Establecimiento de un modelo de cáncer de coloproctitis en ratones y evaluación del efecto terapéutico de la medicina china

El cáncer colorrectal (CCR) es una neoplasia maligna gastrointestinal común, la tercera neoplasia maligna más común y la segunda causa más común de muerte en el mundo, que representa el 10% de la incidencia mundial de cáncer y el 9,4% del total de muertes relacionadas con el cáncer ^1,2. Los factores genéticos, la inflamación crónica, la dieta alta en grasas, la diabetes y la flora intestinal anormal son factores de riesgo para el CCR ^3,4. Entre ellas, la enfermedad inflamatoria intestinal, especialmente la coloproctitis ulcerosa (CU), es un claro factor de riesgo para el CCR ^5,6. El CCR asociado a la CU (CCR-CU) es un proceso de transición de inflamación, hiperplasia atípica y cáncer basado en la inflamación crónica del colorrectal, que es diferente del modelo típico de desarrollo de adenocarcinoma de adenocarcinoma de CCR ^7,8. En comparación con la población general, el riesgo de CCR es aproximadamente 10-40 veces mayor en pacientes con enfermedad inflamatoria intestinal⁹.

En la actualidad, la cirugía sigue siendo el tratamiento estándar para el CCR y, dependiendo de la ubicación y el estadio del tumor, es posible la radioterapia, la terapia farmacológica sistémica o una combinación de ambas¹⁰. A pesar de que estas modalidades de tratamiento tradicionales han avanzado mucho, debido a la alta heterogeneidad y tasa de recurrencia del CCR, el pronóstico es malo y el efecto del tratamiento no es ideal ^11,12. Por lo tanto, la detección precoz, el diagnóstico precoz y el tratamiento integral son claves para mejorar la supervivencia de los pacientes con CCR, y es especialmente importante prestar atención a la transformación de la CU en CCR. A lo largo de los años, la medicina tradicional china (MTC) ha atraído mucha atención en el tratamiento de la CU-CRC o gastritis crónica debido a sus limitados efectos secundarios y su importante eficacia. Basándose en el tratamiento dialéctico, los famosos practicantes de la medicina china de varias generaciones han creado una gran cantidad de recetas clásicas, como la decocción¹³ de Huangqi Jianzhong, la decocción¹⁴ de Sijunzi y la píldora Sishen¹⁵.

La decocción de Liujunzi (LJZD) se originó a partir de los trabajos de Yi Xue Zheng Zhuan compilados en la dinastía Ming y es una prescripción clásica en la MTC¹⁶. Como se muestra en la Tabla 1, LJZD consta de seis hierbas tradicionales, incluida Codonopsis pilosula (Franch.) Nannf. (Dangshen), Poria cocos (Schw.) Wolf (Fuling), Atractylodes macrocephala Koidz. (Baizhu), Glycyrrhiza uralensis Fisch. (Gancao), Citrus reticulata Blanco (Chenpi) y Pinellia ternata (Thunb.) Breit (Banxia), que tiene el efecto de reponer el qi y fortalecer el bazo, secar la humedad y resolver la flema. En la práctica clínica moderna, a menudo se usa para tratar gastritis crónica, úlceras gástricas y úlceras duodenales. La investigación farmacológica moderna ha demostrado que la LJZD y la LJZD modificada tienen un alto valor de aplicación en el tratamiento adyuvante de la CU y el cáncer del tracto digestivo 17,18,19.

En la actualidad, hay muchas formas de construir modelos de ratón con CCR-UC, pero el modelo de ratón inducido por azoximetano (AOM)/sulfato de dextrano sódico (DSS) es el modelo de CCR-UC más utilizado; los síntomas clínicos, las observaciones morfológicas y patológicas han demostrado que el modelo es muy similar al CCR-CU^{humano 20,21}. El principio básico es inducir primero la carcinogénesis con el carcinógeno químico AOM y luego exponer continuamente a los ratones al entorno de estimulación inflamatoria de DSS para simular el daño continuo y la reparación del epitelio de la mucosa intestinal, construyendo así un modelo de ratón UC-CRC²². El objetivo de este estudio es establecer un modelo murino de CCR-CU mediante inyección intraperitoneal de OMA y estimulación cíclica de la SSD a corto plazo y evaluar el efecto del fármaco y el mecanismo molecular de la LJZD sobre el CCR-CU con el fin de proporcionar una base científica para el tratamiento del CCR-CU.

El procedimiento con animales ha sido aprobado por el Comité de Ética de la Universidad de Medicina China de Changchun (Número de registro: 2021214). Los ratones C57BL/6J libres de patógenos específicos (8-10 semanas, peso 18-22 g), machos y hembras, se alojaron en jaulas ventiladas de forma independiente a 22 °C y 65% de humedad relativa. Los ratones comenzaron el experimento después de 7 días de alimentación adaptativa, durante los cuales tuvieron libre acceso al agua y a la dieta.

1. Preparación de medicamentos

1. Preparación de LJZD
   NOTA: La medicina china utilizada fue comprada en el Hospital Afiliado de la Universidad de Medicina China de Changchun y se identificó como medicina china genuina (ver Tabla 1).
   1. Coloque Dangshen (12 g), Baizhu (12 g), Gancao (6 g), Chenpi (12 g), Jiangbanxia (9 g) en una olla de cerámica especializada (consulte la tabla de materiales). Agregue 1000 ml de agua destilada y remoje a temperatura ambiente durante 1 h (consulte la figura 1A).
   2. Pulverizar 12 g Fular hasta obtener polvo fino con un molinillo y remojar en 300 ml de agua destilada en otro recipiente durante 1 h a temperatura ambiente.
   3. Mezcle la medicina china anterior en la olla de cerámica especializada. Hervir la mezcla y luego mantener a fuego medio hasta que solo queden 300 ml de decocción. Use gasa médica para filtrar y conserve el filtrado a temperatura ambiente.
   4. Agregue 1000 ml de agua destilada y repita la operación de decocción anterior una vez más. Filtre de nuevo con una gasa médica. Combine el filtrado y hiérvalo hasta que solo queden 150 ml.
   5. Centrifugar el líquido concentrado a 10.000 x g durante 5 min, y concentrar además el sobrenadante obtenido a 30 mL a fuego medio. Transfiera el concentrado final a un plato y séquelo con un horno de secado eléctrico hasta que solo quede el soluto en forma de polvo.
   6. Pesar el sólido anterior y disolverlo en agua destilada estéril para obtener una solución que contenga 22,85 mg de fármaco por 0,2 ml (114,16 mg/ml), que es la dosis diaria de ratones.
2. Preparación de ácido 5-aminosalicílico
   NOTA: El ácido 5-aminosalicílico (5-ASA; ver Tabla de Materiales) tiene un buen efecto preventivo sobre el CCR-CU, y se utilizó como fármaco positivo en este estudio²³.
   1. Disolver 64 mg de polvo de 5-ASA en 200 ml de agua destilada estéril para obtener 1,82 mg/ml de solución de 5-ASA. La dosis diaria para un solo ratón fue de 0,2 ml.
3. Preparación de la solución inyectable de AOM
   1. Añadir 2,5 ml de agua destilada estéril en 25 mg de polvo de OMA (ver Tabla de Materiales), y mezclar con un mezclador de vórtice (ver Tabla de Materiales) para hacer 10 mg/mL de solución madre de OMA, almacenar a -20 °C hasta su uso.
   2. Prepare la solución inyectable de AOM diluyendo la solución madre de AOM con agua destilada estéril a 10:1 (1 mg/ml).

2. Establecimiento del modelo UC-CRC

NOTA: El experimento se dividió en 4 grupos: control, modelo, LJZD y grupo 5-ASA, 10 ratones en cada grupo. Excepto el grupo control, los otros grupos fueron tratados con AOM y DSS.

1. Inyección intraperitoneal de solución inyectable de AOM
   NOTA: Después de la alimentación adaptativa durante 7 días, los ratones recibieron solución inyectable de AOM (1 mg/ml) mediante inyección intraperitoneal (ver Figura 1B).
   1. Sostén el ratón con el vientre hacia arriba y la cabeza ligeramente hacia abajo. Sujete la piel de la espalda para tensar la piel abdominal y perfore la piel aproximadamente 1 cm a la derecha de la intersección de la línea de la raíz de ambos muslos en la línea media del abdomen con una jeringa de 1 ml (ver Tabla de materiales).
   2. Empuje la aguja de la jeringa de 1 ml a una distancia de 3-5 mm debajo de la piel, manteniéndola paralela a la línea media abdominal, e inserte la aguja 0,3-0,5 mm en la cavidad abdominal a 45°.
   3. Después de que la punta pasa a través del músculo abdominal, el operador siente una pérdida repentina de resistencia. Posteriormente, tire de la jeringa hacia afuera y hacia atrás para observar si se produce una filtración de líquido. De lo contrario, empuje lentamente la solución inyectable de AOM en los ratones a 0,1 ml/10 g.
2. Estimulación cíclica de la solución DSS al 2%
   NOTA: A cada ratón inducido por OMA se le administraron 500 ml de solución DSS en las semanas 3, 6 y 9, y los ratones bebieron libremente durante este período.
   1. Prepare una solución de DSS al 2% añadiendo 500 ml de agua destilada estéril a 10 g de DSS (véase la tabla de materiales). Mezclar con una batidora de vórtice y conservar a 4 °C hasta su uso.
   2. Cada ratón inducido por OMA bebe 500 ml de solución DSS al 2% libremente durante 7 días en las semanas 3, 6 y 9 después de la inducción de OMA.

3. Tratamiento farmacológico

NOTA: Los seres humanos adultos necesitan 63 g de LJZD por día. De acuerdo con la fórmula de conversión de la dosis experimental de medicamentos en ratones y humanos, la dosis experimental equivalente para ratones (mg / kg) = dosis humana (mg / kg) / peso corporal (60 kg) x 9,1, la dosis diaria de ratones fue de aproximadamente 9,6 g / kg.

1. Tratar el grupo de LJZD y 5-ASA con 0,1 ml/10 g de la solución preparada de LJZD y 5-ASA por sonda gástrica en la semana 7 y en la semana 15, respectivamente.
   1. Para la administración intragástrica en ratones, realice el siguiente procedimiento. Sostenga el mouse en la mano izquierda y en la mano derecha, sostenga el aparato de perfusión estomacal. Inserte la aguja de la jeringa en la boca y deslícela por la pared posterior de la faringe de los ratones. Deslízate por la faringe mientras los ratones tragan y continúa avanzando. Cuando haya una sensación de resistencia y la jeringa pueda introducirse en la faringe, saque la aguja y complete la inyección.
2. Trate el grupo de control y el grupo modelo con la misma cantidad de solución salina (consulte la tabla de materiales).
3. Tratar a los ratones de cada grupo con el fármaco adecuado una vez al día a la misma hora durante el período de administración.

4. Evaluación del modelo UC-CRC y eficacia de LJZD

1. Puntuación del índice de actividad de la enfermedad
   NOTA: De acuerdo con la Tabla 2, la puntuación del índice de actividad de la enfermedad (DAI) se evaluó combinando la pérdida de peso, la viscosidad fecal y el sangrado de las heces de los ratones.
   1. Registre el peso de los ratones diariamente desde el inicio de la alimentación adaptativa hasta el final del tratamiento farmacológico.
   2. Observe cuidadosamente la consistencia fecal de cada ratón experimental y registre las deposiciones como una de las tres afecciones: heces blandas normales y diarrea acuosa.
   3. Registre el sangrado fecal de los animales de experimentación como una de las tres afecciones: ausencia de sangrado, poco sangrado y sangre visible en las heces.
2. Detección del nivel de IL-6 en suero
   1. Trate a los ratones con LJZD o 5-ASA durante 9 semanas. Fije los ratones agarrando la piel del cuello del ratón con la mano izquierda y presionando suavemente la mesa experimental para tomar la posición de decúbito lateral. Corta los bigotes de los ratones con unas tijeras. Corta los bigotes de los ratones con unas tijeras con cuidado (ver Tabla de materiales) para evitar la contaminación de la sangre.
      NOTA: Los ratones que no podían moverse libremente se consideraban correctamente fijados. Si esto no sucede, los ratones deben ser reparados.
   2. Anestesiar al ratón mediante la inhalación de isoflurano al 2%. Esterilizar la piel alrededor del globo ocular con etanol (ver Tabla de Materiales). Presione suavemente la piel del ojo en el costado para que el globo ocular se congestione y sobresalga.
   3. Sujete el globo ocular con una pinza de codo y retire los globos oculares con precisión y rapidez. Deje que la sangre gotee en el tubo centrífugo (consulte la tabla de materiales). En el proceso, toque el corazón del mouse para acelerar la recolección de sangre.
   4. Mantenga la sangre recolectada a temperatura ambiente durante 30 minutos y centrifugue a 3.500 x g durante 10 minutos. Recoja el sobrenadante y detecte el nivel de IL-6 de acuerdo con las instrucciones del kit de detección de contenido de IL-6 (consulte la Tabla de materiales).
3. Separación del tejido colorrectal
   1. Sacrificar a los ratones después de la toma de muestras de sangre mediante la inhalación de isoflurano con sobredosis al 5% y dislocación cervical (ver Tabla de materiales) de acuerdo con la ética animal.
   2. Mantenga a los ratones en un entorno anatómico criogénico. Inmovilizar a los ratones en posición supina. Corta el vello de la parte inferior del abdomen con unas tijeras y esterilízalo con etanol.
   3. Pellizque el punto de intersección entre las dos raíces del muslo y la línea media abdominal con unas pinzas para los párpados (consulte la Tabla de materiales). Realice una incisión transversal de aproximadamente 1-1,5 cm con unas tijeras.
   4. Realice una incisión longitudinal a lo largo de la línea media del abdomen desde el punto medio de la incisión transversal hacia la apófisis xifoides.
   5. Retire los tejidos pericolorrectales en dirección al ano para separar el colorrecto del tejido circundante. Tenga cuidado de no dañar el colorrectal.
   6. Empuje la piel del abdomen hacia los lados para exponer completamente el colorrectal. Retire el colorrecto de la cavidad abdominal con pinzas de párpado y corte los segmentos desde el ano hasta el ciego (excluyendo); La longitud total es de unos 10 cm. Almacenar los tejidos colorrectales obtenidos en solución salina a 4 °C.
4. Evaluación de la longitud y el peso del recto
   1. Extraer la solución salina a 4 °C con una aguja de 5 ml (ver Tabla de materiales) para enjuagar el interior del colorrectal. Luego, coloque el colorrecto sobre papel absorbente para absorber la humedad del tejido.
   2. Pesa los tejidos colorrectales y luego colócalos en papel A4 para medir su longitud.
5. Medir el número de tumores en el colorrecto
   1. Corta el colorrecto a lo largo para desplegarlo completamente y observa el número y tamaño de los tumores en el colorrectal.
6. Análisis anatomopatológico del colorrecto
   1. Fijar el colorrecto en paraformaldehído al 4% durante 24 h. Incrustar el tejido rectal fijado en parafina fundida y seccionar continuamente con un espesor de 5 μm mediante un micrótomo de congelación de tejidos.
   2. De acuerdo con el procedimiento de Hou et ^al.24, desparafinar las secciones en xileno y luego deshidratarlas con concentraciones seriadas de etanol. Después de teñir con solución de hematoxilina durante 5 minutos, enjuague las secciones con agua pura. Después de eso, tiña con una solución de eosina al 0,5% durante 1 minuto (ver Tabla de materiales).
   3. Vuelva a realizar la deshidratación en gradiente y el tratamiento transparente con xileno. Sellar las secciones y observarlas bajo el microscopio óptico (ver Tabla de Materiales) y fotografiarlas, como lo describen Xie et al.25.
7. Análisis inmunohistoquímico del colorrecto
   1. Desparafinar y deshidratar las secciones de acuerdo con el método anterior. Reparar el antígeno en las secciones con la técnica de reparación térmica a alta presión, tal y como describe Gok et ^al.26.
   2. Remojar las secciones en bloqueadores de la peroxidasa endógenos a temperatura ambiente durante 15 min. Selle las secciones con suero de cabra (ver Tabla de Materiales).
   3. Añadir el anticuerpo primario ZO-1 (1:1000), Ocludin (1:1000) y KI67 (1:500; ver Tabla de Materiales) a las secciones e incubar durante la noche a 4 °C. Enjuague las secciones con tampón PBS (ver Tabla de Materiales), agregue anticuerpo secundario de propósito general (1:5000; ver Tabla de Materiales) e incube a 37 °C durante 30 min.
   4. Agregue la solución DAB (consulte Tabla de materiales) a las secciones para el desarrollo del color. Contratiñe las secciones con una solución de hematoxilina.
   5. Deshidratar, transparentar y volver a sellar las secciones. Observar la expresión de proteínas por el microscopio óptico.

La decocción de LJZD se preparó de acuerdo con la relación de composición de los fármacos en la Tabla 1 y el método de decocción de la MTC en la Figura 1A. De acuerdo con el punto de tiempo indicado en la Figura 1B, los ratones fueron inyectados intraperitonealmente con 1 mg/mL AOM en el7º día, y los ratones tuvieron libre acceso a agua potable que contenía 2% de DSS en la3ª,6ª y9ª semanas. El modelo de ratón UC-CRC se estableció con éxito en lasemana 15. Mientras tanto, los ratones fueron tratados con LJZD por sonda nasogástrica desde la semana 7 hasta la semana 15. Los datos mostraron que, en comparación con el grupo control, el grupo modelo de CCR-UC tuvo una pérdida de peso significativa, que se alivió con el tratamiento con LJZD (Figura 2A, P < 0,01). Al final del ensayo, el tratamiento con LJZD mejoró la puntuación del DAI en comparación con el grupo modelo de CCR-UC (Figura 2B). En comparación con el grupo control, el grupo modelo de CCR-UC tuvo una longitud colorrectal más corta, que se incrementó con el tratamiento con LJZD (Figura 2C, D, P < 0,01). La relación entre el peso colorrectal y el peso corporal refleja el desarrollo de CCR en ratones, y una relación más alta indica el desarrollo de tumores agudos27. En comparación con el grupo control, el índice de órganos colorrectales del grupo modelo aumentó significativamente, y el tratamiento con LJZD redujo en gran medida el índice de órganos colorrectales (Figura 2E, P < 0,05). Además, el tratamiento con LJZD también inhibió la formación de tumores colorrectales (Figura 2F, P < 0,01) y el nivel sérico de factor proinflamatorio IL-628 (Figura 2G, P < 0,05).

Los resultados anatomopatológicos confirmaron que, en comparación con el grupo control, los ratones del grupo modelo UC-CRC tenían tumores colorrectales más grandes y habían formado adenocarcinoma, mientras que el tratamiento con LJZD redujo el tamaño y el grado de los tumores (Figura 3). Los datos inmunohistoquímicos demostraron que el tratamiento con LJZD mejoró la función de barrera colorrectal en ratones modelo UC-CRC, como lo indica la expresión elevada de la proteína ZO-1 y Ocludin29 (Figura 4). Paralelamente, el tratamiento con LJZD suprimió los niveles de expresión proteica del marcador de cáncer KI6730 (Figura 4).

Figura 1: Preparación de LJZD y establecimiento de un modelo murino de cáncer de coloproctitis ( A) La mezcla de Dangshen (12 g), Baizhu (12 g), Gancao (6 g), Chenpi (12 g) y Ban Xia procesado con jengibre (9 g) se sumergió en 1000 mL de agua destilada a temperatura ambiente durante 1 h. Los 12 g de polvo de Fuling se remojaron en 300 ml de agua destilada a temperatura ambiente durante 1 h. La mezcla de las seis hierbas anteriores se cocidió a 100 °C durante 40 min. (B) En el día 7, los ratones C57BL/6J fueron inyectados intraperitonealmente con 1 mg/mL de OMA. A los ratones se les administró agua que contenía un 2% de DSS ad libitum en la3ª,6ª y9ª semanas. De 7 a 15 semanas, a los ratones se les administró LJZD por sonda nasogástrica. Abreviaturas: AOM, azometano; DAI: índice de actividad de la enfermedad; DSS: sulfato de dextrano sódico; LJZD, Decocción de Liujunzi; w, semana. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Evaluación del modelo de CCR-UC y eficacia de LJZD. (A) LJZD mejoró el peso corporal en ratones modelo UC-CRC. (B) LJZD alivió las puntuaciones de DAI en ratones modelo UC-CRC. (C, D) La LJZD aumentó la longitud del colorrecto en ratones modelo UC-CRC. (E) LJZD redujo el índice orgánico del colorrecto en ratones modelo UC-CRC. (F) LJZD inhibió la tumorigénesis colorrectal en ratones modelo de cáncer de coloproctitis. (G) LJZD suprimió el nivel sérico de IL-6 en ratones modelo UC-CRC. #P< 0,05 y ##P< 0,01, en comparación con el grupo control; *P < 0,05 y **P< 0,01, en comparación con el grupo modelo. Los datos se expresaron como media ± desviaciones estándar (n=10) y se analizaron mediante análisis de varianza de una vía (ANOVA) seguido de la prueba de Tukey. P < 0,05 indicaron una diferencia estadísticamente significativa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Evaluación de las características patológicas de los tejidos colorrectales en ratones mediante tinción con hematoxilina-eosina. No hubo daño patológico en el grupo control. El tejido tumoral del grupo modelo de CCR-UC era grande y había formado adenocarcinoma y neoplasia de grado alto, mientras que el grupo de tratamiento con LJZD tenía tejido tumoral reducido acompañado de una pequeña cantidad de adenoma local y neoplasia de grado bajo. La flecha negra representa la glándula tumoral displásica precancerosa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Efecto de LJZD sobre la función de barrera colorrectal y el marcador de cáncer en ratones modelo UC-CRC. (A) Imágenes inmunohistoquímicas de ZO-1, Ocludina y KI67. (B) Resultados estadísticos de la expresión proteica de ZO-1, Ocludina y KI67. El tratamiento con LJZD aumentó la expresión de las proteínas funcionales de barrera colorrectal ZO-1 y Ocludina, mientras que disminuyó el nivel del marcador de cáncer KI67 en ratones modelo UC-CRC. ## P < 0,01, en comparación con el grupo control; ** P < 0,01, en comparación con el grupo modelo. Los datos se expresaron como media ± desviaciones estándar (n=10) y se analizaron mediante análisis de varianza de una vía (ANOVA) seguido de la prueba de Tukey. P < 0,05 indicaron una diferencia estadísticamente significativa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Composición y proporción de fármacos en LJZD.

Tabla 2: Puntuación del índice de actividad de la enfermedad para el modelo UC-CRC en ratones.

Los autores no tienen nada que revelar.