El presente protocolo describe todos los pasos esenciales para el éxito del trasplante uterino (UTx) en ratas. El modelo de rata ha demostrado ser adecuado para promover la implementación clínica de UTx; sin embargo, UTx de rata es un procedimiento altamente complejo que requiere instrucciones cuidadosas.
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Artículo de método
Enfoque quirúrgico, desafíos y resoluciones para el trasplante de útero en ratas
En este artículo
Resumen
Resumen
El trasplante uterino (UTx) es un nuevo enfoque para tratar a las mujeres con infertilidad absoluta por factor uterino (AUFI). Se estima que entre el 3% y el 5% de las mujeres sufren de AUFI. Estas mujeres fueron privadas de la opción de tener hijos hasta el advenimiento de UTx. La aplicación clínica de UTx fue impulsada por estudios experimentales en animales, y el primer UTx exitoso se logró en ratas. Dadas sus características fisiológicas, inmunológicas, genéticas y reproductivas, las ratas son un sistema modelo adecuado para tales trasplantes. En particular, su corto período de gestación es una clara ventaja, ya que el objetivo habitual de la UTx experimental es el embarazo exitoso con nacidos vivos. El mayor desafío para los modelos de ratas sigue siendo la pequeña anatomía, que requiere habilidades microquirúrgicas avanzadas y experiencia. Aunque UTx ha llevado al embarazo en la clínica, el procedimiento no está establecido y requiere una optimización experimental continua. Aquí, se presenta un protocolo detallado, que incluye la solución de problemas esenciales para UTx de rata, que se espera que haga que todo el procedimiento sea más fácil de comprender para aquellos sin experiencia en este tipo de microcirugía.
Introducción
El trasplante uterino (UTx) es un tratamiento novedoso para la infertilidad por factor uterino absoluto (AUFI). AUFI resulta de una ausencia (congénita o adquirida) o malformación del útero y afecta al 3% -5% de las mujeres en todo el mundo1. Razones éticas, legales o religiosas descartan la adopción o la gestación subrogada para muchas mujeres que tienen un deseo de maternidad pero sufren de AUFI2. Para estas mujeres, UTx sigue siendo la única opción para comenzar su propia familia. UTx se ha aplicado en la clínica, aunque con éxito mixto; El procedimiento es técnicamente desafiante y requiere una mejora constante para su establecimiento clínico.
En 2014, el primer trasplante de útero de una donante viva (LD), que resultó en un embarazo exitoso, fue realizado por el grupo pionero sueco de Brännström3. El primer nacimiento después de UTx de un donante fallecido (DD) fue reportado en 2016 en Brasil4. Para 2021, se han realizado más de 80 UTxs en todo el mundo, sin embargo, con una tasa de éxito de alrededor del 50% y con injertos provenientes de LD para la mayoría1.
Aunque no salva vidas, UTx es un procedimiento cada vez más popular para satisfacer los deseos de su propia progenie. Como tal, la demanda de injertos está aumentando, colocando la donación de DD en un enfoque futuro. Sin embargo, la donación de DD es complicada debido a exposiciones isquémicas considerablemente más prolongadas al frío (y en el caso de muerte cardíaca, también caliente), elevando los riesgos de disfunción y rechazo del injerto 5,6. La técnica quirúrgica, la compatibilidad exigente y la inmunosupresión asociada siguen siendo cuestiones críticas con respecto a los resultados de UTx7.
Para manejar los riesgos anteriores en la clínica, se necesitan modelos animales apropiados para la exploración de la isquemia y la inmunosupresión. El criterio de valoración más relevante clínicamente para los modelos animales sigue siendo el nacimiento exitoso; hasta la fecha, se han logrado embarazos después de UTx experimental en ratones, ratas, ovejas, conejos y monos cynomolgus8. Mientras que los animales más grandes están predestinados para adquirir y optimizar técnicas quirúrgicas, los roedores vienen con la clara ventaja de períodos de gestación cortos. Por lo tanto, los modelos de roedores son superiores en cuanto a consideraciones prácticas, financieras y éticas9. Sin embargo, el principal desafío de UTx en ratones es la pequeña anatomía, con la cirugía altamente exigente vinculada a la baja reproducibilidad de UTxmurino 10. Por el contrario, las ratas son quirúrgicamente más accesibles y conservan las ventajas de los cortos tiempos de gestación. Como tal, la rata se ha convertido en el modelo de elección para UTx9. Wranning et al. introdujeron el modelo de rata de UTx ortotópico en 2008, y usando este modelo, el primer nacimiento vivo después de UTx y apareamiento natural ha sido reportado11,12,13. Estudios posteriores han tenido contribuciones críticas para la implementación de UTx en humanos9.
No obstante, UTx sigue siendo un desafío en ratas, y solo unos pocos grupos hasta ahora han dominado esta técnica quirúrgica. Un obstáculo relevante para la propagación de UTx en ratas entre los investigadores es la falta de una descripción precisa de los pasos microquirúrgicos individuales, las trampas y las medidas correspondientes para la resolución de problemas14. Este protocolo tiene como objetivo proporcionar una guía detallada para este procedimiento microquirúrgico altamente complejo para facilitar la implementación de este modelo animal en futuras investigaciones.
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Protocolo
Todos los experimentos con animales se realizaron siguiendo las Regulaciones Federales Alimentarias Suizas y aprobadas por la Oficina Veterinaria de Zurich (n° 225/2019), asegurando el cuidado humano. Las ratas Lewis virgen hembra (peso corporal de 170-200 g) y las ratas virgen hembra Brown Norway (170-200 g) se utilizaron como donantes/receptoras de útero, mientras que las ratas Lewis macho (300-320 g) se utilizaron para el apareamiento. Las ratas tenían entre 12 y 15 meses de edad. Los animales se obtuvieron de fuentes comerciales (ver Tabla de Materiales) y fueron alojados en condiciones controladas y un ambiente enriquecido con libre acceso al agua y alimentos estándar.
1. Recuperación del útero
NOTA: Para más detalles sobre el procedimiento, consulte los informes publicados anteriormente12,13,15.
- Inducir la anestesia con isoflurano y oxígeno dentro de un recipiente cerrado de plexiglás (14 cm x 25 cm x 13 cm) durante 1-2 min (5 vol% isoflurano enO2).
- Administrar buprenorfina por vía subcutánea (0,05 mg/kg) y bupivacaína (0,5%, 8 mg/kg) por vía subcutánea en la región de la incisión abdominal planificada 30 min antes de la cirugía.
- Afeite toda la piel abdominal de la rata con una afeitadora eléctrica.
- Use cintas para mantener al animal fijo en una placa calefactora durante la cirugía. Aplique ungüento para los ojos en ambos ojos.
- Mantener la anestesia durante el procedimiento con 2-4 vol% de isoflurano en oxígeno mediante la administración continua a través de un pequeño cono nasal.
- Monitorear la profundidad anestésica por parámetros clínicos sin herramientas especializadas (frecuencia respiratoria de ~ 70-120 / min, una caída lenta de la tasa del 50% es aceptable durante la anestesia; verificar la profundidad anestésica con pellizco del dedo del pie; el color de las membranas mucosas debe ser rosa, no azul o gris)16, y ajustar la concentración de isoflurano en consecuencia.
NOTA: Opcional: el monitoreo frecuente de la respiración durante la cirugía es factible con la ayuda de un asistente. - Confirme la profundidad de la anestesia realizando un pellizco en el dedo del pie.
- Limpie la piel abdominal con un movimiento circular con tres hisopos alternados de una solución antiséptica y alcohol al 70%. Dejar secar.
- Coloque una cortina estéril (consulte la Tabla de materiales) con una ventana abdominal sobre el animal.
- Realizar laparotomía mediana.
- Abra el abdomen a través de una incisión de 6-8 cm en la línea media de largo, comenzando 0,5 cm por debajo del xiphisternum hacia el hipogastrio. Use un bisturí no. 10 para la incisión de la piel y tijeras pequeñas y afiladas para la incisión de la línea alba. No dañe el hígado ni la vejiga.
- Mueva los intestinos fuera de la cavidad abdominal con hisopos de algodón, cúbralos suavemente con una gasa humedecida con solución salina estéril y protéjalos con una bolsa de plástico estéril para un mejor aislamiento.
- Inserte retractores o clips (consulte la Tabla de materiales) en las carpetas de la pared abdominal izquierda y derecha para mantener el músculo peritoneal a un lado y el abdomen abierto, para obtener un acceso y visibilidad óptimos del útero y los vasos asociados. Arregle los clips/retractores con cintas.
- Aplique solución salina precalentada para mantener el área quirúrgica y los intestinos húmedos y evitar el secado de las vísceras.
- Cosechar el cuerno uterino derecho con la cavidad uterina común y el cuello uterino más pedículos vasculares, incluidos los vasos uterinos derechos, internos y líacos comunes.
- Ligate (4/0 poliglactina; ver Tabla de materiales), cauterizar y cortar el cuerno uterino izquierdo adyacente a la ramificación de la cavidad uterina común.
- Elimine el exceso de grasa que rodea el útero y la vagina.
NOTA: Mantenga la grasa alrededor del sistema uterino-vascular. - Diseccionar la vejiga en su unión al cuello uterino con cauterización de todos los vasos vesicales de drenaje y alimentación. Durante la cauterización, mantenga una distancia adecuada entre el cuello uterino y la vagina para evitar la cauterización no cesante en estas dos estructuras. De lo contrario, aumenta el riesgo de necrosis del injerto.
NOTA: La mayoría de la manipulación quirúrgica debe afectar la vejiga. Retraiga o tire de la vejiga caudalmente con una pinza vascular (ver Tabla de materiales) para obtener una mejor vista de la excavatio vesicouterina. - Cauterizar y cortar los vasos uterinos descendentes a nivel del uréter lo más distal posible al cuello uterino.
NOTA: Mantenga la microcirculación alrededor de la vagina y el cuello uterino tanto como sea posible durante la división. - Separe la porción cervical/vaginal del futuro injerto de la inserción rectal y los ligamentos paravaginal y paracervical.
NOTA: Evite cualquier cauterización en la vagina del injerto. - Diseccionar cuidadosamente la vagina mediante diatermia alrededor de 2-3 mm caudal del cuello uterino.
NOTA: No hay vellosidades (cuello uterino) visibles dentro de la luz vaginal. - Localice tanto la arteria uterina como la vena en sus orígenes. Ligate (poliamida 8/0; ver Tabla de materiales), cauterizar y cortar los vasos glúteos y todos los vasos caudales de los vasos uterinos.
NOTA: La ligadura directa de la vena ilíaca caudal común a la vena uterina suele ser posible. - Mediante disección roma, liberar los vasos ilíacos comunes entre sí, desde la bifurcación de la aorta y la vena cava hasta la división de los vasos uterinos.
NOTA: Uno puede obtener un mejor acceso quirúrgico al área mediante la extirpación de uno o dos ganglios linfáticos adyacentes. - Extirpar el cuerno uterino derecho a 3 mm de la trompa de Falopio, después de cauterizar el pedículo utero-ovárico al mismo nivel. Esto permite la anastomosis del cuerno uterino del injerto a la parte superior del cuerno uterino receptor.
- Colocar ligaduras (poliamida 8/0) directamente alrededor de la arteria ilíaca común derecha y la vena, proximal a las bifurcaciones aórtica y cava. Haga una pequeña incisión (0.5-1 mm) en la arteria ilíaca común derecha adyacente a la bifurcación, e inserte una aguja doblada y roma de 30 G o una aguja recta y roma de 25 G en el lumen (para enjuagar). Asegúrelo con una ligadura (poliamida 6/0).
NOTA: Otra opción es la sujeción adicional con una abrazadera de bulldog para evitar el desplazamiento de la aguja y / o recipiente. - Diseccionar la vena ilíaca común caudalmente de la ligadura en la vena ilíaca común derecha para permitir la salida durante el lavado.
- Enjuague el injerto siguiendo los pasos a continuación.
- Enjuague el útero manualmente usando jeringas de 3 ml con aproximadamente 9 ml de solución fría de Ringer (RHX: Ringer suplementado con 50 UI/ml de heparina y 0,4 mg/ml de xilazina) a un caudal de 6 ml/min. Enjuague nuevamente con 6 ml de solución de preservación de órganos suplementada con heparina (50 UI/ml) y xilazina (0.4 mg/ml) (ver Tabla de materiales).
NOTA: Evite la alta presión de lavado y asegúrese de colocar la aguja correctamente. - Retirar el trasplante cuando el tejido uterino se haya vuelto pálido. Cortar la arteria ilíaca común caudalmente de la ligadura en la bifurcación de la aorta abdominal.
- Enjuague el útero manualmente usando jeringas de 3 ml con aproximadamente 9 ml de solución fría de Ringer (RHX: Ringer suplementado con 50 UI/ml de heparina y 0,4 mg/ml de xilazina) a un caudal de 6 ml/min. Enjuague nuevamente con 6 ml de solución de preservación de órganos suplementada con heparina (50 UI/ml) y xilazina (0.4 mg/ml) (ver Tabla de materiales).
- Colocar el trasplante en una solución refrigerada de preservación de órganos (4 °C) para la preparación y el almacenamiento de la mesa posterior antes del trasplante.
- Después de retirar el injerto, sacrificar al animal girando primero el ajuste de isoflurano al máximo y luego induciendo neumotórax bilateral seguido de exsanguinación17.
2. Trasplante de útero singénico
NOTA: Para más detalles sobre el procedimiento, consulte los informes publicados anteriormente12,13,15.
- Inducir la anestesia y preparar al animal como se menciona en el paso 1.1.
- Administrar analgesia eficaz (como se describe en el paso 1.1.1) y 200 UI/kg de heparina de alto peso molecular 30 min antes de la cirugía.
- Realizar laparotomía mediana.
- Abra el abdomen a través de una incisión de línea media de 6-8 cm de largo que comienza 0,5 cm por debajo del xiphisternum hacia el hipogastrio. Use un bisturí no. 10 para la incisión de la piel y tijeras pequeñas y afiladas para la incisión de la línea alba. No dañe el hígado y la vejiga.
- Mueva el intestino delgado fuera de la cavidad abdominal con hisopos de algodón, envuélvalos con una gasa humedecida estéril y cúbralos con una bolsa de plástico estéril para un mejor aislamiento.
- Inserte retractores o clips en las carpetas de la pared abdominal izquierda y derecha para mantener el músculo peritoneal a un lado y el abdomen abierto, para obtener un acceso y visibilidad óptimos del útero y los vasos asociados. Arregle los clips/retractores con cintas.
- Aplique solución salina precalentada para mantener el área quirúrgica y los intestinos húmedos y evitar el secado de las vísceras.
- Realizar una histerectomía con disección y movilización del tercio superior de la vagina desde el recto y la vejiga.
- Cauterizar la microvasculatura alrededor del útero, el cuello uterino y la vagina. Cortar y separar el útero de las estructuras circundantes cercanas al órgano para proteger la microcirculación del siniestro útero.
- Retire el tejido graso de los alrededores.
- Amputar el cuerno izquierdo por cauterización. En el lado derecho, preservar un segmento de 7-8 mm de la parte superior del útero para la anastomosis posterior al injerto uterino.
- Realizar trasplante de útero.
- Movilizar y separar los vasos ilíacos comunes derechos, desde el origen de los vasos uterinos hasta la bifurcación aórtica/cava.
- Coloque el injerto en la cavidad abdominal. Envuelva el injerto en una gasa empapada en una solución fría de preservación de órganos.
NOTA: El injerto debe mantenerse frío durante la anastomosis. - Coloque pinzas vasculares atraumáticas en la vena ilíaca común derecha a cada lado, enmarcando el futuro sitio de anastomosis.
NOTA: Baje la anestesia a 1-1.5% vol% isoflurano para adaptarse a la disminución repentina de la precarga cardíaca y la hipotensión resultante. - Corte una hendidura ligeramente más grande que la abertura de la vena del injerto en la vena ilíaca común.
- Coloque la vena del injerto.
- Coloque una sutura de tirante (poliamida 10/0; ver Tabla de materiales) en cada esquina de la hendidura en la vena ilíaca común derecha.
NOTA: Mantenga el nudo de sutura en la esquina caudal suelto para un mejor ajuste y para evitar efectos de cuerda de bolso. - Enjuague regularmente el área de anastomosis con RHX enfriada durante el procedimiento para prevenir trombosis.
- Anastomosar un lado de la vena del injerto a la vena del receptor con seis a ocho asas de una sutura continua (Figura 1).
NOTA: Comience con la sutura de la estancia craneal (poliamida 10/0) y primero anastomose la parte entrante de los vasos. - Anastomosa el otro lado del recipiente de la misma manera, esta vez comenzando desde el exterior.
- Hacer un nudo en la sutura del tirante craneal, y luego uno en la sutura del tirante caudal (poliamida 10/0), después de terminar las anastomosis por ambos lados.
NOTA: Apriete las suturas continuas solo tanto como sea necesario para evitar efectos de cuerda de bolso. - Coloque pinzas vasculares atraumáticas en la arteria ilíaca común derecha a cada lado, enmarcando el futuro sitio de anastomosis.
- Realizar la anastomosis arterial (arteria ilíaca común derecha [RICA] mediante 8-10 asas mediante suturas interrumpidas (poliamida 10/0).
NOTA: Las suturas interrumpidas son más fáciles de controlar que las continuas (opcional con la técnica de "boca de pez")18. El lavado constante del área de anastomosis con RHX enfriado durante el procedimiento ayuda a prevenir trombosis. Cuando se utilizan suturas continuas, realice este paso análogo a la anastomosis venosa.
- Realizar reperfusión de injerto.
- Cuando ambos sitios de anastomosis aparecen permeables y se detiene cualquier sangrado, libere las pinzas vasculares en los vasos del injerto (Figura 2).
- Inspeccione el injerto en busca de signos de reperfusión, como enrojecimiento, llenado de la vena o pulsación en la arteria del injerto.
- Conecte el manguito vaginal del trasplante a la bóveda vaginal de la receptora mediante el uso de seis a siete suturas intraluminales (6/0 poliglactina) interrumpidas.
NOTA: Comience con una sola sutura en la posición de las 12 en punto primero, y coloque las siguientes en las posiciones de las 10 y 1 en punto. Las dos suturas en las posiciones de las 9 y 3 en punto deben atarse después de las suturas en la primera fila19,20. - Anastomosar el cuerno uterino del injerto de extremo a extremo al segmento uterino craneal restante del útero receptor mediante el uso de cinco a siete suturas interrumpidas (poliamida 7/0).
NOTA: No cose a través de la luz.
- Cierre el abdomen con una sutura continua. Use poliglactina 4/0 para suturar la capa muscular y poliamida 6/0 o clips quirúrgicos para la piel.
- Deje que el animal se recupere en una jaula calentada una vez que se complete el trasplante. Permanecer con el animal hasta que haya recuperado la capacidad de decúbito esternal, y mantener el alojamiento único hasta su recuperación completa. Proporcionar tratamiento de analgesia psotopertativa mediante la administración subcutánea de buprenorfina (0,05 mg/kg) y AINE adecuados, sin embargo, no antes de 4-8 horas después de la primera dosis de anestesia. Proporcionar buprenorfina continua a través del agua potable (1 mg/kg, oral, 5 ml de buprenorfina en 160 ml de agua potable (0,3 mg/ml)) durante tres días después de la cirugía.
- La sutura de la piel se retira 10-14 días después de la cirugía.
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Resultados
Se presentan los resultados de dos grupos de ratas. UTx se llevó a cabo antes (grupo 1, n = 8) y después (grupo 2, n = 8) ajuste del protocolo (Tabla 1) para demostrar los efectos de nuestras modificaciones (consulte la Discusión para una explicación de nuestras modificaciones)12,15,21.
El resultado de UTx de rata se asocia con tres fases clave. La primera fase es la ...
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Discusión
El protocolo presentado aquí ofrece instrucciones detalladas para el enfoque quirúrgico detrás del trasplante de útero en ratas. El protocolo ha sido optimizado para aumentar las probabilidades de nacimientos vivos después de UTx y posterior apareamiento. El protocolo original ha sido tomado del grupo Brännström 12,13, inspirado en el trabajo con ratones de Akouri et al.10, y modificado en base a las experiencias de los autores en los últimos años.
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Divulgaciones
Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.
Agradecimientos
Este estudio fue apoyado por la Fundación Nacional Suiza para la Ciencia (subvención del proyecto no. 310030_192736). Nos gustaría agradecer a la Dra. Frauke Seehusen del Instituto de Patología Veterinaria de la Universidad de Zurich por su apoyo histopatológico.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Tijera Angular a Lateral 5 mm | F.S.T | 15008-08 | |
| Clip Grande | No específico | Utilizado como retractor | |
| Aguja de Curvatura Romana G30 | Unimed S.A. | ||
| Bupivacaína 0,5% | Sintetica | ||
| 0,3 mg/mL | Temgesic | ||
| Dosiernadel G25 | H.SIGRIST& PARTNER AG | ||
| Dumont Pinza #5SF | F.S.T | 11252-00 | |
| Ethilon 10/0 | Ethicon | 2810G | |
| Ethilon 6/0 | Ethicon | 667H | |
| Ethilon 7/0 | Ethicon | EH7446H | |
| Ethilon 8/0 | Ethicon | 2808G | |
| Femal Marrón Ratas Noruegas (150-170 g) | Janvier | ||
| Ratas Lewis Femal (150-170 g) | Charles River Deutschland | ||
| Tijeras finas - Afiladas | F.S.T | 14060-09 | Cualquier otra tijera pequeña también funciona |
| Halsey Micro Needle Holder | F.S.T | 12500-12 | Cualquier otro pequeño necesitador también funciona |
| Heparina Natrium 25000 I.E./ 5 mL | B. Braun | ||
| Institute Georges Lopez Solución de perfusión ( IGL) | Instituto Georges Lopez | Solución de preservación de órganos | |
| Ratas Lewis macho (300-320 g) | Charles River Deutschland | ||
| Micro Serrefines 13 mm | F.S.T | 18055-04 | |
| Micro Serrefines 16 mm gebogen | F.S.T | 18055-06 | |
| Micro-Serrefine Aplicador de pinza con bloqueo | F.S.T | 18056-14 | |
| Mö lnlyncke op toalla | mö lnlyncke | 800300 | Cortina estéril |
| NaCl 0.9% | B.Braun | ||
| Octenisept | Schü lke | ||
| Cinta de papel | Tesa | Para la fijación del animal | |
| Philips Avent Schneller Flaschenwä rmer SCF358/02 | Philips | 12824216 | |
| Ringerfundin | B.Braun | ||
| Rompun 2% | Bayer | Xylazine | |
| Portaagujas con Mango Redondo | F.S.T | 12075-12 | |
| Portaagujas con Mango Redondo | F.S.T | 12075-12 | |
| S& Pinzas de dilatación para vasos en T - Angulado 45 grados; | F.S.T | 00276-13 | |
| Sacryl Naht | KRUUSE 152575 | ||
| Scapel No 10 | Swann Morton | 201 | |
| Pequeño Histo-Container | Cualquier pequeño histo-container funciona bien-para el almacenamiento en frío del injerto | ||
| Bolsas | Cualquier bolsa de plástico transparente está bien | ||
| Hisopo de algodón estéril | Lohmann-Rauscher | Cualquier hisopo de algodón estéril está bien | |
| Gasa estéril | Lohmann-Rauscher | Cualquier gasa estéril está bien | |
| Tijera recta 8mm | F.S.T | 15024-10 | |
| Microscopio quirúrgico – SZX9 | Olympus | OLY-SZX9-B | |
| Sutter Antiadherente GLISS 0.4 mm | Sutter | 78 01 69 SLS Pinzas | |
| de atado de sutura | F.S.T | 00272-13 | |
| Alfombrilla térmica ThermoLux | |||
| para piel | Cualquier pinza de tejido es fina | ||
| Pinza dilatadora de vasos | F.S.T | 00125-11 | |
| Vicryl plus 4/0 | Ethicon | VCP292H |
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