entre le CFA et les rats témoins30. Des données individuelles représentatives (moyenne des seuils gauche et droit) de six rats inclus dans l’étude précédente sont présentées à la figure 3 et au tableau 1. Au départ, la sensibilité mécanique était similaire entre les groupes. L’injection intramusculaire de CFA dans les muscles lombaires a provoqué une augmentation marquée de la sensibilité mécanique (diminution du seuil) de 7 jours à 28 jours après l’injection de CFA. En revanche, les rats témoins (CTL) n’ont pas montré ce changement. Comme le montre la figure 3, une variabilité a été observée au sein des animaux et entre eux, comme prévu avec ce type d’évaluation comportementale. Cependant, les rats CFA hypersensibles ont montré une variabilité réduite. Sur la base de l’étude précédente 30, 16 animaux (8 CFA et 8 CTL) est suffisant pour détecter un effet significatif entre les groupes au fil du temps (η 2p = 0,38) pour 5 points temporels.
Dans cette étude, la présence de modifications inflammatoires chroniques dans les muscles injectés par CFA a été confirmée par un examen histologique (Figure 4)30. De plus, une hypersensibilité mécanique a été observée au niveau de la patte postérieure avec un test de Von Frey standard, en plus du dos (figure 5)30. Dans des études antérieures avec le même modèle de maux de dos, nous avons montré une augmentation du comportement douloureux spontané et des changements neuroinflammatoires et neurophysiologiques14,31. En effet, les comportements de léchage ont été augmentés chez les rats CFA par rapport aux rats témoins lors du test au formol, et les réponses unitaires à la stimulation nocive du nerf sciatique ont été modifiées dans l’amygdale droite31. De plus, l’expression de la protéine NF-kB a augmenté dans la moelle épinière du CFA par rapport aux rats témoins14. Ensemble, les résultats de ces études valident ce modèle de maux de dos chroniques, et la présente étude démontre visuellement comment confirmer la présence d’hypersensibilité mécanique à l’arrière de ce modèle de rat.
Figure 1 : Cage d’essai de sensibilité mécanique arrière (BMS). (A) Dessin schématique de la cage d’essai. B) Cage d’essai sur mesure comprenant deux chambres, une pour chaque animal. C) Vue latérale de la cage d’essai avec un rat dans l’une des chambres. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Évaluation de la sensibilité mécanique du dos. L’expérimentateur s’approche de l’animal par derrière et applique le filament de Von Frey sur la zone d’intérêt, à 10 mm latéralement de l’apophyse épineuse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Exemples individuels de sensibilité mécanique dorsale. Sensibilité mécanique dorsale chez les rats CFA et témoins (CTL), au départ et 7, 14, 21 et 28 jours après l’injection intramusculaire de CFA ou de solution saline, respectivement. Les données individuelles sont affichées par des cercles remplis de gris (CTL) et de noir (CFA). Les barres horizontales indiquent les moyennes. Les barres d’erreur indiquent l’erreur-type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Confirmation histologique de l’inflammation musculaire chronique. Exemples individuels de muscles du dos de rats CFA et de témoins30. (A) Muscle du dos sain provenant d’un rat témoin 14 jours après l’injection intramusculaire de solution saline. (B-C) Les muscles du dos de deux rats traités par CFA ont montré une inflammation chronique 14 jours après l’injection intramusculaire de CFA, avec une infiltration claire de leucocytes. La coloration hématoxyline-éosine a été utilisée pour colorer les tranches musculaires. Barre d’échelle = 250 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Hypersensibilité mécanique chez le rat CFA30. Évolution temporelle de la sensibilité mécanique sur 4 semaines, après une injection de CFA (n = 8) ou de solution saline (n = 8) dans les muscles du dos (niveau L5-L6). (A-B) Sensibilité mécanique sous les pattes postérieures gauche et droite. Les seuils mécaniques ont considérablement diminué chez les rats CFA par rapport aux rats témoins (P < 0,01) au fil du temps. Cet effet n’était pas significativement différent entre les pattes postérieures gauche et droite (P = 0,7). Pour les deux pattes postérieures combinées, le test Tukey HSD a révélé des seuils mécaniques inférieurs chez les rats CFA par rapport aux rats témoins, de 1 semaine à 4 semaines après l’injection (tous les P < 0,03). Les parcours temporels pour les pattes postérieures séparées sont indiqués à titre d’illustration seulement (interaction non significative, voir les résultats pour plus de détails). (C-D) Sensibilité mécanique dans le dos. Les seuils mécaniques ont considérablement diminué chez les rats CFA par rapport aux rats témoins (P < 0,001) au fil du temps. Cet effet n’était pas significativement différent entre les sites d’évaluation gauche et droit (P = 0,3). Pour les sites d’évaluation gauche et droit combinés, le test Tukey HSD a révélé un seuil mécanique inférieur chez les rats témoins par rapport aux rats témoins, de 1 semaine à 4 semaines après l’injection (tous les P < 0,05). Les parcours temporels pour les pattes postérieures séparées sont indiqués à titre d’illustration seulement (interaction non significative, voir les résultats pour plus de détails). Dans le panneau (D), les données individuelles d’un rat CFA ne sont pas présentées à la valeur de référence (9,6 g) à des fins d’illustration. Les zones ombragées représentent l’évaluation de base. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Rat | Groupe | Ligne de base | Jour 7 | Jour 14 | Jour 21 | Jour 28 |
| 1 | 2.34 | 0.29 | 0.12 | 0.29 | 0.29 | |
| 2 | CFA | 1 | 0.48 | 0.05 | 0.48 | 0.08 |
| 3 | 1.26 | 0.05 | 0.05 | 0.05 | 0.19 | |
| Moyenne ± ET | 1,53 ± 0,58 | 0,27 ± 0,18 | 0,07 ± 0,03 | 0,27 ± 0,18 | 0,19 ± 0,09 | |
| 4 | 1.59 | 2.61 | 0.64 | 3.26 | 2.45 | |
| 5 | CTL | 1.15 | 0.63 | 3.41 | 2.3 | 1.29 |
| 6 | 0.43 | 1.26 | 0.77 | 0.32 | 2.09 | |
| Moyenne ± ET | 1,06 ± 0,48 | 1,50 ± 0,83 | 1,61 ± 1,28 | 1,96 ± 1,22 | 1,94 ± 0,48 |
Tableau 1 : Exemples individuels de sensibilité mécanique dorsale chez le CFA et le rat témoin.
Tableau supplémentaire 1: Détermination du seuil mécanique. Ce modèle de tableau est utilisé pour calculer le seuil mécanique. Le schéma des réponses (X/O) est noté, et les valeurs nécessaires au calcul sont saisies pour Xf et k seulement, correspondant au marquage de la poignée du dernier filament utilisé pour l’essai et à la valeur k associée au modèle de réponse, dans ce cas, XX suivi de OOXXO. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Étapes critiques
Le test BMS est une méthode simple pour évaluer la sensibilité mécanique dans le dos des rats, soit à un moment donné, soit à plusieurs reprises pendant des jours ou des semaines, lorsque des changements sont attendus (modèles de douleur) ou après une intervention pharmacologique ou non pharmacologique. Les problèmes critiques de la méthode incluent la cage d’essai, dont les dimensions doivent garantir que le rat est confortable mais ne bouge pas trop. Le dos de l’animal doit rester accessible à travers le plafond grillagé pour une stimulation mécanique reproductible. Pour limiter la variabilité de l’évaluation du seuil, la zone dorsale étudiée doit être rasée de manière à ce que les stimuli mécaniques soient appliqués directement sur la peau. De plus, la peau doit être marquée pour que des stimuli mécaniques soient appliqués sur la même zone. Enfin, l’expérimentateur doit approcher le filament de la peau par derrière l’animal pour éviter d’être vu par l’animal.
Par rapport au test de Von Frey utilisé pour évaluer la sensibilité mécanique à la patte arrière15,16, la force mécanique nécessaire pour produire une réponse positive dans l’essai BMS est plus faible. Les filaments utilisés pour l’essai doivent être choisis avec soin. L’utilisation des filaments suivants devrait couvrir la plupart des besoins expérimentaux (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 et 26 g) et éviter de faire face à un effet de plafond ou de plancher. Dans ce cas, le filament de 2 g est utilisé pour la première application. Cela peut être adapté aux besoins expérimentaux à condition que le calcul soit ajusté en conséquence.
Modifications et dépannage
Au cours d’une expérience pilote, la zone idéale pour le test a été déterminée. En raison de la forme du corps du rat, la région thoraco-lombaire est la zone la plus accessible de la cage d’essai. S’il n’y a aucune raison pour que le test soit effectué dans d’autres régions de la colonne vertébrale, c’est la zone de choix pour appliquer des stimuli mécaniques. La zone lombaire est également facilement accessible. Lors du choix de la zone à tester, il faut garder à l’esprit que le filament doit être appliqué perpendiculairement à la surface et se plier correctement pour fournir la force étalonnée prédéterminée.
Limitations
L’expérimentateur doit être formé pour observer les comportements associés au test. Les cinq réponses positives comprennent les contractions musculaires, la cambrure, la rotation du cou pour regarder le dos, lécher ou gratter le dos et s’échapper30. Alors que la plupart de ces réponses sont facilement observables, les contractions musculaires sont parfois subtiles pour les stimuli d’une force inférieure. En outre, le rat peut se déplacer spontanément dans la cage, de sorte que cela ne doit pas être confondu avec la fuite, qui se produit spécifiquement lorsque le filament est appliqué. Pour éviter de confondre les deux comportements, l’expérimentateur doit attendre que l’animal soit calme pendant au moins quelques secondes.
Importance et applications potentielles
Plusieurs modèles de maux de dos chez les rongeurs sont utilisés dans les recherches actuelles8. Étonnamment, cependant, aucun test comportemental standardisé n’a été validé pour évaluer la sensibilité mécanique dans les modèles de maux de dos. Ceci est essentiel pour confirmer que les animaux souffrant de maux de dos présumés présentent une hypersensibilité locale aux stimuli nociceptifs et pour surveiller la sensibilité lors d’interventions conçues pour soulager les maux de dos. Le test BMS présenté ici fournit une solution simple et accessible à ces fins. Bien qu’il ait été développé pour les rats30, il pourrait être adapté à d’autres animaux de laboratoire à l’avenir.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas d’intérêts ou de relations concurrents pouvant mener à des conflits d’intérêts.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par une subvention de la Fondation Chiropratique du Québec et du Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (MP: subvention #06659). La contribution de HK a été soutenue par l’Université du Québec à Trois-Rivières (programme PAIR). La contribution de BP a été soutenue par le Fonds de recherche du Québec en Santé (FRQS) et la Fondation Chiropratique du Québec. La contribution de TP a été appuyée par le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada. La contribution de NE et EK a été soutenue par la Fondation Chiropratique du Québec. La contribution de MP a été appuyée par le FRQS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aerrane (isoflurane, USP) - Veterinary Use Only | Baxter | NDC 10019-773-60 | Inhalation Anaesthetic ; DIN 02225875, for inducing anasthesia |
| Complete Freund Adjuvant (CFA) | Fisher Scientific | #77140 | Water-in-oil emulsion of Complete Freund Adjuvant (CFA) with killed cells of Mycobacterium butyricum. |
| Male Wistar Rats | Charles River Laboratories | body weight: 320–450 g; age: 18-22 weeks. | |
| Penlon Sigma Delta Vaporizer | Penlon | 990-VI5K-SVEEK | Penlon Sigma Delta Vaporizer used for anasthesia |
| Sharpie Permanent Marker | Sharpie | BC23636 | Permanent Marker, Fine Point, Black |
| Test cage | Custom-made | Width: 20 cm; Length: 50 cm; Height from the bottom to the top: 40 cm; Height from the bottom mesh to the top of the cage: 7 cm; Wall thickness: 5 mm; Mesh: 1 mm wire with an 8 mm inter-wire distance | |
| Von Frey Filaments | Aesthesio, Precise Tactile Sensory Evaluator | 514000-20C | Filaments from 0.07 g to 26 g |
| Wahl Professional Animal, ARCO Cordless Pet Clipper, Trimmer Grooming | Wahl | Kit #8786-1201 | Animal hair trimmer, for shaving purposes, zero blade |
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